Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Интрамиокардиальной сотовый поставки: Наблюдения в мышиных сердцах

13.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/51064

⸱

24 января 2014 г.

 ,  ,  , 
1Magdi Yacoub Institute, Imperial College London, 2National Heart and Lung Institute, Imperial College London, 3Australian Regenerative Medicine Institute, Monash University

В этой статье

Краткое содержание

Интрамиокардиальной доставка клеток в мышиных моделях сердечно-сосудистых заболеваний, таких как гипертония или инфаркта миокарда, широко используется для проверки терапевтический потенциал различных типов клеток в регенеративной исследований. Таким образом, подробное описание и четкое визуализация этой хирургической процедуры поможет определить пределы и преимущества сердечно-сосудистых клеток терапевтических анализов в мелких грызунов.

Аннотация

Предыдущие исследования показали, что доставка клеток способствует улучшение состояния сердечной функции по высвобождению цитокинов и факторов, которые увеличивают сердечную ткань реваскуляризации и выживаемость клеток. Кроме того, дальнейшие наблюдения показали, что специфические стволовые клетки, такие как сердечная стволовых клеток, мезенхимальных стволовых клеток и cardiospheres иметь возможность интеграции в окружающую миокарда путем дифференцирования в кардиомиоциты, клетки гладких мышц и эндотелиальных клеток.

Здесь мы представляем материалы и методы, чтобы надежно обеспечивают noncontractile клеток в стенки левого желудочка в immunodepleted мышей. Характерные этапы этого микрохирургической процедуры включают анестезии и инъекции обезболивания, эндотрахеальном интубации, разрез, чтобы открыть сундук и подвергать сердце и доставку клеток стерильной 30-иглы и точность микролитра шприца.

Обработка ткани, состоящий из сердца уборки, embeddiнг, секционирование и гистологическое окрашивание показало, что инъекции клеток интрамиокардиальной произведено небольшое повреждение в области эпикарда, а также в стенку желудочка. Noncontractile клетки были сохранены в инфаркт стенки с ослабленным иммунитетом мышей и были окружены слоем фиброзной ткани, вероятно, для защиты от сердечного давления и механической нагрузки.

Введение

Различные протоколы доставки клеток были протестированы в мышиных и крысиных моделей сердечно-сосудистых заболеваний с целью перевода эффективности, эффективности и безопасности этой экспериментальной процедуры на людях. В небольших грызунов сердца, интрамиокардиальной доставка клетка является наиболее подходящим способом доставки клеток 1,2, тогда как в сердца крысы антеградном 3 и 4 ретроградной инфузии интракоронарного клеток также могут быть использованы. Оба метода имеют ограничения и преимущества. Доставка сотовый через интракоронарного маршруту имеет теоретические преимущества по сравнению с прямой внутримышечной инъекции в продвижении глобального распространения клеток 3, но он также имеет риска причинения коронарной эмболии 3,5. Ограничения на интрамиокардиальной поставки связаны с механической травмы, острого воспаления и повреждения 6,7 инфаркта. В организме человека клетки для сердечной ремонта доставляются интрамиокардиальной инъекции через эндокардиальной или хирургического эпикардиальнойподойти или интракоронарного артериальной маршрут 8. Инъекции по transvascular маршрутов подходит у пациентов с острым инфарктом и реперфузии миокарда, но не может быть возможно в случае общего закупорки или плохого потока в сосудах, произведенное территории 9. Прямой впрыск в стенки желудочка по transendocardial или transepicardial инъекции технически возможно в зависимости от состояния здоровья пациента. Действительно, было показано, что этот метод является безопасным 10,11, хотя для инъекций transepicardial открытой хирургии грудной клетки необходимо и для transendocardial подходы электрофизиологического отображение для каждого пациента необходимо дифференцировать участки жизнеспособного ишемического миокарда или травмированной 9.

