Методическая статья

Напряжение чувствительные краски Запись с аксонов, дендритов и дендритных шипиков отдельных нейронов в срезах мозга

DOI:

10.3791/4261

⸱

29 ноября 2012 г.

 ,  , 
1Department of Cellular and Molecular Physiology, Yale University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Методом визуализации для мониторинга изменений мембранного потенциала с суб-микронных пространственных и суб-миллисекунды временное разрешение описано. Методика, основанная на лазерном возбуждении напряжение чувствительных красителей, позволяет измерять сигналы в аксонов и аксонов залогов, терминал дендритных ветвей и отдельных дендритных шипиков.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Понимание биофизических свойств и функциональной организации отдельных нейронов, а также механизмов обработки ими информации, имеет фундаментальное значение для понимания принципов работы мозга. Основной функцией любой нервной клетки является обработка электрических сигналов, обычно поступающих из нескольких источников. Электрические свойства нейрональных отростков чрезвычайно сложны, динамичны и, в общем случае, их невозможно предсказать без детальных измерений. В идеале для получения таких данных необходимо иметь возможность мониторинга подпороговых событий в нескольких точках по мере их распространения от мест возникновения на нейрональных отростках и их суммации в определенных областях, влияющей на инициацию потенциала действия. Эта цель не была достигнута ни для одного нейрона из-за технических ограничений методов измерения с использованием электродов. Чтобы преодолеть этот недостаток, весьма желательно дополнить метод патч-кламп методами визуализации, которые позволяют проводить обширную параллельную регистрацию сигналов из всех частей нейрона. Здесь мы описываем такой метод — оптическую регистрацию переходных процессов мембранного потенциала с помощью органических вольт-чувствительных красителей (Vm-визуализация), характеризующийся субмиллисекундным и субмикрометровым разрешением. Наш метод основан на новаторских работах по вольт-чувствительным молекулярным зондам 2. Многие аспекты исходной технологии непрерывно совершенствовались на протяжении нескольких десятилетий 3, 5, 11. Кроме того, в предыдущих работах были задокументированы две важные характеристики Vm-визуализации. Во-первых, сигналы флуоресценции линейно пропорциональны мембранному потенциалу во всем физиологическом диапазоне (от -100 mV до +100 mV; 10, 14, 16). Во-вторых, введение в нейроны используемого здесь вольт-чувствительного красителя (JPW 3028) не вызывает заметных фармакологических эффектов. Зафиксированное расширение спайка при введении красителя является полностью обратимым 4, 7. Кроме того, экспериментальные данные показывают, что можно получить значительное количество (до сотен) записей до появления каких-либо заметных фототоксических эффектов 4, 6, 12, 13. В настоящее время мы используем превосходную яркость и стабильность лазерного источника света на почти оптимальной длине волны для максимизации чувствительности метода Vm-визуализации. Текущая чувствительность позволяет проводить многоточечную оптическую регистрацию переходных процессов Vm во всех частях нейрона, включая аксоны и коллатерали аксонов, терминальные ветви дендритов и отдельные дендритные шипики. Полученная информация о взаимодействиях сигналов может быть проанализирована количественно, а также представлена в виде видеозаписи.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Настройка оборудования

