Методическая статья

Метод систематической электрохимический и электрофизиологические оценки нейронных регистрирующих электродов

DOI:

10.3791/51084

⸱

3 марта 2014 г.

 ,  ,  , 
1School of Psychological Science, La Trobe University, 2Intelligent Polymer Research Institute, University of Wollongong, 3ARC Centre of Excellence for Electromaterials Science, 4Health Innovations Research Institute, College of Science, Engineering, and Health, RMIT University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Различные электродные покрытия влияет нейронной производительность записи путем внесения изменений в электрохимические, химические и механические свойства. Сравнение электродов в пробирке является относительно простым, однако сравнение ответа в естественных условиях, как правило, осложняется изменений в расстоянии электрод / нейронов и между животными. Эта статья предусматривает надежный метод для сравнения нейронных электроды записи.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Новые материалы и конструкции для нейронных имплантатов обычно испытывают отдельно, с демонстрацией производительности, но без ссылок на другие имплантов характеристик. Это исключает рациональное выбор конкретного имплантата как оптимальной для конкретного применения и развития новых материалов на основе наиболее важных параметров производительности. Эта статья развивает протокол для в пробирке и в естественных условиях тестирования нейронных электродов записи. Рекомендуемые параметры для электрохимического и электрофизиологических испытаний документируются с ключевых шагов и возможных вопросов, которые обсуждались. Этот метод устраняет или уменьшает воздействие многих систематических ошибок, присутствующих в простых естественных условиях тестирования парадигм в, особенно изменениям в расстоянии электрод / нейрона и между животных моделях. Результатом является сильная корреляция между критической в пробирке и в естественных условиях ответов, таких как сопротивление и сигнал-шум. Этот протокол может быть легко адаптирована для тестирования других электродных материалов и конструкций. Методы в пробирке может быть расширена до любого другого неразрушающим методом для определения дальнейшего важные показатели эффективности. Принципы, используемые для хирургического подхода в слухового пути также могут быть модифицированы в другие нейронных областей или ткани.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Нервные имплантаты все чаще используются для научных исследований, управления протезирование и лечение расстройств, таких как болезнь Паркинсона, эпилепсия, и сенсорной 1,2 потери. Измерение и / или контроля как химические и электрические состав мозга является основой для всех нейронных имплантатов. Тем не менее, важно управлять лечение только тогда, когда нервная ткань находится в состоянии аберрантной чтобы уменьшить побочные эффекты 3. Например, глубокие стимуляторы мозга для лечения эпилепсии, должны применяться только электрический импульс в мозг во время приступа. Некоторые побочные эффекты могут быть дистония, потеря памяти, дезориентация, нарушение когнитивной функции, индуцированных галлюцинации, депрессии или анти-депрессии 3,4. Во многих устройствах, система с замкнутым контуром Поэтому необходимо записать электрическую активность и вызывать раздражение, когда ненормальное состояние обнаружено. Запись электроды также используются для контроля заsthetic устройств. Очень важно, чтобы записать целевую нейронной активности с максимально возможной сигнал-шум для достижения наиболее точного срабатывания и управления устройствами. Большое отношение сигнал-шум Также весьма желательно для исследовательских целей, так как более надежные данные могут быть получены, в результате чего меньше требуемых испытуемых. Это также позволит более глубокое понимание механизмов и путей, участвующих в нейронной стимуляции и записи.

После нейронная имплантат был помещен в мозг, иммунный ответ срабатывает 5,6. Временной ход реакции, как правило, делится на острых и хронических фаз, каждая из которых состоит из различных биологических процессов 7. Иммунный ответ может иметь драматические последствия для производительности имплантата, например, изоляции электродов из целевых нейронов по инкапсуляции в глиальных шрам или химическому разложению имплантата материалов 8.Этот может уменьшить отношение сигнал-шум записи электрода и выходную мощность стимулирующего электрода, и привести к электроду отказ 9. Тщательный выбор дизайна и материалов имплантата необходимы для предотвращения сбоя в течение всего срока имплантата.

Много различных материалов и имплантатов конструкции были разработаны недавно, чтобы улучшить отношение сигнал-шум и стабильности имплантата для нервной записи. Электродные материалы включали платину, иридий, вольфрам, оксид иридия, оксид тантала, графен, углеродные нанотрубки, легированных проводящих полимеров, а в последнее гидрогели. Испытанные материалы подложки также включает кремния, оксид кремния, нитрид кремния, шелк, тефлон, полиимид, и силикон. Различные модификации электродов также исследовались, используя покрытий, таких как ламинином, нейротрофинов или самоорганизующихся монослоев и процедур с использованием электрохимического, плазменные и оптические методы. Имплантат дизайнс может быть 1 -, 2 - или 3-мерные с электродами обычно на кончике зонда изолирующей или вдоль кромки хвостовика для проникновения электродов или в 2-мерного массива поверхностных имплантатов мозга. Независимо от конструкции электрода или вещества, предыдущий литературе обычно продемонстрировали эффективность нового имплантата без ссылки на другие имплантов конструкций. Это предотвращает систематическую оценку их свойств.

