Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Интубации трахеи у мышей

32.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/50269

⸱

5 апреля 2014 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Medical and Research Services, VA San Diego Healthcare System, 2Department of Medicine, University of California, San Diego, 3School of Medicine, University of California, San Diego

В этой статье

Краткое содержание

Мы разработали простой, надежный и относительно недорогой метод для интубации трахеи у мышей через прямой ларингоскопии с использованием отоскоп с 2,0 мм зеркалах. Этот метод атравматичность и могут быть использованы для повторных измерений в хронических экспериментах. Мы находим его превосходит трахеостомии или ранее сообщалось нехирургических методов.

Аннотация

Мыши, как дикого типа и трансгенные, являются основной модели млекопитающих в биомедицинских исследованиях себе. Интубации и механической вентиляции необходимы для целых экспериментах на животных, которые требуют хирургического вмешательства под глубокими анестезии или измерений функции легких. Трахеостомия был стандартный для интубации дыхательных путей у этих мышей, чтобы искусственной вентиляции легких. Оротрахеальная интубация сообщалось, но не был успешно используется во многих исследованиях из-за существенного технической сложности или требования для узкоспециализированной и дорогостоящего оборудования. Здесь мы сообщаем методику прямой ларингоскопии с использованием отоскоп оснащенный 2,0 мм зеркалах и с помощью 20 G внутривенный катетер как эндотрахеальной трубки. Мы использовали эту технику широко и надежно интубировать и провести точные оценки функции легких у мышей. Этот метод доказал сейф, практически без потери животных в опытных руках. Более того, этот методмогут быть использованы для повторных исследований мышам в хронических моделей.

Введение

Лаборатория мыши вытеснил практически все виды, как основной модели млекопитающих биологии и патобиологии. Лаборатория мыши самый маленький вид млекопитающих, который был четко и подробно показаны свою ценность в качестве модели заболеваний человека и оказывается очень полезной в достижений нашего понимания человеческой биологии и болезней. Короткое время беременности и существенно более низкая стоимость позволило разработать и изучение нулевых и трансгенных мышей в качестве банального инструмента в биомедицинских исследованиях. Тем не менее, размер средней лабораторных мышей (20-25 г) ограничивает их исследование в исследованиях физиологически или хирургическим основе и, следовательно, некоторые исследователи изучают крупных видов млекопитающих. Препятствием для использования мышей в этих исследованиях является трудность с методами интубации, которые позволили бы физиологические измерения или обширные хирургические процедуры под глубоким наркозом. Трахеостомия 1 был использован в качестве стандартной тэchnique вместо интубации из-за большей простоты выполнения этой техники и скромный мастерство требуется. Тем не менее, трахеостомия не способствует хронических или восстановления исследований хирургии; Таким образом, оно ограничено острых опытах. Трахеостомия также может быть смешанным переменной в исследовании, в котором воспаление или чувствительные физиологические рефлексы важны.

Наша лаборатория попробовали большинство из методов, описанных другими исследователями и нашли их недостаточными для целого ряда причин. Трахеостомия слишком травматично и индуцирует кровотечение и воспаление дыхательных путей. Гораздо более проблематичным в том, что она не может быть реально повторяется. Многие относительно неинвазивные методы, которые требуют скромный инвестиций в оборудование, не являются достаточно надежными. Другие методы требуют дорогого оборудования, которое трудно оправдать, не зная, если оборудование будет работать в конкретном приложении. Таким образом, мы стремились разработать нетравматического технику, которая не требуется не больше тHan скромные инвестиции в специализированном оборудовании, может быть достигнуто быстро и надежно, может быть повторен при хронических моделей, и может быть использован в большом количестве животных. Здесь мы сообщаем такую ​​технику.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Подготовка животных

  1. Получить мышей, возраст которых превышает 8 недель и более 20 г (мелкие мыши могут быть интубировали экспертом).
  2. Анестезия
    1. Введите мышей с 20 мг / кг, каждый, кетамина и ксилазина внутрибрюшинно в качестве наркоза. (Эта доза недостаточна, чтобы полностью обезболить мышь, но облегчает обеспечения безопасности при передаче, после интубации, к искусственной вентиляции легких.) Тем не менее, корректировка доз может потребоваться в соответствии с анестезиологической ответ в консультации с институциональной ветеринара.)
    2. Анестезии у мышей с 3,5% изофлуран / кислорода в индукции камеры для 90-120 сек.
    3. Тщательно соблюдать частоту дыхания. Следует замедлить постепенно не менее чем на 45 ударов в минуту.