Шаг 1.1. Настройка изображения

Ключ к записи напряжения чувствительных сигналов красителя соответствующей конструкции установки. Мы используем прямой микроскоп (Olympus BX51WI или Zeiss AxioExaminer) оснащен тремя камерами. Установка предназначена для освещения отдельных нейронов в срезах мозга при возбуждении светом в эпи-флуоресценции, широкое поле микроскопа режиме, используя любой Nikon 60X/1.0 НС или Zeiss 63X/1.0 НС воды погружения цели. Наши микроскопы крепятся к столу виброизоляции и оснащена моторизованной этапах подвижные. Каждый микроскоп оснащен тремя портами камеры. Один порт камеры имеет стандартную высоким пространственным разрешением ПЗС-камеры для инфракрасной DIC видео-микроскопия (IR-1000, Dage MTI, США). Второй порт камеры быстрого сбора данных камер (до 20 кГц, частота кадров) с относительно низким пространственным разрешением (80 х 80 пикселей), но выдающимся динамическим диапазоном (14 бит) и исключительно низкий читатьшум (NeuroCCD-SM, RedShirtImaging LLC, Атланта). Третий порт Камера имеет ПЗС-камера с высоким пространственным разрешением (PixelFly, 1392x1024 пикселей; PCO AG, Германия), установленный на вращающемся диске-конфокальный сканер (CSU-10, Yokogawa, Япония) используется для сбора Z-стеки конфокальной изображения для подробные морфологические реконструкции окрашенные клетки. С удвоением частоты с диодной накачкой Nd: YVO4 лазер непрерывного излучения (400 мВт), излучающий на длине волны 532 нм (MLL-III/400 мВт; CNI, Чанчунь, Китай) является источником возбуждения светом. 2 мм в диаметре лазерного луча закрытом заслонкой (LS6; Vincent Associates) направлена ​​на световод, соединенный с микроскопом через один порт эпифлуоресцентной конденсатора (ДО Photonics GmbH, Gräfelfing, Германия) предназначен для переполнять назад апертурой Цель и обеспечить практически равномерное освещение плоскости объекта. Лазерное излучение используется вместо обычной ксеноновой дуговой лампы, чтобы максимизировать чувствительность V м-изображений путем: (1) использование монохроматического бывшихЦитата свет в красном крыле спектра поглощения максимально V м чувствительность красителя 9, 10 и (2) увеличение интенсивности возбуждающего света за уровень, что может быть достигнуто путем дуговой лампы. Возбуждающего света нашло отражение в подготовке дихроичного зеркала с центральной длиной волны 560 нм и записанные света флуоресценции пропускают через 610 нм барьер фильтр (Schott RG610). Совокупный эффект от увеличения интенсивности света и использования вблизи оптимальных длин волн монохроматического возбуждения было резкое улучшение в чувствительности напряжения изображений с коэффициентом около 50 по сравнению с предыдущими измерениями 6.

Шаг 1.2. Настройте для равномерного освещения

Использование флуоресценции стандартный слайд (зеленый возбуждения / красного излучения). Вставьте соответствующие фильтры нейтральной плотности на пути лазерного луча, так что ПЗС не насыщен. Фокус целью на поверхностьслайда. Отрегулируйте положение приемном конце кварцевого световода перед целью запуска лазера, и отрегулируйте положение выходного конца света руководство прилагается к микроскопу с помощью соответствующих приводов на флуоресценции конденсатора для достижения центру и равномерное освещенность поля зрения.

Шаг 1.3. Определить колебательных шума

Нанесите небольшое черное пятно краски на поверхность флуоресценции слайд. Запись интенсивности света с NeuroCCD в непрерывном режиме записи. Фокус цель на темном краю черной меткой чернила. Запись интенсивности света в течение 100 мс при 2 кГц частотой кадров. Отображение пространственных средних дробной интенсивность света следы (f / F) от ~ 20 пикселей получения света от равномерно освещенные области и от ~ 20 пикселей по краю чернилами знак. Избыточный шум в записях из пикселей с высокими краями отличие отражает колебательные шума всистемы.

Шаг 1.4. Виброизоляция

Он является обязательным для снижения вибрации с помощью вибрации изоляция таблице ниже уровня дробового шума при интенсивности света сравнима с экспериментальными условиями записи. Настройте таблицу виброизоляции, пока вибрационного шума по интенсивности света из пикселей покрытие резкий край изображения незначительны. Ни один из оборудования с движущимися частями (механические жалюзи, вентиляторы) может быть установлен на столе. Кабели от оборудования на таблице, прилагаемой к другим компонентам, которые не изолированы от вибрации должны быть свободными, чтобы они не передают механические колебания в микроскоп.

2. Выбор соответствующего нейрона для V м-Imaging

Шаг 2.1. Выбор нейронов

Сделать срезах мозга в соответствии со стандартными процедурами. Используйте мышь линии выражения EGFP в отдельных нервных клеток япроценты. С вращающийся диск конфокальной системы, визуализировать EGFP помечены нейронов в срезе. Выберите нейронов V м-изображений с неповрежденными дендритных / аксональной деревьев, а также с процессами параллельно и близко к поверхности среза. Это не может быть достигнуто в мышей дикого типа, потому что аксоны и дендриты тонкий, по большей части, не видны в режиме DIC микроскопии.

