Отдельные кардиомиоциты дикого типа и мутантных мышей могут быть выделены из сердца с целью изучения их сократительной способности и кальциевых переходных процессов. Это позволяет охарактеризовать вклад клеточной дисфункции в сердечную дисфункцию от любой причины.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Выделение и физиологический анализ мыши кардиомиоцитов
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Кардиомиоциты, рабочая лошадка сердца, содержат изысканно организованные цитоскелетные и сократительные элементы, которые генерируют сократительную силу, используемую для перекачивания крови. Отдельные кардиомиоциты были впервые выделены более 40 лет назад с целью лучшего изучения физиологии и структуры сердечной мышцы. Методы быстро совершенствовались и включают ферментативное расщепление с помощью коронарной перфузии. В последнее время анализ сократительной способности и потока кальция изолированных миоцитов стал жизненно важным инструментом в клеточном и субклеточном анализе сердечной недостаточности. Эхокардиография и ЭКГ предоставляют информацию о сердце только на уровне органов. Существуют системы культивирования клеток кардиомиоцитов, но в клетках отсутствуют физиологически важные структуры, такие как организованные саркомеры и Т-канальцы, необходимые для функционирования миоцитов в сердце. В представленном здесь протоколе кардиомиоциты выделяются с помощью перфузии Лангендорфа. Сердце извлекается из мыши, подключается через аорту к канюле, перфузируется ферментами пищеварения, а клетки вводятся для увеличения концентрации кальция. Программное обеспечение для детектирования краев и саркомеров используется для анализа сократимости, а связывающий кальций флуоресцентный краситель используется для визуализации кальциевых переходных процессов кардиомиоцитов с электрическим ритмом; Растущее понимание роли клеточных изменений в дисфункции сердца. Традиционно используемая для проверки воздействия лекарств на кардиомиоциты, мы используем эту систему для сравнения миоцитов мышей WT и мышей с мутацией, вызывающей дилатационную кардиомиопатию. Этот протокол уникален тем, что в нем сравниваются живые клетки мышей с известной функцией сердца и известной генетикой. Многие экспериментальные условия надежно сравниваются, включая генетические манипуляции или манипуляции с окружающей средой, инфекции, медикаментозное лечение и многое другое. Помимо физиологических данных, изолированные кардиомиоциты легко фиксируются и окрашиваются на цитоскелетные элементы. Выделение кардиомиоцитов с помощью перфузии является чрезвычайно универсальным методом, полезным для изучения клеточных изменений, которые сопровождают или приводят к сердечной недостаточности в различных экспериментальных условиях.
Введение
Кардиомиоциты обеспечивают сократительную силу для сердца. Каждый миоцит содержит организованные цитоскелетные и сократительные элементы, необходимые для сокращения. Сердце содержит не только кардиомиоциты, но и фибробласты, соединительную ткань и модифицированные миоциты, такие как волокна Пуркинье. Изменения в любом или во всех этих типах клеток могут наблюдаться при сердечной недостаточности, что затрудняет определение конечной причины сердечной дисфункции. Снижению сократимости желудочков у отказавшего сердца предшествует различная степень наращивания фиброзной ткани и гипертрофия и дисфункция кардиомиоцитов1. Аритмии могут быть вызваны дисфункцией в проводящих клетках2, фиброзом, прерывающим сердечную проводимость3, или изменениями экспрессии ионных каналов в кардиомиоцитах1,4. Действительно, эти проблемы часто сосуществуют сложным образом.
Выделение и изучение кардиомиоцитов позволяет исследовать сократительную и электрическую дисфункцию отдельных миоцитов в контексте общей функции сердца. Методы выделения отдельных сердечных миоцитов были разработаны более 40 лет назад с целью лучшего изучения физиологии этой «рабочей лошадки» клетки сердца. Методы выделения были усовершенствованы для увеличения выхода и качества клеток, при этом жизненно важно разработать коронарную перфузию путем канюляции аорты, впервые проведенную в 1970году5. В этой статье описывается выделение кардиомиоцитов с последующим измерением сократительной способности и переходных процессов кальция с помощью ратиометрической флуоресценции и программного обеспечения для сбора данных для определения размеров клеток. Как в генетических, так и в экологических моделях сердечных заболеваний использование этого протокола дает ключевую информацию о сократимости клеток, саркомерной сократимости и расслаблении, переходных процессах кальция и нарушении цитоскелета. Эта система часто используется для проверки влияния лекарственных препаратов на изолированные кардиомиоциты6,7. Мы используем эту систему для сравнения сократительной способности и переходных процессов кальция кардиомиоцитов у мышей дикого типа и мышей с мутацией, приводящей к дилатационной кардиомиопатии.