2. Подготовка к интубации

  1. Отключив мышь от индукции камеры и загривок плотно.
  2. Используйте мягкими тонкий пинцет в Гентлы расширить язык изо рта.
  3. Поддерживать расширение языка, удерживая язык между двумя пальцами и применения нежный силу.
  4. Потяните мышь вверх на зеркалах в отоскопа с вертикальным движением.
  5. Посмотрите в окуляр на отоскопа а scruffing плотно и потяните мышь вверх нежно языка и за шкирку.
  6. Внимательно следите за голосовыми связками. Они должны быть хорошо видны в это время. Laryngis Aditus (структура отверстие гортани) следует искать относительно белого цвета. Там должно быть движение шнуров с каждым дыханием. Если кабели не движется или плохо визуализируется, повернуть животное слегка и осторожно гиперэкстензии шеи.
  7. С доминирующей рукой, удерживая 20 г, 1 в катетер с 1 см длины трубки ПЭ10, проходящей через кончике катетера, как карандаш и вставить его в сторону рефлектора. Трубка ПЭ служит стилет или Бужи.
  8. Направьте ПЭ10 TUBIнг (стилет) через голосовые связки и продвинуть катетер 20 G (эндотрахеальной трубки) в течение трубки PE до ступицы находится на уровне нижнего резца. Удалить этот стилет быстро.
  9. Аккуратно животное прочь зеркалах и проверить положение трубки, поместив животное на механической вентиляции легких при непрерывном 2% изофлуран для поддержания общей анестезии в течение всего эксперимента. Визуализация выдыхаемом воздухе (пузыри), проходящие через PEEP ловушку для подтверждения интубации. Хотя интубация пищевода может привести к несколько пузырьков, это не будет столь выраженным или как согласуется с интубации трахеи. Кроме того, наблюдается трассировку давление в дыхательных путях для отрицательных отклонений (рис. 1). Это подтверждает, правильное размещение трубки. Кроме того, место небольшое количество воды в IV труб и подключение его к ET трубки. Проверка движение и от мыши с дыханием 2. В случае пищевода интубации, рдав ления трассировка покажет значительно более высокие давления и никаких негативных отклонений. Хотя в конце выдоха СО2 было бы полезно, технически это было бы очень сложно, учитывая небольшие дыхательные объемы (~ 200 мкл) и оборудование, чтобы сделать это будет очень дорого. Простые методы, описанные в полной мере достаточно и гораздо дешевле. Если изофлуран анестезии не доступна, все процедуры могут быть проведены с использованием кетамина 80-120 мг / кг в сочетании с ксилазина 10-20 мг / кг в течение общей анестезии.

3. Альтернативная Техника: Прямая Ларингоскопия с техникой отоскопом будет использовано Легко для других целей, в основном для прямого закапывания исследовательских веществ в легкие.

  1. Анестезии у животных с только изофлураном для этой процедуры на уровне 3,5% для 90-120 сек в индукции камеры.
  2. Scruff животного плотно у основания черепа и расширить язык нежнос тонким пинцетом.
  3. Держа язык мягко потяните животное прямо на зеркалах (немодифицированные), пока животное не может быть подтянут дальше.
  4. Голосовые связки могут быть визуализированы чаще всего этим методом в одиночку, но повернуть животных и гипер-продлил шею, чтобы привести их в полный рост.
  5. Авансовые гель-загрузкой пипетки, содержащий instillate к голосовой щели и привить жидкость. Поскольку зеркало делает печать с глотки мышь будет аспирации любой остаточной жидкости, которая не проходит через шнуры. Это легко проверяется rhonchorous звучит мышь в настоящее время составляет при дыхании, пока жидкость полностью не распространяется в легких.
  6. Кроме того, подключать PE10 трубок в 0,5 мл шприц, содержащий 50 мкл жидкости с воздушным болюса за жидкости. Авансовые трубки PE тщательно через голосовые связки для 0,5 см и вытеснять содержимое в дыхательные пути медленно. Тем не менее, иногда травма нижних дыхательных путей происходит Uпеть эту технику без лучшего поставки образца.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Интубации с помощью данной методики является надежным и быстрым. Соответствующий размещение эндотрахеальной трубки наиболее легко проверить, наблюдая выдыхаемого газа пузырьков из затопленной выдоха контура вентилятора (как правило, в PEEP ловушку) и отрицательных отклонений на давление в дыхательных путях трассировки (рис. 1). Негативные отклонения по отслеживанию давление в дыхательных путях являются самыми надежными. Другие использовали движение небольшой капли жидкости в внутривенной трубки, подключ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом докладе мы опишем простой, надежный способ, чтобы интубировать мышей, что является нетравматическое и могут быть использованы повторно в том же животного. Эта техника может быть достигнуто с простой лаборатории или медицинского оборудования, которые можно приобрести за скромную сумму. Методика прямой ларингоскопии, первоначально сообщает Гастингс и его коллеги 4, также могут быть использованы для различных целей, но в основном точно поставить тест-веществ в нижних дыхательных путей. Мы нашли эту техник...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Благодарности

Заслуги Грант из Департамента по делам ветеранов и T32-HL098062 грант от NHLBI из Национальных Институтов Здоровья поддержала эту работу. Мы хотим благодарят за консультацией Рэндольф H. Hasting, MD, Ph.D. и советы и поддержку ветеринарной медицинской части В.А. Сан-Диего системы здравоохранения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Операционная головка отоскопаWelch Allyn21700$188.98
Ручка отоскопаWelch Allyn71000$112.20
Многоразовое зеркалоWelch Allyn22002$3.98
Тонкие щипцыMiltex18-779$107.18
Маленькая подставка для зажима для удержания отоскопа
Испаритель изофлурана (многоконтурный с вакуумной обработкой отходящих газов)Summit Medical$3,000
Flexivent (аппарат искусственной вентиляции легких для животных)SCIREQ$35,000
Катетер для внутривенного введения (20 G, 1 in)BD381233$9.62
Полиэтиленовая трубка (PE10) (0.011 in I.D., 0.024 in O.D.) 100 ftIntramedic, Clay-Adams427401$115.70
Кетамин 100 мг/мл (10 мл флакон)Butler23061$10.00
Ксилазин (флакон 100 мл)Vedco24105$20.00
Изофлуран (флакон 250 мл)$15.00
Векурония бромид 10 мг/10 млPfizerNDC 0069-0094-01$15.00

Ссылки

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
  2. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
  3. Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
  4. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
  5. Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
  6. Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
  7. Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
  8. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
  9. Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
  10. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  11. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
  12. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
  13. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
  14. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
  15. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  16. De Vleeschauwer, S. pI., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
  17. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
  18. Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Интубации трахеи у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.