3. Загрузка нейронов с напряжением чувствительной краски

Шаг 3.1. Заполнение патч пипетки

Заполните пипетки стеклянные патч от кончика с красителем свободного внутриклеточного решения путем применения отрицательного давления в течение примерно 15 с до 2/3 от электродов конус. Красителя бесплатное решение на кончике необходимо для предотвращения разлива красителя на срез, что увеличивает фоновой флуоресценции и резко снижает отношение сигнал-шум. Вернуться заполнения электрода с раствором, содержащим напряжение мембраны impermeant чувствительной краситель растворяется JPW3028В внутриклеточных решение (0,8 мм).

JPW3028, самый успешный напряжение зонда для внутриклеточных приложений, является вдвойне положительно заряженный аналог ANEP серии липофильных стириловых красителей, что еще достаточно растворимы в воде, которые будут использоваться для микроинъекции. Ди-этиловый аналог этого красителя имеет практически идентичные характеристики (в том числе напряжения чувствительность) и доступен в продаже как JPW1114 (см. Таблицу 1). Мы готовим 20 мМ маточного раствора в дистиллированной H 2 O. 50 мкл аликвоты раствора хранятся замороженными при -20 ° C. Для окончательной концентрации красителя 0,8 мм, 2 мкл раствора растворяют в 50 мкл внутриклеточных решение на день эксперимента. Раствора красителя является стабильной и может храниться при комнатной температуре в течение нескольких месяцев. Таким образом, мы сохраняем один 50 мкл при комнатной температуре, пока не будет израсходован.

Шаг 3.2. Создание гига-уплотнение быстро

Patch ранее выбранного нейрона и обеспечить свободный диффузии красителя из пипетки патч соматических к сому в цельноклеточной конфигурацию 20-45 мин. Важно, чтобы получить печать как можно быстрее, так что количество красителя без решения на кончике может быть небольшим. Начните с практикует быстрые исправления без красителя в электроде. Далее, исправления практики и загрузки нейронов с красителем с целью использования минимального количества красителей бесплатное решение на кончике без загрязнения окружающей ткани. С практикой, можно установить уплотнение в течение 1-2 мин.

Шаг 3.3. Контроль за уровнем окрашивания

Во время красителя диффузии в цельноклеточной конфигурации, мониторинг физиологического состояния нейронов путем регистрации вызванных потенциалов действия в текущем зажим режиме. Кроме того, следить за количеством окрашивания, записывая отдыха интенсивности света (RLI) из клетки сомы с частотой кадров от 2 к Гц, а на долю от полной интенсивности света регулируется с фильтры нейтральной плотности (мы используем 0,04% от интенсивности лазерного излучения от 400 мВт лазер). Продолжить процесс загрузки красителя, пока потенциал действия начинает расширяться, как правило, после 20-40 минут, в зависимости от размера электрода и сопротивления.

Расширение шипованные полностью обратимо и, скорее всего, из-за емкостной нагрузки эффект насыщенного концентрации красителя в мембране соматической. Форма волны всплеска полностью восстановлен после концентрации красителя находится в равновесии по всему нейрону.

Шаг 3.4. Снимите красителя электрода

В конце периода окрашивания, осторожно потяните за патч пипетки от сомы в напряжении конфигурации зажим обеспечения того, чтобы переход от целых клеток для выезда за пределы патч конфигурации достигается в процессе.

Шаг 3.5. Подождите, пока краска диффузии

ных "> Инкубируйте кусочек для дополнительного 1.5-2 часа при комнатной температуре, чтобы обеспечить напряжение чувствительных красителей распространяться в нейронных процессов. после значительного количества красителя диффундирует от сомы в дендритные и аксональной процессов, форма волны AP полностью восстанавливается.