Изучение отдельных сердечных миоцитов имеет множество преимуществ по сравнению с другими широко используемыми методами изучения анатомии и физиологии сердца. Эхокардиография и электрокардиография дают информацию о сократительной функции и электрической проводимости сердца в целом. Ни один из этих методов не объясняет причину или характер дисфункции ниже уровня всего органа. Измерение сократимости отдельных кардиомиоцитов с использованием алгоритмов обнаружения краев и длины саркомеров может продемонстрировать, что изменения в сократительных клетках сердца присутствуют в рамках глобальной дисфункции сердца. Измерение переходных процессов кальция демонстрирует влияние изменений потока ионов на клеточном уровне на сократительную дисфункцию или аритмии.
В дополнение к дополнению исследований всего органа, этот протокол предоставляет клетки, легко окрашиваемые для субклеточных компонентов. Увидеть изменения цитоскелета можно путем окрашивания участков тканей всего сердца; Тем не менее, можно визуализировать только поперечное сечение клеток. Целый кардиомиоцит толще, чем типичный участок ткани, и, учитывая расположение и длину кардиомиоцитов, трудно увидеть целые клетки в одном срезе. Изолированные кардиомиоциты могут быть немедленно зафиксированы и окрашены на различные цитоскелетные элементы и ионные каналы. Конфокальные изображения могут быть скомпонованы в z-стеки ячейки по всей толщине. Кроме того, окрашивание изолированных сердечных миоцитов позволяет окрашивать компоненты, которые невозможно визуализировать в срезах, таких как мембранные инвагинации, известные как Т-канальцы.
Существуют культивируемые клеточные линии сердечных миоцитов, некоторые из которых имеют схожие транскрипционные профили и фенотипические особенности с сердечными миоцитами. Некоторые из них, такие как клеточная линия HL-1, даже сохраняют некоторую саркомерную организацию и рудиментарную сократительную способность. Несмотря на эти качества, культивируемые клетки лишены формы «товарного вагона» и структуры Т-канальцев кардиомиоцитов, а также имеют меньшую саркомерную организацию. Эти компоненты необходимы для функционирования кардиомиоцитов in vivo. Кроме того, использование культивируемых клеток позволяет проводить генетические манипуляции, но не физиологические манипуляции in vivo. Изолированные кардиомиоциты сохраняют свою клеточную организацию достаточно долго для изучения, но все еще легко визуализируются и даже трансдуцируются9.
Изолированные кардиомиоциты чрезвычайно универсальны, обеспечивая субстрат для идентичного анализа клеток из различных экспериментальных условий. Выделение и физиологический анализ миоцитов использовались бесчисленными лабораториями для проведения различных экспериментов, включая изучение влияния лекарств6,7 или малых молекул10, стрессоров окружающей среды11, инфекции12, болезни13 или генетической мутации14,15 на сократительную способность и/или переходные процессы кальция, а также изучение регуляции сократительной способности и высвобождения кальция в кардиомиоцитах15-17. При применении любого из этих стрессоров изменения в функции сердца могут быть вызваны любой комбинацией изменений в самих кардиомиоцитах и изменений в окружающей среде сердца, таких как рубцевание, изменения проводимости или изменения внеклеточного матрикса. Это идеальный протокол для ответа на исследовательские вопросы, касающиеся структуры и функции отдельных миоцитов в контексте сердечной недостаточности по любой причине.
