Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Кратковременная экспрессия белков гидродинамическими доставки генов у мышей

28.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/51481

⸱

5 мая 2014 г.

 , 
1Department of Biological Sciences, Hunter College, CUNY

В этой статье

Краткое содержание

В естественных условиях трансфекции голой ДНК по доставке гидродинамического гена вводит генов в ткани животного с минимальными воспалительной реакции. Достаточное количество продукта гена генерируются таким образом, что функция гена и регулирование, а также структура и функции белка могут быть проанализированы.

Аннотация

Эффективное выражение трансгенов в естественных условиях имеет решающее значение в изучении функции генов и разработке методов лечения заболеваний. За последние годы, доставка гидродинамическая ген (HGD) стала простым, быстрым, безопасным и эффективным методом для доставки трансгенов в грызунов. Этот метод основан на силы, создаваемой быстрой инъекции большого объема физиологического раствора, чтобы увеличить проницаемость клеточных мембран перфузии органов и, таким образом доставки ДНК в клетки. Одним из основных преимуществ HGD является возможность вводить трансгенов в клетках млекопитающих с использованием обнаженной плазмидной ДНК (плазмидной). Представляя экзогенный ген с помощью плазмиды, минимально трудоемким, высокой эффективностью и, в отличие от вирусных носителей, удивительно безопасным. HGD изначально предназначался для доставки генов в организм мышей, в настоящее время используется для доставки широкого спектра веществ, в том числе олигонуклеотидов, искусственных хромосом, РНК, белков и малых молекул в мышей, крыси, в ограниченной степени, другие животные. Этот протокол описывает HGD у мышей и фокусируется на трех ключевых аспектах метода, имеют решающее значение для выполнения процедуры успешно: правильно введения иглы в вену, объем инъекции и скорость доставки. Приведены примеры, чтобы показать применение этого метода к временной экспрессии двух генов, которые кодируют секретируемые, приматов-специфических белков, аполипопротеина Л.И. (APOL-я) и гаптоглобина, связанных белка (HPR).

Введение

С момента своего первого описания по Лю и др.., И Чжан и др.., Доставка гидродинамическая ген (HGD) стала бесценным инструментом для изучения функции генов в грызунов модельных систем 1, 2. Методика включает в быстрой инъекции (5-7 сек) большого объема (8-12% массы тела) раствора в хвостовую вену мышей, чтобы облегчить поглощение плазмидной ДНК на клетках органов-мишеней 1, 2. Эти условия приводят к надежной экспрессии генов в печени и менее экспрессии генов в почках, селезенке, легких и сердце.

Инъекция 10 мкг PCMV-LacZ плазмиды могут трансфекции целых 40% гепатоцитов, что делает HGD наиболее эффективным, невирусный, в естественных условиях способ доставки гена на сегодняшний день 1. В отличие от вирусных носителей, пДНК легко приготовить, не вызывает иммунного ответа у хозяина грызунов 3 и не представляют опасности для здоровья по рекомбинации с концаogenous вирусы. Кроме того, поскольку молекулы ДНК, поставляемые HGD не нужно упаковывать, этот метод подходит для доставки бактериальных искусственных хромосом (BAC) такого размера, как 150 кб 4. Другие типы молекул, которые были завезены гидродинамического способа включают РНК 5-10, Morpholinos 11, белки, 12, 13 и другие малые молекулы 12, 14. Преимущества и недостатки HGD по сравнению с другими методами доставки были обсуждены в превосходных отзывов в литературе 15-20 и ряд авторов предоставили подробное описание процедуры 21-23.

Представляя трансгены в мышах HGD является безопасным и эффективным 1-3, 24 и метод был использован у крыс с сопоставимой успеха 25. С некоторыми изменениями, доказательство правильности концепции эксперименты были проведены в кур 26, Раббиты 27 и свиней 28, хотя, естественных применение в этой техники в более крупных животных остается проблемой. При использовании этого метода, еще одним распространенным ограничением является то, многие из доступных векторов экспрессии млекопитающих не хватает компонентов для достижения постоянного, высокий уровень экспрессии генов. Использование плазмиды экспрессии генов, PCMV-Luc в органы-мишени, очевидно еще в десять минут после HGD, однако, первоначальный, высокий уровень экспрессии резко падает в течение первой недели после инъекции 1. Долгосрочный трансгенная экспрессия можно в зависимости от промоутера и интрона, используемого в плазмиды конструкции 3, 24 однако, поддержание экспрессии генов высокого уровня часто требует повторных инъекций. По этой причине, HGD может быть менее пригодны для изучения хронических заболеваний, которые являются результатом долгосрочного воздействия повреждающих белки или белковые продукты. С учетом этих ограничений, HGD является исключительно мощным инструментом для изучения роциала роль гена и эффект от него мутантов в естественных условиях, а также терапевтических эффектов и регулирования белков и для установления животных моделях болезни (для обзора см. 15). Например, HGD могут быть использованы, чтобы назначить функцию для доменов и аминокислот белков по отдельности введения различных генных конструкций в мышей, которые имеют соответствующие гены нокаут. Кроме того, этот метод может быть использован в любой штамм мыши.