Важно отметить, что в исследованиях клеточной терапии выбор наилучшей соты для пересадки находится в стадии расследования. Краткосрочные анализы (4 недели), показали, что инъекции сердечных стволовых клеток определяется как cardiospheres 12 или боковой популяции клеток из костного мозга 13 индуцированной сердечной функциональное восстановление у мышей и крыс 14 15 моделей инфаркта миокарда путем уменьшения размера рубца и гибели клеток. Аллогенной трансплантации cardiospheres в крысиной инфаркта модели инфаркта без иммуносупрессии был признан безопасным, способствовало регенерации сердца, а также улучшение функции сердца через стимуляцию эндогенных механизмов репарации 15. Lin-/c-kit + взрослые клетки-предшественники в сердце было показано, что самообновлению, клоногенный и мультипотентны в пробирке и в естественных, и при введении в ишемического сердца крысы восстанавливали большие порции травмированной инфарктом стенки 16 и имел способность образовывать проводящую и промежуточного размера коронарной артерии 17. Эти многообещающие данные усилили фазу я и II клинические испытания на людях: инъекции аутологичных и аллогенных мезенхимальных стволовых клеток (МСК) 18, cardiospheres 19, или с-Kit положительные сердца стволовые клетки (CSC) 20 в ишемических человеческих сердец друг показал положительный эффект в сердечной функции в долгосрочных исследованиях. Тем не менее, обширные долгосрочные наблюдения и ретроспективный мета-анализ показал, что лечение стволовыми клетками дает значительное преимущество для некоторых пациентов, но не в других с диапазоном непредсказуемыми последствиями 21. Вполне возможно, что эти ограничения потребует конструкцию конкретных протоколов доставки клеток для каждого индивида и каждой болезни.

В мышей и крыс моделей, долгосрочные исследования показали, что инъекции клеток не дальнейшего улучшения сердечной функции (12 месяцев). В самом деле, прививки эмбриональных клеток, полученных кардиомиоцитов человеческих стволовых (чЭСК-КМ) были в значительной степени изолированы от принимающей миокарда слоем фиброзной ткани 22,23. Аналогичные результаты наблюдались после трансплантации интрамиокардиальной скелетных миобластов в сердце инфаркта у мышей 24. Furthermoповторно, долгосрочная способность аллогенных МСК сохранить функцию в инфарктом сердце было ограничено перехода от immunoprivileged к иммуногенной состоянии после дифференцирования 25.

Принимая во внимание проблемы и перспективы, изложенные выше, мы показываем здесь, как доставить клетки путем интрамиокардиальной инъекции в мышей. Заметим, что клетки без свойств сократительных кардиомиоцитов не связаны с принимающей миокарда и образуют сплоченную массу тонким фиброзной барьера. Хотя в некоторых случаях этот результат может быть выгодно, следующий анализ может быть полезно понять, как приживление клеток можно модулировать, чтобы генерировать функционально связаны миокарда структуры, а также.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все исследования на животных были проведены в соответствии с нормами международного (Директива 2010/63/EU Европейского парламента) и национальной (внутренних дел Великобритании, Закон 1986 г.) правил. Процедуры, описанные здесь, являются частью нашего плана работы в рамках лицензионных британских властей и не были предприняты с целью записи.

1. Подготовка клеток

Этот протокол описывает получение определенной клеточной линии (эмбриона человека в почках, HEK293 клетки) для демонстрационных целей. Протоколы Сотовые конкретных должны быть использованы для выращивания и в конечном итоге дифференциации плюрипотентных или взрослые стволовые клетки в конкретные клеточных клонов.

  1. Рост клеток в DMEM среде (с высоким содержанием глюкозы, 4500 мг / л), содержащем 1% пирувата натри, 2 мМ глутамина, 1% антибиотик Pen / Strep и 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS). Один 10 см пластина должна быть нормально разделить на 1:03 и СМИ дополняется свежими каждые два дня.
  2. Лечить клетки мягко с trypsв 1х и ресуспендируют в среде DMEM, как описано в 1:01.
  3. Граф клеток в гемоцитометре камеры и собрать 3 х 10 6 клеток в отдельную пробирку.
  4. Центрифуга в ведро ротора качели в 100 г в течение 5 мин.
  5. Удалите супернатант и мыть осадок клеток стерильным фосфатного буфера 2х.
  6. Ресуспендируют в PBS 1X в концентрации 10 6/50 мкл для инъекции в левый желудочек immunodepleted мышей.