Несмотря на то, что он имеет бесчисленные преимущества перед другими методами, физиологический анализ изолированных кардиомиоцитов не идеален для каждого исследовательского вопроса. Изоляция является терминальной процедурой, поэтому кардиомиоциты могут быть оценены только в один момент жизни мыши. Это можно частично преодолеть с помощью когорт и жертвования отдельными мышами по ходу развития болезни или путем наблюдения за мышью для определения наличия у нее клинически значимой сердечной недостаточности до изоляции. Хотя этот протокол позволяет определить, произошла ли дисфункция кардиомиоцитов, без дополнительной экспериментальной информации нельзя сделать вывод о том, что эта дисфункция является первопричиной сердечной недостаточности. Не исключено, что дисфункция кардиомиоцитов сама по себе является вторичной по отношению к другим изменениям в сердце. Несмотря на эти проблемы, изучение кардиомиоцитов дает ценную информацию для определения природы дисфункции в сердце, особенно в сочетании с другими экспериментами.
Следующий протокол адаптирован из протокола, предоставленного доктором Чи Лимом из Университета Вандербильта. Несмотря на то, что данные о сократительной способности и потоке кальция хорошо воспроизводимы и полезны при сравнении сердца с генетическими манипуляциями или манипуляциями с окружающей средой, изоляция сама по себе остается технологически зависимым протоколом, требующим оптимизации. Сведение к минимуму времени между удалением сердца у мыши и перфузией сердца с помощью канюляции аорты имеет важное значение для качественного пищеварения. Кроме того, время разложения и концентрация ферментов могут быть оптимизированы для получения миоцитов самого высокого качества. Шаги, которые могут потребовать оптимизации, а также предложения по оптимизации указаны ниже.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Убедитесь, что все процедуры, связанные с животными утверждаются соответствующим использования животных и ухода за телом.
1 Подготовьте изображения буферов в Advance
- Подготовьте 2 L запас Ca 2 + бесплатное Тирода (Таблица 1). Доводят рН до 7,4 с помощью NaOH.
- Подготовьте 2 L запас 1,2 мм Ca 2 + Тирода (Таблица 2). Доводят рН до 7,4 с помощью NaOH.
2 На день эксперимента, подготовить перфузии, трансфер, и пищеварение буферов
- Подготовьте 150 мл перфузии буфер в Са 2 + бесплатная Тирода (Таблица 3) и фильтруют через фильтр 0,2 мкм.
- Подготовьте 35 мл Ca 2 + бесплатный трансфер "Буфер" (Таблица 4) и 25 мл Ca 2 +, содержащего "Buffer B" (таблица 5). Фильтр друг через 0,2 мкм фильтр.
- Подготовка растворов 00,06, 0,24, 0,6, и 1,2 мМ Ca 2 + путем смешивания буфера А и В за таблице 6.
- Подготовка 25 мл буфера пищеварения путем растворения пищеварения ферменты в 25 мл буфера перфузии (таблица 7) в расчете на массу тела (BW) мыши. Фильтруют через фильтр 0,2 мкм перед использованием.
3 Экспериментальная установка
- Сборка постоянный поток аппарат Лангендорфа, коммерчески доступны или с помощью перистальтического насоса, трубы, и теплообменного элемента, чтобы скорость потока 3 мл / мин Перфузат нагревали до 37 ° С. Простой схематически представлена в обзоре 2011 Беллом и др 18.
- Набор циркулирующего температуры водяной бани (~ 47 ° C) в аппарате Лангендорфа таким образом, чтобы поток от канюли при 37 ° С при скорости потока 3 мл / мин.
- Запуск 70% этанола путем перфузии системы в течение 15 мин, а затем 100 мл ультрачистой типа I воде. Запуск буфер перфузии через противовирусныем в течение 5 мин, устраняя воздушные пузырьки.
- Стерилизацию всех хирургических инструментов с желаемым способом.
- Создать канюли путем присоединения короткий кусок (около 3 мм) из ПЭ-50 трубки к кончике 23 G Luer-заглушки адаптера. Тепло наконечник трубки, чтобы создать выступ, по которому будет аорты, расположенную.
4 кардиомиоцитов изоляции
- Введите мышь с 0,2 мл раствора гепарина (1000 ед / мл), с помощью внутрибрюшинной инъекции.
- Через 5 мин, обезболить мышь с изофлуораном. При полной не под наркозом (ответа на сильном повышении пешком), спрей грудь 70% этанола. Откройте сундук, быстро вырезать сердце, стараясь не повредить аорту, и место в 4 ° C перфузии буфера. Используйте изогнутые щипцы для восприятия и поднять под сердцем. Это создает пространство для обрезки вложения позади сердца с мелкими ножницами.