Этот протокол описывает HGD у мышей с акцентом на технических аспектах, необходимых для достижения успешного трансфекции: правильно введения иглы в вену, объем впрыска и скорости доставки. Применение этого метода продемонстрирована на мышиной модели африканского трипаносомоза, смертельной болезни людей и скота 29, 30. В то время как несколько видов трипаносом вызывают заболевания у скота, большинство из них не может вызвать заболевание у человека в связи с врожденной иммунной комплексы в бLOOD называемые трипаносомная литические факторы (ФЦН) 29, 31, 32. Эти порообразующие, липопротеины высокой плотности (HDL) содержат два уникальных, приматов-специфических белков. HPR, лиганд, который облегчает поглощение ФЦН в трипаносом, и APOL-I, литический компонент 31, 33-38 Trypanosoma brucei rhodesiense способен инфицировать людей в связи с выражением сопротивления связанных сывороточного белка (SRA), который связывается с и нейтрализует человеческий APOL-I 34, 39. Бабуин TLF не нейтрализуется SRA из-за его расходящихся APOL-I белка 40. Как сообщалось ранее, с использованием вектора экспрессии млекопитающих (pRG977), трансгенных выражение павиана компонентов TLF у мышей обеспечивает защиту против человека-инфекционный трипаносом 40. Представительные данные, представленные здесь продемонстрировать, как доставка гидродинамическая ген может быть применен для изучения терапевтические эффекты белка.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты, описанные здесь, были одобрены Институциональные уходу и использованию животных комитета Хантер-колледже, Городского университета Нью-Йорка.

1. Подготовка эндотоксинов ДНК плазмиды

  1. Выбрать одну колонию бактерий, содержащих нужный ген в экспрессирующий вектор млекопитающего с прожилками недавно селективной пластины.
  2. Следуйте рекомендациям, найденные в справочнике коммерчески доступного эндотоксинов очистки плазмиды комплект для выращивания и сбора урожая бактерии.
  3. Очищают эндотоксина плазмидной ДНК из бактериальных клеток, следуя протоколу коммерчески доступного эндотоксинов набора для очистки плазмид.
  4. Используйте эндотоксина без пластиковую посуду и обрабатывать ДНК с осторожностью, чтобы гарантировать, что эндотоксина повторно не вводят в образце ДНК после стадии удаления.
  5. Измерение концентрации эндотоксинов плазмидной ДНК путем определения его оптическую плотность при 260 нм с использованием MICRо-объем УФ спектрофотометра, как описано ниже, или стандартный, кювета на основе спектрофотометра.
    1. Очистите нижнюю и верхнюю оптические поверхности микро удерживающей системы образца спектрофотометр следующим образом. Пипетка 1 мкл чистой деионизированной воды на нижнюю оптической системы. Закройте рычаг и нажмите его несколько раз купаться верхнюю оптическую систему, затем откройте рычаг и протрите чистой тканью.
    2. Откройте программное обеспечение микро спектрофотометра и выберите нуклеиновой модуль кислот.
    3. Поместите 1 мкл чистой деионизированной воды на нижней оптической системы, снизить рычаг и выберите пункт "инициализировать" с помощью программного обеспечения программы. После завершения инициализации, чистые и оптические поверхности с ткани ..
    4. Выполните измерение бланка путем загрузки 1 мкл эндотоксина свободной ТЕ-буфера (10 мМ Трис-Cl, рН 8,0, 1 мМ ЭДТА) и выбрать "пустой" с помощью программного обеспечения программы. После того, как измерение бланка делается, чистые и оптические поверхности сткани.
    5. Выполните измерение образца путем загрузки 1 мкл эндотоксина образца ДНК и выбрав «меры» с помощью программного обеспечения программы. Запишите концентрацию ДНК. Оценить чистоту ДНК путем записи соотношение поглощения 260/280 нм, которая появляется на экране. Поскольку использование чистой ДНК (260/280 отношение 1,8) в течение HGD весьма желательно избегать использования образец ДНК с соотношением 260/280 ниже 1,7. После того, как измерение производится, очистить оба оптических поверхностей с тканью.