2. Предоперационного условия

  1. Поддержание immunodepleted мышей (NOD.CB17-Prkdscid/JHliHSD) стерильными пищевых гранул и воды в изоляторе с контролируемой температурой (22 ° С; табл. 1) до каждой операции.
  2. Выполните хирургия immunodepleted мышей под ламинаре. Очистите рабочую зону с 70% этанола и автоклав хирургические инструменты (щипцы и ножницы).
  3. Включите грелки для хирургии и для восстановления. Электрогрелки важныблокировать снижение температуры тела во время и после операции.
  4. Место чистое и автоклавного клетку на восстановление-грелку.
  5. Транспорт мышей в свои первоначальные клетки из изолятора в комнату хирургии в стерильной автоклавного сумке.
  6. Взвесьте мыши и в соответствии с массой тела впрыскивает подкожно (п) раствора, содержащего медетомидина и кетамина гидрохлорид, разбавленного в 0,9% стерильного солевого раствора в анестезию мыши, а также, чтобы расслабить мускулатуру (медетомидин 1 мг / кг; гидрохлорид кетамина 75 мг / кг).
  7. Удалите мышь из клетки, когда полностью под наркозом (в пределах 1-2 мин, не схождение щепотку рефлекс после стимуляции)
  8. Применить удаления крем для волос на левой стороне груди и области горла. После соответствующего периода времени (примерно 2-5 мин), вытереть волоски с смоченного водой ткани.
  9. Наведите мышь на хирургии панели в положении лежа на спине. Отточка зрения хирурга позиция вертикальная, хвост вниз головой вверх.
  10. Введите обезболивающее решение на 0,1-0,2 мкг / г разведенного в стерильный физиологический раствор (бупренорфин) в задней конечности подкожно и самого бритая области с асептической решение раствор йода с использованием хлопка наконечником аппликатором.
  11. Фокус микроскопа (2.5X цель) на области горла.

3. Хирургические Условия

  1. С тупыми ножницами сделать срединный брюшной разрез кожи около 0,5-1 см длиной чуть ниже перстневидного хряща. Отделите кожу от соединительной ткани визуализировать слюнные железы.
  2. Сплит слюнных желез на их естественное средней линии разделения, одновременно вытягивая каждую часть в стороны с Forcep и магнитного груди втягивающим и подвергать трахеи.
  3. Вытяните язык нежно в сторону, чтобы выставить гортань. Вставьте интубации трубки тщательно в трахею. Кончик трубки виден через отображаемого лarynx и трахеи. Важно отметить, что если трубка находится, но не видны, то в пищевод. Удалите ее и изменить положение кончика трубки.
  4. Подключите трубку к вентиляции машины. Установите ударный объем в 200 мкл и 150 ходов / мин. Закрепите трубку вентиляции на хирургии панели с лентой.
  5. С тупыми ножницами и щипцами, сделать вертикальное оперение, чтобы возглавить 1 - 1,5-см длиной разрез кожи над левой части грудной клетки.
  6. Ослабить кожу от соединительной слоев ткани / мышц и большой и малой грудных мышц, не делая надрезы.
  7. Выполнение торакотомии между третьим и четвертым ребрами следующим образом:
    1. Проколите межреберных мышечный слой, зажимая и царапин с маленькими, округлыми щипцами.
    2. После того, как межреберная слой мышц перфорированная, поместите в груди втягивающего максимально открыть грудную полость. Верхняя и средняя части левого желудочка (ЛЖ) с его вышележащих ушной раковины (атриум) являютсятеперь видны.
  8. Приготовьте шприц с точностью клеток. Шприц должен быть способен передавать некоторое количество объема 10 мкл для каждой инъекции. Литые 30 G иглу на конце шприца.
  9. Fix с лентой маленький пластиковый канюли (из introcan-W 20 г) на иглу, оставив подвергаются только 1 мм в том числе на открытом кончике иглы. Это позволит избежать иглу от перфорации всей стенки левого желудочка и инъекционных клетки в полости левого желудочка.
  10. С помощью объектива 5X, визуализировать на этом увеличении левого желудочка и впрыснуть клетки в стенки левого желудочка в 5 разных местах (каждая инъекция будет поставлять 10 мкл в общей сложности 106 клеток введенного). Если инъекция прошла успешно, белая область и отсутствие крупных обратной промывки клеток будут видны (если инъекции не было успешным, то животное будет исключена из функционального анализа).
  11. Снимите втягивающим. Закройте грудной стенки бу приложив две отдельные ребра с двумя стежками 6-0 шелковой нити.
  12. Увлажнение грудные мышцы и кожу с наконечником хлопка скользкой в ​​PBS 1X и аккуратно положить мышцы обратно в исходное положение при помощи щипцов.
  13. Закройте кожу 3-4 стежков 6-0 шелковой нити. Шовный горло разрез с 2-3 стежков, чтобы закрыть кожу.
  14. Введите Атипамезол (1 мг / кг конечная концентрация) для возврата в анестезирующий эффект.
  15. Как только мышь начинает дышать самостоятельно, вынуть трубку из трахеи и положить мышь на правый бок. Мышь, как ожидается, восстановить в течение нескольких минут.
  16. Когда мышь начинает свою очередь и ходить, поместите его в теплое клетке восстановления (маленький IVC клетке с закрытой фильтрованной сверху) в течение часа.
  17. Оставьте животных в течение ночи в контролируемой нагретой коробке (37 ° C).
  18. Заполните блюдо с водой и гранул пищи, чтобы поддержать восстановление в течение первых 2 дней после операции.