Этот протокол предусматривает способ сравнения различных электродных материалов через диапазоне аналитических и электрофизиологических методов. Он основан на недавно опубликованной статье, которая по сравнению 4 различных легированных проводящих полимерных покрытий (полипиррола (PPY) и поли-3 ,4-этилендиокситиофен (PEDOT) с примесью сульфата (SO 4) или пара-толуолсульфонат (PTS)) и 4 отличается покрытие толщиной 10. Эта статья нашел один материал, PEDOT-СТ с времени осаждения 45 сек,был самый высокий коэффициент и шип количество сигнал-шум с наименьшим фонового шума, и что эти параметры зависят от электродного импеданса. PEDOT-СТ также отображается превосходную острый биостабильности по сравнению с другими легированных проводящих полимеров и голыми иридия электродов. Протокол позволяет критические параметры регулирования соотношения сигнал-шум и стабильности, которые будут определены и использоваться для дальнейшего повышения производительности нейронных электродов записи.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол был одобрен La Trobe University (09-28Р) и Университет RMIT комитетов животных этики (1315).

1. Электрод Подготовка и Предварительное тестирование в пробирке

  1. Подготовка решения осаждения электродного покрытия; например 10 мм 3,4-этилендиокситиофен (EDOT) и 0,1 пара-толуол М натрий сульфонат (Na 2 PTS) с образованием поли-3 ,4-этилендиокситиофен-СТ (PEDOT-СТ).
  2. Подключите матрицу электродов, чтобы потенциостатом.
  3. Осторожно поместите матрицу электродов в раствор осаждения и зажим на место.
  4. Поставьте платины сетки противоположный электрод и Ag / AgCl электрод в раствор осаждения и подключиться к потенциостатом.
  5. Использование потенциостата, депозитные покрытий на желаемых электродов. Условий осаждения (потенциал, тока и времени) будет варьироваться в зависимости от желаемых покрытий. Для PEDOT-СТ покрытий, применяются Poteбыл использован ntial 1 V в течение 15, 30, 45, или 60 сек. Четыре электроды на массиве должны быть покрыты покрытия в шахматном порядке (рис. 1).
  6. Удалить электродной решетки из раствора для осаждения и осторожно промыть деионизированной водой.
  7. Повторите процедуру покрытия с другими материалами по желанию.
  8. Подготовка в пробирке тестирования раствор (0,3 М фосфатного ди-натрий (Na 2 HPO 4) в деионизированной воде).
  9. Подключите матрицу электродов, чтобы потенциостатом.
  10. Осторожно поместите матрицу электродов в испытательной решения и зажим на место.
  11. Поставьте платины сетки противоположный электрод и Ag / AgCl электрод сравнения в тестировании решения и подключиться к потенциостатом.
  12. Использование потенциостата, выполнять последовательное электрохимической импедансной спектроскопии (EIS) (потенциал смещения 0 В, амплитуда 10 мВ, диапазон частот 10-100000 Гц) и циклической вольтамперометрии (1 цикл, потенциал диапазон 00,8 до -0,8 В, скорость сканирования 100 мВ / с) на всех электродов. Непроверенные электроды находиться на открытом потенциала замыкания и тихое время 1 сек используется между каждым испытанием. Все 32 электроды находятся в контакте с раствором для полного тестирования сессии 1 часа.
  13. Удалить электродной решетки из тестового раствора и осторожно промыть деионизированной водой.
  14. Выполните любые другие необходимые анализы, такие как оптической микроскопии.
  15. Храните зонды в сухом защитном контейнере для предотвращения повреждения и деградации поверхности электродов.