2. Взвешивание мышей

  1. Марк мышей в манере, подходящей для деформации. Примечание: маркировка хвоста не рекомендуется для этой процедуры.
    1. Все виды мыши, которые имеют белый мех (например Швейцарский Webster) на спине с черным маркером. Повторно знаки с течением времени по мере необходимости.
    2. Виды Марк мыши, которые имеют черный мех (например C57BL / 6) на слух пробивая несколько дней заранее.
  2. Взвесьте мышей индивидовLLY, осторожно ставя их в чашку весов животного или ведро помещается на цифровой лабораторных весах. Запись веса каждой мыши, используемой в эксперименте, в день эксперимента.

3. Подготовка шприцев

  1. Приготовление раствора для инъекций
    1. Рассчитайте количество ДНК, необходимую при условии, 5 - 50 мкг эндотоксина свободной ДНК плазмиды для введения каждой мыши.
      1. Определить оптимальное количество ДНК плазмиды экспериментально.
      2. При определении количества ДНК, необходимую, предположим, инъекцию одного дополнительного мыши на группу, как собственно загрузка шприцев потребует некоторого дополнительного впрыска смеси. Чтобы помочь расчеты, рассмотрим следующий пример: вводить 4 экспериментальных и 4 контрольных мышей, каждая из которых весит 25 г, 50 мкг ДНК плазмиды на мышь. Чтобы определить количество ДНК, необходимую в этом случае рассчитать с 5 мышей в каждой группе: 5 х 50 = 250 мкг мкг ДНК необходимы для каждой группы.
    2. Определить количество физиологического раствора (0,9% хлорид натрия), необходимую при условии, 10% от массы тела для инъекции каждой мыши.
      1. Согласно приведенному выше примеру, вводить каждый 25 г мышь с 50 мкг плазмидной ДНК в 2,5 мл физиологического раствора (2,5 г жидкости).
      2. При определении количества физиологического раствора, необходимого для всей группы мышей, предположим, инъекцию дополнительного мыши на группу для обеспечения надлежащего погрузки шприцев. Принимая во внимание данный эксперимент, вычислить количество физиологического раствора, необходимого для 5 мышей в каждой группе: 5 х 2,5 мл = 12,5 мл физиологического раствора для каждой группы (или 25 мл всего). Примечание: Если мыши в пределах одной группы не совпадают вес (разница в массе тела более 10%), подготовить впрыска смеси в отдельности.
    3. Используйте консервантов и эндотоксинов, стерильный физиологический раствор, который был одобрен для использования человеком, в 10 мл, несколько флаконов использования.
    4. Использование 20-иглы (0.9 мм х 25 мм), прикрепленный к Luer-Lock оконечности 20 мл шприц,вывести жидкость из соленых флаконах и пустые шприцы в 50 мл коническую трубку. Чтобы помочь пипетки физиологического раствора в процессе подготовки ДНК-солевой смеси для инъекций, физиологический раствор собирают больше, чем необходимо для инъекции всех мышей в эксперименте. Для приведенного выше эксперимента, снять физиологический раствор от 3, 10 мл флаконы (в общей сложности около 30 мл), даже если рассчитанное количество физиологического раствора, необходимое для эксперимента находится всего в 25 мл.
    5. Внесите расчетное количество ДНК в другую 50 мл коническую трубку. Будьте осторожны, не прикасайтесь к рабочей стороне трубы с телом пипетки, чтобы избежать введения эндотоксина. Согласно примеру, пипетки 250 мкг управления и 250 мкг экспериментальной плазмидной ДНК в отдельных конических труб.
    6. Добавить требуемое количество физиологического раствора с ДНК с использованием серологические пипетки. Учитывая образец эксперимент, пипетки 12,5 мл физиологического раствора к каждому из мастер-смеси (экспериментальное и контроль).
    7. Разрешить все решения, чтобы достичькомнатной температуры перед инъекцией.
  2. Подготовка шприцев
    1. Для каждой мыши, заполнить стерильный, 3 мл, Luer-Lock шприц с ДНК-солевой смеси, используя стерильный, 20-иглы (0,9 мм х 25 мм). Позаботьтесь, чтобы избежать воздушных пузырей. Не следует использовать более высокие объемные шприцы как скорость потока инъекции не может управляться очень хорошо, и трудно манипулировать большими шприцы в одной руке. Извлеките лишнюю смесь ДНК-солевой обратно в конической трубе, как это может быть использована повторно.
    2. Переключите иглу в стерильный, 27-иглы. Заполните иглу с жидкостью полностью без введения пузырьков воздуха. Настройка громкости ДНК-солевой смеси, рассчитанной на основе веса мыши.
    3. Не допускайте, чтобы без колпачков иглы коснуться любой нестерильный поверхность. При необходимости, иглы могут быть повторно ограничен использованием одной рукой технику: Место колпачок на плоской поверхности, вставить иглу, не держась крышки с другой стороны и нажмите увенчанный иглупротив твердой объекта обеспечения колпачок на иглу. Шприцы готовы к хвостовых вен инъекций.