- Иглу сердце, осторожно захватывая край аорты с двумя парами тонких щипцов и осторожно потянув за openiнг аорты через край канюли. Убедитесь конец канюли не мимо аортального клапана и в желудочке, так как это будет препятствовать перфузии сердца через коронарные артерии.
- Закрепите аорты к канюли, связывая петлю 5-0 шелковой нити вокруг аорты непосредственно над губой канюли.
- Примечание: Шаги 4.2 через 4,4 должна быть завершена как можно быстрее для наилучшего качества пищеварения.
- Примечание: Сердце можно повесить прямо на канюли уже прикрепленной к Аппарата Лангендорфа с распущенными перфузии буфер. Тем не менее, висит на сердце канюли, прикрепленной к небольшой шприц перфузии буфер под микроскопом рассечение было установлено, что наиболее успешным. Это позволяет небольшое количество перфузии буфера для протолкнул, наблюдая за освобождение коронарных артерий и обеспечения сердце надежно прикреплена к канюли. Канюля затем повесили на Langendorff с проточной перфузии буфер.
- Заливатьсердце с Са 2 + свободный перфузии буфер при скорости потока 3 мл / мин в течение 2-3 мин.
- Перейти к ферментативного расщепления буфер и заливать на 7-10 мин, сердце станет мягче и светлее.
- Примечание: Расщепление времени может быть скорректирована на основе ферментативной активности и размера сердца.
- После того, как сердце ощутимо вялым, удалить сердце от канюли и место в стерильной P60 блюдо с буфером А (Са 2 + бесплатный трансфер буфера).
- Удалить предсердий и крупные сосуды. Удалить правый желудочек, если это необходимо. С щипцами, отделить желудочек на мелкие кусочки. Внесите несколько раз стерильным 5 мл пипетки для дальнейшего разгона клетки.
- Фильтр клеточной суспензии в 50 мл коническую пробирку через фильтр из нейлона сетки 250 мкм.
- Разрешить подвеска для осаждения в течение 10 мин.
- Перенесите осадок в 2+ решения 0.06 мМ Ca. Разрешить клетки для осаждения в течение 10 мин. Здоровые клетки гранулы, в то время как большинство мертвые клетки и поплывет.
- Аспирируйте супернатант и осадок передачи в мМ Са 2 + раствор 0,24.
- Повторите 10 мин инкубации, стремление, и передать через оставшиеся два Ca 2 + решений, пока клетки находятся в 1,2 мМ раствора. В этот момент большинство клеток должно быть в форме стержня миоциты.
5. Измерительные сократимость и кальция Переходные
- Примечание: Оба сократимость и переходные кальция могут быть измерены одновременно.
- Подготовка фура-2 AM решение путем ресуспендирования в безводном ДМСО до концентрации 1 мкг / мкл. Раствор Fura-2 утра можно хранить в эксикаторе при -20 ° С.
- Нагрузка 1 мл взвешенных клеток с 1 мкл Фура-2 утра. Разрешить клетки сидеть в темном 10 мин, затем аспирации супернатант. Мыть два раза раствором Ca 2 + Тирода, что позволяет клеткам для осаждения в темноте в течение 10 мин между стирок.
- Поместите стеклянную покровное в стадии вставки, что позволяет с подогревом реrfusion / стремление и электрод ходить с миоцитов поля стимулятора. Место этап вставки на инвертированный микроскоп создан для измерения флуоресценции, добавлением капли масла к линзе, если использовать масло иммерсионный объектив.
- Настройка подогревом тяжести перфузии раствором 1,2 мм Ca 2 + Тирода так решение на этапе достигает 37 ° C. Прикрепите стремление вакууме. Прикрепите электроды.
- Включите систему микроскопа, и открыть логометрические флуоресценции и сбора данных клеток размеров программного обеспечения.
- Добавить несколько капель Фура-2 утра загружалась клеток в стадии вставки, блокируя кровоснабжение мгновение, чтобы здоровые клетки урегулировать.