4. После операции Анализы

Десять сердца, инъецированных клеток и 10 контрольных сердец не вводили проанализированы гистологически следующим образом:

  1. Выполнение анализа трансплантированных клеток через 1 неделю после инъекции (фиг. 1 и 3).
    1. После эвтаназии путем передозировки изофлуран, заливать сердца с 20 мл 4% параформальдегида (PFA), чтобы зафиксировать ткань. Высушить фиксированную ткани в увеличении процентного содержания этанола (от 70-100%) и вставлять в парафиновые блоки.
    2. Раздел сердца в парафин с микротоме в 5 мкм и пятно с гематоксилином и эозином для морфологического анализа.
    3. Визуализация соединительной ткани с помощью трихромовым красителем Массона.
    4. Проанализируйте изображений при сканера слайд микроскопа (1А, 2А, 3А, 3В и 3С) и визуализировать все сердце в короткая ось с помощью цифрового микроскопа сканера слайд (FIGUразрешением 1В и 1С).
  2. После этого анализа deparaffinize сердечные ткани в ксилоле, увлажняет путем погружения образцов в снижении процентного содержания этанола (от 100% в воде) и процесс сканирующей электронной микроскопии (SEM) следующим образом:
    1. Инкубировать парафина блоков с 1% дубильной кислоты в 0,1 М фосфатном буфере в течение 1 часа.
    2. Высушить образцов в увеличении процентного содержания этанола (25-100%).
    3. Сухие образцы с HMDS (Гексаметилдисилазан).
    4. Установите образцов на Стаббс с Acheson Silver Даг и пальто их золотом-палладия.
    5. Посмотреть образцы в аналитическом сканирующем электронном микроскопе (рис. 2b).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мы вводили HEK293 клетки, которые отличаются от клеток сердца их различной морфологии (рис. 1), с формой булыжной сравнению с удлиненными кардиомиоцитов (рис. 1А). НЕК293 были более реактивный гематоксилин красителя (синий цвет) по сравнению с кардиомиоцитов (розовый цвет), вероятно из-за их повышенной ядерной контента (рис. 1А). Для того чтобы отличать впрыскиваемого клеток из ткани хозяина, HEK293 клетки метили DAPI 2 часа до инъекции. Меченые-клетки были видны в ткан...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этой рукописи, мы показали, как выполнить интрамиокардиальной инъекцию клеток в мышиных сердцах. В качестве доказательства этой методологии, мы использовали НЕК293. Важно подчеркнуть, что НЕК293 не используются ни в одном исследовании клеточной терапии и, следовательно, выводы этой рукописи не подходят для прямого пересчета терапевтического подхода. Однако тот факт, что клетки HEK293 не сократительные клетки и не трансдифференцироваться в других типах клеток обращает внимание на технических аспектах, таких как свойств...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