4. Гидродинамический доставка ДНК

  1. Обратите внимание, что обезболивающие мышей может уменьшить жизнеспособность. Не выполняйте HGD в комнате, где слишком холодно, так как это также уменьшит жизнеспособность. Если комната имеет температуру окружающей среды 20 ° C или при использовании анестезии, поместите мышей на грелку при 37 ° C процедуры сообщению, чтобы избежать потери любых животных. При использовании анестезии, убедитесь, что рот и мордочка мыши находились в прямой видимости, а на площадку тепла и наблюдать мышь, пока она полностью не восстановится. Не отказывай в пищу или воду из мышей до HGD.
  2. Подогрейте мышей расширяют кровеносные сосуды.
    1. Поместите клетку мыши (с постельное белье включены) на площадку тепла в течение 5 мин, так что температура подстилки приблизительно 38-39 ° C. Температура должна быть достаточно низкой, чтобы держать мышей на тепловой площадку дляпродлен срок.
    2. С другой стороны, переместить мышь в фиксатор доступа спинной с минимальным ограничением. Теплый хвост мыши в течение 1 мин, осторожно держа его кусочком марли, смоченной в теплой воде. Разрешить мышь повторно положение, если это необходимо. Протрите хвост с ткани для просушки.
    3. Кроме того, теплый мыши, поместив в клетку под инфракрасной лампой не более чем на 2 мин. При использовании тепла лампы, проявлять осторожность, чтобы избежать перегрева мыши.
  3. Большой объем инъекции в хвостовую вену
    1. Обездвижить Restrainer доступа спинной на плоской поверхности с помощью лабораторного ленты.
    2. Проведение за хвост, поместите курсор мягко в фиксатор и вставьте вилку. Используйте как можно меньше сдержанность по мере необходимости, чтобы держать хвост обездвижен. Убедитесь, что мышь свободно дышать.
    3. Если мышь находится в тяжелой беде в любой момент во время процедуры, удалите мышь от фиксатор сразу и дайте ему отдохнуть.
    4. Поместите мышь такодин из боковой хвостовой вены видна. Расположить боковые хвостовые вены, глядя прямо вниз в задней части мыши: красная линия работает в середине хвоста артерии, в то время как синие линии по обе стороны от хвоста боковые хвостовые вены.
    5. Протрите хвост мыши тщательно спиртовым тампоном.
    6. Использование неинъекционных руку, держать хвост плотно между указательным и средним пальцами, так что хвост проходит под указательным пальцем, над серединой и третьими пальцами и под мизинцем. Разрешить большой палец оставаться свободно перемещаться. (Рис. 1А)
    7. Использование другой стороны, протрите, который будет введен снова спиртовым тампоном. Разрешить области, чтобы высохнуть.
    8. Поднимите загружалась шприц с инъекционным рук и держите его за баррель между большим и четырьмя другими цифр. Не держите на поршень.
    9. Поместите шприц параллельно хвоста с помощью указывающего иглы в направлении корпусе мыши искос (косые края) иглы вверх.
    10. Вставьте иглу в хвостовую вену. Продолжайте инъекции только тогда, когда вены правильно расположен, что видно из иглы скольжения в без сопротивления. Обратите внимание, что глубина введения иглы является вопросом личных предпочтений, однако, полный вставки не рекомендуется в связи с повышенным риском стрижки вены. Избегайте перемещения иглы.
    11. Используя большой палец хвостовой-холдинг стороны, закрыть на ступице иглы и пресс-концентратор против хвоста провести иглу в положении. Не применять экстремальное давление и не удержать вала иглы, так как они будут препятствовать потоку жидкости в вену. Держите хвост с указательного пальца свободно на данный момент, чтобы не препятствовать инъекции (рис. 1А).
    12. Повторно установите шприц-держа за руку так, чтобы указательный палец и средний палец держат на фланец и большой палец находится на конце плунжера (Figurе 1А).
    13. Надавите на поршень в одном, непрерывного движения и придать полный объем жидкости в 6-8 сек.
    14. Удалить иглу из вены и остановить кровотечение, слегка надавливая до хвоста с тканью.
    15. Удалить мышь от Restrainer и место мыши в Восстановление клетке, помещенной сверху грелку (постельные принадлежности должны быть 37-38 ° С). Если в комнате впрыска холодно, этот шаг имеет решающее значение для выживания мыши. Держитесь за хвост мыши, пока кровотечение не остановится полностью.
    16. Соблюдайте мышь в течение 1 часа после родов гидродинамического ДНК. Начальный период тяжело дыша и неподвижности нормально из-за временного аритмии, вызванной HGD но убедитесь, что мышь показывает признаки восстановления в примерно 5 мин. Если дыхание мыши становится чрезвычайно мелкий, нежно массировать живот мыши, чтобы облегчить дыхание. Следует отметить, что скорость восстановления может быть слегка зависит от используемого штамма мыши.
    17. Вернуться мышижилищного клетке и убедитесь, что мышь имеет богатый запас пищи и воды.
  4. Большой объем инъекции в хвостовую вену с использованием альтернативного положение рук
    1. Наведите курсор на фиксатор и подготовить для инъекций, следуя пунктам 4.3.1 через 4.3.5, как описано выше.
    2. Наведите неинъекционных руку на плоской поверхности с четырьмя пальцами, под углом девяносто градусов. Пальцы (все, за исключением большого пальца) должна лежать поверх друг друга, создавая платформу. Держите хвост мыши между большим и указательным пальцем (рис. 1В).
    3. Использование другой стороны, протрите, который будет введен снова спиртовым тампоном. Разрешить области, чтобы высохнуть.
    4. Захватите шприц с инъекционным рук и держите его за фланцем и концом поршня, готовой для инъекции.
    5. Завершите процедуру, следуя этот протокол с шага 4.3.9 через шаг 4.3.17, как описано выше.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Правильное позиционирование иглы в хвостовую вену мыши (как показано на рисунке 1) является необходимым условием для успешного предоставления трансген по гидродинамике основе трансфекции. Часто наиболее сложной частью техники, однако, является сохранение иглы в хвостовую вену без движения так, чтобы весь объем инъекции могут быть доставлены в течение 6-8 с. Мелкие ошибки в процессе инъекции может привести к значительно сниженной эффективности трансфекции и экспрессии белка. Поэтому, крайне важно, чтобы ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