4. Оптической записи

Шаг 4.1. Выбор сотового отсека для работы с изображениями

Найдите сомы окрашенных нейронов при низком уровне света флуоресценции и вновь патч нейрона со стандартной (без красителей) патч электрода ОПК. Визуализируйте нейронных процессов при низком уровне освещенности при частоте кадров 10-40 Гц в режиме непрерывной записи CCD для напряжения изображений. Уменьшить уровень света фильтры нейтральной плотности до минимума, необходимого для визуализации объектов, представляющих интерес. Мы используем 0,01% из 400 лазерных мВт при позиционировании окрашенных нейронов. Использование этапе XY, положение нейронных процессов интереса к тОн середине площадь изображения. Защита сомы от возбуждения света, используя частично закрыта диафрагма поля остановки микроскопом. Защитные сомы от света высокой интенсивности возбуждения позволит значительно снизить фотодинамической повреждений во время записи.

Шаг 4.2 Запись оптических сигналов, связанных с мембранный потенциал переходных

Запись оптических сигналов, связанных с backpropagated точек в отдельных дендритных ветвей. Запись оптических сигналов, связанных с точками доступа в аксон. Запись оптических сигналов, связанных с backpropagating точек доступа в дендритных шипиков. Используйте кадров подходят для точного восстановления формы сигнала и сохранить записи периодов и воздействия света высокой интенсивности возбуждения как можно короче, чтобы минимизировать отбеливания красителя и фотодинамической повреждения. Например, рассматривая последовательность зарождения и распространения одной потенциалов действия в аксон требует записи периодов 5-10 мс. Возбуждение интенсивности светати во время записи является компромиссом между сигнал-шум с одной стороны, и степень обесцвечивания красителя и фотодинамической повреждения, с другой стороны. Мы используем 100% интенсивностью 400 мВт лазер в записи с длинными участками аксонов, когда площадью 300 мкм в диаметре горит. При возбуждении светом сосредоточено до 30 мкм диаметром область дендритных визуализации позвоночника, мы используем 10-25% от интенсивности лазерного излучения. Необходимая продолжительность записи является важным фактором, определяющим оптимальный интенсивности возбуждающего света; более короткие периоды записи позволяют высокой интенсивности света. Оптимальная интенсивность освещения лучше всего определяется эмпирически для каждого препарата и измерения параметров.

5. Анализ данных

Шаг 5.1. Исправьте исходные данные для известных ошибок

Анализ и отображение данных проводились с использованием NeuroPlex программы (RedShirtImaging), написанный в IDL (ITT Visual Information Solutионы, Боулдер, штат Колорадо) и пользовательские Visual Basic процедуры. В условиях низкого уровня освещения, фоновой флуоресценции становится важным определяющим фактором f / F сигнала размера. Исходные данные впервые были исправлены этого эффекта путем вычитания средней интенсивности флуоресценции фон определяется из неокрашенных области на срезе. Впоследствии, программное обеспечение сигнал выравнивания была использована для корректировки временных джиттера в AP инициирования, а также для возможных мелких движений препарата во время усреднения. В височной области, А. П. сигналы были выровнены по взаимной корреляции электрически записанные точек в каждом испытании на опорный сигнал приобрел в начале усреднения (рис. 1b). В пространственной области изображения были выровнены в двух измерениях автономный образ кросс-корреляцию, чтобы компенсировать возможные небольшие боковые движения препарата. Правильная фокусировка изображения в Z-измерении была проверена до каждого отдельного судебного разбирательства; маленький л коррективы часто были необходимы. Пространственном и временном соответствие сигналы были усреднены, как показано на рисунке 1b. Медленные изменения в интенсивности света из-за обесцвечивания красителя были исправлены путем деления данных по соответствующим двойной экспоненциальной функции, полученные от записи испытания, не стимуляции (рис. 1b). Форма волны сигнала AP был реконструирован из набора точек данных, использующие кубический сплайн интерполяции, кусочно-непрерывная кривая, проходящая через каждую точку данных. Чтобы убедиться, что напряжение чувствительных красителей сигнала отслеживает мембранный потенциал без существенных искажений в масштабе времени миллисекунды, электрический сигнал AP от сомы был по сравнению с оптического сигнала AP из соседнего холма аксона, как показано на рисунке 3b. Два сигнала накладывать очень тесно, что позволяет дробовых шумов в оптической записи.