- Используйте 40X цели, чтобы найти нужную ячейку. Здоровая клетка должна быть стержнеобразные а не спонтанно сокращается. Следует заметно и равномерно контракт, когда клетка развивающийся на 5-20 В.
- Примечание: Физиологический анализ требует высокого качества пищеварение. Можно есть клетки, которые выглядят здоровыми, но не ра в.п. хорошо для физиологического анализа. Протокол Пищеварение может потребовать уточнения, чтобы получить высокое качество, здоровые миоцитов. Кроме того, мутантные или больных сердца может потребовать изменения в протокол.
- Регулировка вращения объектива и изменение диафрагмы желании ячейка выстроились горизонтально на экране и фоном не видно.
- Совместите бары обнаружение края к каждому концу миоцита и отрегулируйте порог. Выравнивание обнаружения саркомера на части клетки с едиными саркомеров. Чем дольше вы можете сделать этот бар, тем точнее математическая модель длиной саркомера будет, пока это не на двух популяций саркомерах.
- Pace клетки с частотой 2 Гц и 5-20 V для 10-15 сек до начала записи.
- Запись трассировки. Окружающий свет должен быть минимизирован за лучший кальция переходных записи.
6 Анализ
- Анализ следов, используя логометрические флуоресценции и клеток обмеры программное обеспечение сбора данных.
- Этот протокол обеспечивает избыточные клетки, которые могут быть использованы для различных других экспериментах в том числе: фиксацию и иммуноокрашивания, оценивая прямые эффекты наркотиков, краткосрочный культуру и атомно-силовой микроскопии.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
После того, как сократимость и переходные обводка собраны (Рисунок 2), данные легко проанализировать с помощью соответствующего программного обеспечения. Весь трассировка, или их части могут быть усреднены (рисунок 3). Сокращаемость могут быть проанализированы в различных формах. Для систолической функции, можно оценить масштабы сокращения с фракции укорочения или скорость сокращения со временем пиковой сокращения, и скорость сжатия. Диастолической функции могут быть проанализированы ан...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Выделение качества кардиомиоцитов требует определенного уровня практики и оптимизации. Этот протокол содержит основные шаги, которые могут значительно повлиять на результат переваривания. Они должны быть тщательно при выполнении и устранение неполадок протокола. Время от удаления сердца к катетеризации и перфузии должны быть сведены к минимуму, в идеале менее чем за пять минут. Сразу Промывка сердце в ледяной перфузии буфера после удаления из мыши и рассечения и cannulating сердце в ледяной буфера будет также увеличить ...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
У нас нет ничего раскрывать.
Благодарности
Марк Возняк для использования Департаментом Cell и биологии развития видеосъемка оборудования.
Университет Вандербильта изображений сотовый общего ресурса.
Эта работа поддерживается AHA гранта 12PRE10950005 к ERP, AHA гранта 11GRNT7690040 чтобы DMB, NIH грант R01 HL037675 чтобы DMB. DMB является председателем Глэдис П. Stahlman в сердечно-сосудистых исследований.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| NaCl | RPI | S23020 | |
| KCl | Sigma | P-3911 | |
| MgCl2 | Sigma | M-8266 | |
| HEPES | EM Science | S320 | |
| 2PO4 | Sigma | S5011 | |
| CaCl2· 2H2O | Fisher | C79 | |
| D-(+)-глюкоза | Sigma | G7528 | |
| 2,3-бутандион-моноксим (BDM) | Sigma | B-0753 | |
| Таурин | Sigma | T-0625 | |
| Бычий сывороточный альбумин (BSA) | Sigma | A-7030 | |
| Коллагеназа B | Roche Диагностика | 1-088-823 | |
| Коллагеназа D | Roche Diagnostics | 1-088-882 | |
| Протеаза XIV | Sigma | P-5147 | |
| Гепарин | APP Pharmaceuticals, LLC | 401586D | |
| изофторан | Butler Schein | 11695-6776-2 | |
| Fura-2 AM | Teflabs | 103 | |
| DMSO – безводный | Sigma | 276855 | |
| Система стимуляции клеток и флуоресцентного анализа IonOptix | |||
| 250 μ m нейлоновый сетчатый фильтр | Sefar America | Lab Pak 03-250/50 | |
| 23 G Luer-заглушка адаптер | Becton Dickinson | 1482619E | |
| PE-50 трубка | Becton Dickinson | 427410 |
Ссылки
- Babick, A. P., Dhalla, N. S. Role of Subcellular Remodeling in Cardiac Dysfunction due to Congestive Heart Failure. Medical Principles and Practice. 16, 81-89 (2007).