Мы благодарим Магди Якуб институт (MYI) для поддержки анализа микроскопии и проектов, связанных с сердечной ремонт, техники и менеджер нашей вивария. Эта работа была поддержана Сердца Британского фонда (BHF), Проект по гранту PG/10/019. MPS поддерживается MYI и BHF. TP является BHF-исследовательский Совершенство сотрудник. NR является NH & MRC Австралия сотрудник.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
ИзоляторсистемыТребуется предложение
ГрелкаVet Tech SolutionsHE006Для мелких животных
МедетомидинНациональная ветеринарная службаВетеринарный рецепт необходим
Кетамина гидрохлоридНациональная ветеринарная службаВетеринарный рецепт необходим
АтупамезолНациональная ветеринарная службаНеобходим ветеринарный рецепт
Крем для эпиляциикоммерческие магазины
БупренорфинNVSВетеринарный рецепт необходим
Leica MZFLIII микроскопLeicaModel S6EС подставкой с поворотным кронштейном TS0
Hamamatsu Nanozoomer цифровой сканер слайдовHamamatsuсерииRS
Сканирующий электронный микроскопJeolJSM-6610
Тупые ножницыFST14084-09
MiniventHarvard Apparatus73-0043Включая небольшой Y-образный адаптер (73-0027) и интубационную канюлю (73-2844)
ЩипцыFST11052-10
Система втягиванияFST18200-20Набор для животных до 200 г
30 G 12 мм; ½ inchBBraunA210Тонкий желтый
микролитровый шприцESSLAB81201Также включает в себя многозарядный дозатор Hamilton PB 600-1 Каталожный номер 83700
6-0 Шелковый шовный материалEthiconW1614T
Pfi