2. Электрод Имплантация

  1. Взвесьте крысу.
  2. Введите уретан (20% вес / объем в дистиллированной воде, 1,3 г / кг, внутрибрюшинно) для nonrecovery анестезии.
  3. Убедитесь анестезии начало путем тестирования для ног щепотка отмены рефлекса. Если анестезия недостаточна, дополнительные дозы уретана следует вводить (0,3 г / кг, внутрибрюшинно).
  4. Применить глаз смазку, а затем побрить голову апIMAL.
  5. Поместите животное в положении лежа на теплокровного тарелку и вставить ректальной зонд (37,5 ° С).
  6. Поместите один бар уха в примерно ожидается окончательное положение в стереотаксической рамы, а затем настроить животное позиционировать бар уха в наружный слуховой проход.
  7. Совместите второй бар уха в противоположную наружного слухового прохода. Сдвиг животное в ухо баров, чтобы выровнять с держателем зуба.
  8. Использование щипцов крыса-зубные, открыть челюсти животного, подключить верхние резцы на держатель зубной и зажать нос на месте.
  9. Создание разрез в коже головы, примерно 1 мм вправо от средней линии и от 10 мм ростральнее до 10 мм хвостового лямбда.
  10. Уберите кожу и мышцы в поперечном направлении от разреза, чтобы разоблачить теменной и межтеменной кости с помощью 20%-ного раствора перекиси водорода и марлевый тампон, скраб поверхности обнаженной кости.
  11. Просверлите отверстие примерно3 мм 2 в межтеменной кости как можно ближе к лямбда и средней линии, как это возможно и удалить кости вилку. Использование стерильного физиологического раствора, промойте отверстие для удаления костей пыль или фрагменты, которые могут повредить электрод.
  12. Использование тупые-тупые ножницы, препарировать ниже шиворот и создать полость. Оберните провод Ag / AgCl в вату, насыщают ее физиологическим раствором, а затем вставить электрод в полость.
  13. Сделайте надрез в твердой мозговой оболочки на сагиттальной плоскости с помощью кончика иглы.
  14. Прикрепите матрицу электродов к электроду манипулятора и скорректировать свою позицию по поводу открытия с 19 ° ростро-каудальном углом. Вручную вставить электрод около 2 мм в мозг к нижней бугорок.
  15. Прикрепите колонку к левому полого бар уха.
  16. Убедитесь, что усилитель включен. Затем проверьте животных наркоз перед уплотнением записи камеры.

3.В естественных условиях тестирования

  1. Поставьте белые всплески шума, (распределенного по Гауссу шума, 1-44 кГц; 10 мс Время нарастания падения) и контролировать деятельность по каждому электроду. Максимальная скорость, с которой врывается должны быть доставлены является одним взрыв каждые 200 мсек.
  2. Использование моторизованных микродисков медленно вставьте матрицу электродов, пока акустически приводом деятельность не записывается на 3 самых дистальных электродов на каждой голени (количество и положение записи электроды деятельности может меняться в зависимости от размещения электродов или конструкции электрода).
  3. Выполните протокол звуковой стимуляции с помощью 300 повторений 50 мс всплесков белого шума (распределенного по Гауссу шума, 1-44 кГц; 10 мс Время нарастания падения) с частотой повторения 1 сек на 70 дБ, и запишите нескольких единиц активности на каждый электрод ( 24.4 Частота дискретизации кГц).
  4. Аккуратно вставьте электродной решетки еще 200 μ м в СК позиционировать каждый электрод примерно в том же положении, что более дистального электрода от гоэ исходное положение записи.
  5. Повторите акустическую стимуляцию и нейронной протокол записи.
  6. Продолжайте установку матрицу электродов в 200 μ т шагов и выполнения акустическую стимуляцию и нейронной протокол записи, пока все электроды не записали акустически приводом деятельность, по крайней мере 3-х положениях (как правило, 8-12 электродов позиции в целом).
  7. Уберите матрицу электродов в 200 μ т шагов и продолжению выполнения акустическую стимуляцию и нейронной протокол записи, пока начальная позиция множество электрода достигается.
  8. Тщательно убрать матрицу электродов вручную.
  9. Введите передозировки пентобарбитона натрия (Lethobarb; 200 мг / кг внутрибрюшинно) усыпить животное.
  10. Осторожно промыть массив электрод дистиллированной водой. Тогда магазин зонды в сухом защитном контейнере для предотвращения повреждения и деградации поверхности электродов.