- Nogami, A. Purkinje-Related Arrhythmias Part I: Monomorphic Ventricular Tachycardias. Pacing and Clinical Electrophysiology. 34, 624-650 (2011).
- Clancy, R. M., Kapur, R. P., Molad, Y., Askanase, A. D., Buyon, J. P. Immunohitologic Evidence Supports Apoptosis, IgG Deposition, and Novel Macrophage/Fibroblast Crosstalk in the Pathologic Cascade Leading to Congenital Heart Block. Arthritis and Rheumatism. 50, 173-182 (2004).
- Splawski, I., et al. CaV1.2 Calcium Channel Dysfunction Causes a Multisystem Disorder Including Arrhythmia and Autism. Cell. 119, 19-31 (2004).
- Berry, M. N., Friend, D. S., Scheuer, J. Morphology and Metabolism of Intact Muscle Cells Isolated from Adult Rat Heart. Circulation Research. 26, 679-687 (1970).
- Fang, F., et al. Luteolin Inhibits Apoptosis and Improves Cardiomyocyte Contractile Function through the PI3K/Akt pathway in Simulated Ischemia/Reperfusion. Pharmacology. 88, 149-158 (2011).
- Feng, W., et al. Coordinated Regulation of Murin Cardiomyocyte Contractility by Nanomolar (-)-Epigallocatechin-3-Gallate the Major Green Tea Catechin. Molecular Pharmacology. 82, 993-1000 (2012).
- Claycomb, W. C., et al. HL-1 cells: A cardiac muscle cell line that contracts and retains phenotypic characteristics of the adult cardiomyocyte. Proceedings of the National Academy of Science. 95, 2979-2984 (1998).
- Kaestner, L., et al. Isolation and Genetic Manipulation of Adult Cardiac Myocytes for Confocal Imaging. J Vis Exp. (31), e1433(2009).
- Vainio, L., et al. Neronostatin, a Novel Peptide Encoded by Somatostatin Gene, Regulates Cardiac Contractile Function and Cardiomyocytes Survival. The Journal of Biological Chemistry. 287, 4572-4580 (2012).
- Park, M., et al. Novel mechanisms for caspase inhibition protecting cardiac function wth chronic pressure overload. Basic Research in Cardiology. , 108(2013).
- Novaes, R. D., et al. Effects of Trypanosoma cruzi infection on myocardial morphology, single cardiomyocyte contractile function and exercise tolerance in rats. International Journal of Experimental Pathology. 92, 299-307 (2011).
- Weltman, N. Y., Wang, D., Redetzke, R. A., Gerdes, A. M. Longstanding Hyperthyroidism is Associated with Normal or Enhanced Intrinsic Cardiomyocyte Function despite Decline in Global Cardiac Function. PLoS One. 7, e46655(2012).
- Papanicolaou, K. N., et al. Preserved heart function and maintained response to cardiac stresses in a genetic model of cardiomyocyte-targeted deficiency of cyclooxygenase-2. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 49, 196-209 (2010).
- Despa, S., Lingrel, J. B., Bers, D. M. Na+/K+-ATPase a2-isoform preferntially modulates Ca2+ transients and sarcoplasmic reticulum Ca2+ release in cardiac myocytes. Cardiovascular Research. 95, 480-486 (2012).
- Touchberry, C. D., et al. FGF23 is a novel regulator of intracellular calcium and cardiac contractility in addition to cardiac hypertophy. American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. , (2013).
- Helmes, M., et al. Titin Determines the Frank-Starling Relation in Early Diastole. The Journal of General Physiology. 121, 97-110 (2003).
- Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50, 940-950 (2011).
- Flynn, J. M., Santana, L. F., Melov, S. Single Cell Transcriptional Profiling of Adult Mouse Cardiomyocytes. J Vis Exp. (58), e3302(2011).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