les/ftp_upload/4261/4261fig1.jpg "/>
Рисунок 1. Анализ данных (анимация). (A) Верхняя панель: высокое разрешение конфокальной изображения окрашенных нейронов с аксона в положение записи. Запись электрод прикреплен к сому и внеклеточной стимулирующий электрод рядом с базальных дендритов схематически. Действие потенциалов, вызванных внеклеточным, синаптической стимуляции. Нижняя панель: низкое пространственное разрешение изображения флуоресценции аксона получены CCD используется для V м томография (B) Электрод записи из сома (черные следы), оптической записи с AIS (красные следы), а из узлов Ранвье (зеленые следы). . Топ следы: исходные данные из 9 исследований показывает временной джиттер в AP посвящения. Второй ряд следов: временно соответствие сигналов. Третий ряд следов: усредненный сигнал. Четвертый ряд следов: отбеливатель коррекции. Нижний следы: кубический сплайн-интерполяции с одним проходом временное сглаживание.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Успешное конфокальной микроскопии должно позволить четкое определение интактного нейронных процессов, которые близки к поверхности среза и расположены в одной плоскости фокуса. Выбор нервных клеток, которые используются для визуализации напряжения до напряжения чувствительных красителей нагрузки является критической. Например конфокальной изображения L5 пирамидальные нейроны, экспрессирующие EGFP в корковых срез (Crym трансгенных мышей линии) показаны на рисунке 2. Аксоны отдельных нейронов, четко видны...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье описывается напряжения чувствительных красителей метод записи для мониторинга электрической активности отдельных нейронов с суб-микронных и суб-миллисекунды пространственно-временного разрешения. Лазерное возбуждение при почти оптимальной длины волны (относительно сигнала размера) улучшилась чувствительность записи на коэффициент ~ 50 по сравнению с предыдущими подходами. В настоящее время чувствительность позволяет контролировать электрические сигналы от всех частей отдельных нейронов, в том числе дендрит...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Деян Zecevic заявляет, что он является совладельцем RedShirtImaging LLC., Компания, специализирующаяся на высокой скорости, низкий уровень шума ПЗС-камеры, используемые в вольт-чувствительных красителей записи. Все другие авторы сообщают об отсутствии финансовых интересов или потенциальных конфликтов интересов, связанных с текущим исследования.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарны нашим сотрудникам Кнут Холтофф, Артур Konnerth и Марко Canepari, которые участвовали в начальном развитии этой техники, а также Лесли М. Лоев за любезно предоставленные красителей. Поддерживается NSF гранта IOS-0817969, NIH гранты NS068407 и M136043 и Кавли Институт неврологии Йельского университета.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Имя компонента Компания Номер в каталоге Комментарии (по желанию)
Установка компонентов
Вертикальный микроскоп Olympus Инк BX51WI С тремя портами камеры
Моторизованный Подвижные стадии Siskiyou MXOPi.2
Флуоресценции конденсатора для Olympus BX51 TILL Photonics 0000-560-11659
Вертикальный микроскоп Carl Zeiss, ООО AxioExaminer D1 С тремя портами камеры
Моторизованный верхней пластины Scientifica ограниченной ПОМП
Флуоресценции конденсатора для Zeiss AxioExaminer TILL Photonics
Сбор данных камер RedShirtImaging ООО NeuroCCD-SM Высокая скорость, низкий уровень шума чтения
CCD ИК-DIC Dage-MTI IR-1000
Прядильной диск конфокальной сканер Yokogawa CSU-10
Высокое пространственное разрешение CCD на конфокальный сканер PCO AG PixelFly 1392x1024 пикселей
DPSS непрерывного лазера (532 нм) CNI Optoelectronics Tech. , Ltd MLL-III-532 400mW Источник света возбуждения
Multi-Mode волоконно Launcher Siskiyou SM-ФТ
Световод ДО Фотосетевые адаптеры 0000-515-11524
Затвор Vincent Associates LS6
Таблица виброизоляции Минус к технологиям MK26
Специальные реагенты
Ди-2-ANEPEQ (JPW 1114) Life Technologies D-6923 Напряжение чувствительных красителей
Crym-EGFP линии мышей GENSAT (MMRRC) БЕЗ Tg (Crym-EGFP) GF82Gsat/Mmcd Редким выражения EGFP в слое 5 корковых нейронов