4. После имплантации в витро Тестирование

  1. Осторожно промыть массив электрод дистиллированной водой, чтобы удалить любые загрязнения.
  2. Подключите матрицу электродов, чтобы потенциостатом.
  3. Осторожно поместите матрицу электродов в испытательной решения и зажим на место.
  4. Поставьте платины сетки противоположный электрод и Ag / AgCl электрод сравнения в тестировании решения и подключиться к потенциостата.
  5. Использование потенциостата, выполнять последовательное электрохимической импедансной спектроскопии (EIS) (потенциал смещения 0 В, амплитуда 10 мВ, диапазон частот 10-100000 Гц) и циклической вольтамперометрии (1 цикл, потенциал диапазон от 0,8 до -0,8 В, скорость сканирования 100 мВ / с ) на всех электродах. Непроверенные электроды находиться на открытом потенциала замыкания и тихое время 1 сек используется между каждым испытанием. Все 32 электроды находятся в контакте с раствором для полного тестирования сессии 1 часа.
  6. Удалить электродной решетки из тестового раствора и осторожно промыть деионизированной водой.
  7. Ркружева электродной решетки в ферментативной моющего раствора в течение 24 часов.
  8. Удалить электродной решетки из раствора и промыть дистиллированной водой.
  9. Подключите матрицу электродов, чтобы потенциостатом.
  10. Осторожно поместите матрицу электродов в испытательной решения и зажим на место.
  11. Поставьте платины сетки противоположный электрод и Ag / AgCl электрод сравнения в тестировании решения и подключиться к потенциостата.
  12. Использование потенциостата, выполнять последовательное электрохимической импедансной спектроскопии (EIS) (потенциал смещения 0 В, амплитуда 10 мВ, диапазон частот 10-100000 Гц) и циклической вольтамперометрии (1 цикл, потенциал диапазон от 0,8 до -0,8 В, скорость сканирования 100 мВ / с ) на всех электродах. Непроверенные электроды находиться на открытом потенциала замыкания и тихое время 1 сек используется между каждым испытанием. Все 32 электроды находятся в контакте с раствором для полного тестирования сессии 1 часа.
  13. Удалить электродной решетки из тестового раствора иосторожно промыть деионизированной водой.
  14. Храните зонды в сухом защитном контейнере для предотвращения повреждения и деградации поверхности электродов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Типичный множество электрода используется для этого экспериментального протокола показан на рисунке 1. Есть 32 иридиевые электроды на 4 хвостовиков с 413 μ м 2 номинальная геометрической площади и 200 μ м поле. Каждый второй электрод на массиве была покрыта с одной из четырех различных электродных покрытий, маркированные 1-4. Материалы покрытия были тщательно подобраны для их химических, механических и электрохимических свойств. Как упоминалось ранее 10, увеличенн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол предусматривает способ сравнения нейронных записи электродных покрытий в течение одного животного. Конструкция электрода используется является идеальным для имплантации в крысиной нижней бугорок (IC), с размерами примерно того же масштаба. Вариации этого электрода, такие как больше пространства между хвостовиками помешало бы все хвостовики будучи в крысиной IC в то же время, в то время как более длинные черенки и больший шаг между электродами увеличить риск, что кончики хвостовик придет в контакт с основан...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Авторы признают поддержку Австралийский исследовательский совет через Центра передового опыта для Электроматериалы науки.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Программируемый аттенюаторTDTPA5Управляет амплитудой акустического сигнала на разных частотах
Драйвер электростатического динамикаTDTED1Управляет электростатическими динамиками (EC1)
Сопряженный электростатический динамикTDTEC1Подает звук на базовую станцию обработки животных
TDTRZ2Регистрирует нейронную активность от электродной матрицы (с помощью предусилителя PZ2)
ПредусилительTDTPZ2-256256-канальный высокоимпедансный предусилитель
Многофункциональный процессорTDTRX6Используется для генерации акустических стимулов
Многоканальный электродNeuroNexus TechnologiesA4 × 8– 5мм-200-200-4134-х хвостовик 32-канальная электродная матрица
PotentiostatCH InstrumentsCHI660BНаносит покрытия электродов и выполняет циклическую вольтамперометрию и ЭИС (используется с CHI684)
МультиплексорCH InstrumentsCHI684Переключается между электродами на потенциостат
ДинатрийфосфатFluka71644Используется в тестовом растворе
3,4- Этилендиокситиофен (EDOT)Sigma Aldrich483028Материал для покрытия электродов
пара-толуолсульфонат (Na2pTS)Sigma Aldrich152536материал для покрытия электродов
УретанSigma AldrichU2500Используется для обезболивания животных
электродом из серебра/хлорида серебраCH InstrumentsCHI111Используется для тестирования электрода in vitro
Платиновый электродCH InstrumentsMW4130Используется для тестирования электрода in vitro
Моторизованный микроприводSutter InstrumentsDR1000Для контроля положения электродного массива во время операции
Энзимный очистительAdvanced Medical OpticsUltrazymeОчищает белок от электродной решетки после имплантации
Акустический кожухTMC Ametek83-501Изолирует животное от акустического и электрического шума
Стереотаксическая рамаDavid Kopf Instruments1430Фиксирует и позиционирует животное
Регулятор температурыWorld Precision InstrumentsATC1000Контролирует температуру животного
Костяное сверлоKaVo DentalK5PlusИспользуется для выполнения краниэктомии
АспираторFlaemSuction proИспользуется для выполнения краниэктомии

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).
  2. Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants. J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).
  3. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep Brain Stimulation. Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).
  4. Weaver, F. M., et al. Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease. J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).
  5. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
  6. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J. Neural Eng. 6, (2009).
  7. Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).
  8. Rousche, P. J., Normann, R. A. Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex. J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).
  9. Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).
  10. Harris, A. R., et al. Conducting polymer coated neural recording electrodes. J. Neural Eng. 10, (2013).
  11. Bard, A. J., Faulkner, L. R. Electrochemical Methods. , Wiley. (2001).
  12. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. J. Neural Eng. 3, 59 (2006).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

in vitroin vivo

Похожие статьи