Ссылки

  1. Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
  2. Taylor, D. A., et al. Regenerating functional myocardium: improved performance after skeletal myoblast transplantation. Nat. Med. 4, 929-933 (1998).
  3. Suzuki, K., et al. Cell transplantation for the treatment of acute myocardial infarction using vascular endothelial growth factor-expressing skeletal myoblasts. Circulation. 104, 207-212 (2001).
  4. Suzuki, K., et al. Targeted cell delivery into infarcted rat hearts by retrograde intracoronary infusion: distribution, dynamics, and influence on cardiac function. Circulation. 110, 225-230 (2004).
  5. Robinson, S. W., et al. Arterial delivery of genetically labelled skeletal myoblasts to the murine heart: long-term survival and phenotypic modification of implanted myoblasts. Cell Transplant. 5, 77-91 (1996).
  6. Muller-Ehmsen, J., et al. Survival and development of neonatal rat cardiomyocytes transplanted into adult myocardium. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 107-116 (2002).
  7. Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. 100, 193-202 (1999).
  8. Dimmeler, S., Zeiher, A. M., Schneider, M. D. Unchain my heart: the scientific foundations of cardiac repair. J. Clin. Invest. 115, 572-583 (2005).
  9. Oettgen, P., Boyle, A. J., Schulman, S. P., Hare, J. M. Cardiac Stem Cell Therapy. Need for Optimization of Efficacy and Safety Monitoring. Circulation. 114, 353-358 (2006).
  10. Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95, 1145-1152 (2009).
  11. Rodrigo, S. F., et al. Intramyocardial injection of bone marrow mononuclear cells in chronic myocardial ischemia patients after previous placebo injection improves myocardial perfusion and anginal symptoms: an intra-patient comparison. Am. Heart J. 164, 771-778 (2012).
  12. Smith, R. R., et al. Regenerative potential of cardiosphere-derived cells expanded from percutaneous endomyocardial biopsy specimens. Circulation. 115, 896-908 (2007).
  13. Sadek, H. A., Martin, C. M., Latif, S. S., Garry, M. G., Garry, D. J. Bone-marrow-derived side population cells for myocardial regeneration. J. Cardiovasc. Transl. Res. 2, 173-181 (2009).
  14. Messina, E., et al. Isolation and expansion of adult cardiac stem cells from human and murine heart. Circ Res. 95, 911-921 (2004).
  15. Malliaras, K., et al. Safety and efficacy of allogeneic cell therapy in infarcted rats transplanted with mismatched cardiosphere-derived cells. Circulation. , 125-1100 (2012).
  16. Beltrami, A. P., et al. Adult cardiac stem cells are multipotent and support myocardial regeneration. Cell. 114, 763-776 (2003).
  17. Bearzi, C., et al. Identification of a coronary vascular progenitor cell in the human heart. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 15885-15890 (2009).
  18. Hare, J. M., et al. Comparison of allogeneic vs autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells delivered by transendocardial injection in patients with ischemic cardiomyopathy: the POSEIDON randomized trial. JAMA. 308, 2369-2379 (2012).
  19. Makkar, R. R., et al. Intracoronary cardiosphere-derived cells for heart regeneration after myocardial infarction (CADUCEUS): a prospective, randomised phase 1 trial. Lancet. 379, 895-904 (2012).
  20. Bolli, R., et al. Cardiac stem cells in patients with ischaemic cardiomyopathy (SCIPIO): initial results of a randomised phase 1 trial. Lancet. 378, 1847-1857 (2011).
  21. Brunt, K. R., Weisel, R. D., Li, R. K. Stem cells and regenerative medicine - future perspectives. Can. J. Physiol. Pharmacol. 90, 327-335 (2012).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nat. Biotechnol. 25, 1015-1024 (2007).
  23. van Laake, L. W., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes survive and mature in the mouse heart and transiently improve function after myocardial infarction. Stem Cell Res. 1, 9-24 (2007).
  24. Leobon, B., et al. Myoblasts transplanted into rat infarcted myocardium are functionally isolated from their host. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 7808-7811 (2003).
  25. Huang, X. P., et al. Differentiation of allogeneic mesenchymal stem cells induces immunogenicity and limits their long-term benefits for myocardial repair. Circulation. 122, 2419-2429 (2010).
  26. Reinecke, H., Poppa, V., Murry, C. E. Skeletal muscle stem cells do not transdifferentiate into cardiomyocytes after cardiac grafting. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 241-249 (2002).
  27. Springer, M. L., et al. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  28. Hamdi, H., et al. Cell delivery: intramyocardial injections or epicardial deposition? A head-to-head comparison. Ann. Thorac. Surg. 87, 1196-1203 (2009).
  29. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ. Res. 106, 479-494 (2008).
  30. Kehat, I., et al. Electromechanical integration of cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 22, 1282-1289 (2004).
  31. van Laake, L. W., et al. Improvement of mouse cardiac function by hESC-derived cardiomyocytes correlates with vascularity but not graft size. Stem Cell Res. 3, 106-112 (2009).
  32. Fernandes, S., et al. Autologous myoblast transplantation after myocardial infarction increases the inducibility of ventricular arrhythmias. Cardiovasc. Res. 69, 348-358 (2006).
  33. Scherschel, J. A., Soonpaa, M. H., Srour, E. F., Field, L. J., Rubart, M. Adult bone marrow-derived cells do not acquire functional attributes of cardiomyocytes when transplanted into peri-infarct myocardium. Mol. Ther. 16, 1129-1137 (2008).
  34. Wei, F., et al. Mesenchymal stem cells neither fully acquire the electrophysiological properties of mature cardiomyocytes nor promote ventricular arrhythmias in infarcted rats. Basic Res Cardiol. 107, 274 (2012).
  35. Fukushima, S., et al. Direct intramyocardial but not intracoronary injection of bone marrow cells induces ventricular arrhythmias in a rat chronic ischemic heart failure model. Circulation. 115, 2254-2261 (2007).
  36. Bartunek, J., et al. Intracoronary injection of CD133-positive enriched bone marrow progenitor cells promotes cardiac recovery after recent myocardial infarction: feasibility and safety. Circulation. 112, 178-183 (2005).
  37. Britten, M. B., et al. Infarct remodeling after intracoronary progenitor cell treatment in patients with acute myocardial infarction (TOPCARE-AMI): mechanistic insights from serial contrast-enhanced magnetic resonance imaging. Circulation. 108, 2212-2218 (2003).
  38. Smits, P. C., et al. Catheter-based intramyocardial injection of autologous skeletal myoblasts as a primary treatment of ischemic heart failure: clinical experience with six-month follow-up. J. Am. Coll. Cardiol. 42, 2063-2069 (2003).
  39. Kang, H. J., et al. Effects of intracoronary infusion of peripheral blood stem-cells mobilised with granulocyte-colony stimulating factor on left ventricular systolic function and restenosis after coronary stenting in myocardial infarction: the MAGIC cell randomised clinical trial. Lancet. 363, 751-756 (2004).
  40. Fernandez-Aviles, F., et al. Experimental and clinical regenerative capability of human bone marrow cells after myocardial infarction. Circ. Res. 95, 742-748 (2004).
  41. Vulliet, P. R., Greeley, M., Halloran, S. M., MacDonald, K. A., Kittleson, M. D. Intra-coronary arterial injection of mesenchymal stromal cells and microinfarction in dogs. Lancet. 363, 783-784 (2004).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Инъекция в сердце мышипроцедура торакотомииотслеживание клеток с помощью DPIгистологическое окрашиваниесканирующая электронная микроскопияиммунодеплецированные мышистенка левого желудочкаформирование фиброзной тканиметодика инъекции иглой
Интрамиокардиальной сотовый поставки: Наблюдения в мышиных сердцах
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.