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bischofberger, J., Engel, D., Li, L., Geiger, J. R., Jonas, P. Patch-clamp recording from mossy fiber terminals in hippocampal slices. Nature Protocols. 1, 2075-2081 (2006).
  2. Cohen, L. B., Salzberg, B. M. Optical measurement of membrane potential. Ann. Rev. Neurosci. 1, 171-182 (1978).
  3. Cohen, L. B. Historical overview and general methods of membrane potential imaging. Membrane Potential Imaging in the Nervous System. Canepari, M., Zecevic, D. , Springer Neuroscience. New York. (2010).
  4. Canepari, M., Djurisic, M., Zecevic, D. Dendritic signals from rat hippocampal CA1 pyramidal neurons during coincident pre- and post-synaptic activity: a combined voltage- and calcium imaging study. J. Physiol. 580, 463-484 (2007).
  5. Canepari, M., Popovic, M., Vogt, K., Holthoff, K., Konnerth, A., Salzberg, B. M., Grinvald, A., Antic, S. D., Zecevic, D. Imaging submillisecond membrane potential changes from individual regions of single axons, dendrites and spines. Membrane Potential Imaging in the Nervous System. Canepari, M., Zecevic, D. , Springer Neuroscience. New York. (2010).
  6. Djurisic, M., Antic, S., Chen, W. R., Zecevic, D. Voltage imaging from dendrites of mitral cells: EPSP attenuation and spike trigger zones. J. Neurosci. 24, 6703-6714 (2004).
  7. Holthoff, K., Zecevic, D., Konnerth, A. Rapid time-course of action potentials in spines and remote dendrites of mouse visual cortical neurons. J. Physiol. 588, 1085-1096 (2010).
  8. Kole, M. H. P., Letzkus, J. J., Stuart, G. J. Axon initial segment Kv1 channels control axonal action potential waveform and synaptic efficacy. Neuron. 55, 633-647 (2007).
  9. Kuhn, B., Fromherz, P., Denk, W. High sensitivity of Stark-shift voltage-sensing dyes by one- or two-photon excitation near the red spectral edge. Biophysical J. 87, 631-639 (2004).
  10. Loew, L. M. Design and characterization of electrochromic membrane probes. J. Biochem. Biophys. Method. 6, 243-260 (1982).
  11. Loew, L. Design and use of organic voltage sensitive dyes. Membrane Potential Imaging in the Nervous System. Canepari, M., Zecevic, D. , Springer Neuroscience. New York. (2010).
  12. Palmer, L. M., Stuart, G. J. Site of action potential initiation in layer 5 pyramidal neurons. J. Neurosci. 26, 1854-1863 (2006).
  13. Popovic, M. A., Foust, A. J., McCormick, D. A., Zecevic, D. The spatio-temporal characteristics of action potential initiation in layer 5 pyramidal neurons: a voltage imaging study. J. Physiol. 589, 4167-4187 (2011).
  14. Ross, W. N., Salzberg, B. M., Cohen, L. B., Grinvald, A., Davila, H. V., Waggoner, A. S., Wang, C. H. Changes in absorption, fluorescence, dichroism, and birefringence in stained giant axons: optical measurement of membrane potential. J. Membr. Biol. 33, 141-183 (1977).
  15. Shu, Y., Duque, A., Yu, Y., Haider, B., McCormick, D. A. Properties of action potential initiation in neocortical pyramidal cells: evidence from whole cell axon recordings. J Neurophysiol. 97, 746-760 (2007).
  16. Wu, J. -Y., Cohen, L. B. Fast multisite optical measurement of membrane potential. A practical guide to technology for quantitative real-time analysis. Mason, W. T. , Academic. New York. 389-404 (1993).
  17. Yuste, R. Dendritic Spines. , MIT Press. (2010).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

JPW 3028

Похожие статьи