При правильном выполнении HGD является чрезвычайно безопасным и эффективным средством доставки трансгенов. Критические шагов к успешному HGD являются: 1) поставлять нужное количество ДНК в большом объеме физиологического транспортного средства 2) в хвостовую вену мыши 3) менее чем 8 сек.

Хотя сам процесс инъекции бесспорно требует ловкости рук, успех этого шесть-второй процедуры часто заключается в тщательной подготовке эксперимента. Количество пДНК необходимо для достижения максимальной экс...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Благодарности

Мы благодарим Ся Лю (Regeneron Pharmaceuticals) для изначально учит нас технику HGD и д-р Рассел Томсон (Альберт Эйнштейн медицинский колледж) для его постоянного руководства по различным аспектам технологии. Эта работа финансировалась по Хантер-колледже, CUNY запуска средства и NSF Хлеб награда IOS-1249166. Мы благодарим NYULMC Гистопатология Ядро NYUCI Центр поддержки Грант, NIH / NCI 5 P30CA16087-31 для гистологии на печени мышей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Салфетка для приготовления спиртаWebcol6818
AST kit, Amplite ColorimetricAAT Bioquest13801
Коническая трубка, 50 млBD Falcon352070
EndoFree Plasmid Maxi KitQiagen12362
KimWipesKIMTECH34120
Мышиный хвост ОсветительBraintree ScientificMTI RSTили эквивалентная
игла, 20 г x 1 (0,9 мм x 25 мм)BD305175
игла, 27 г x 1/2 (0,9 мм x 25 мм)BD305109
pRG977 (вектор экспрессии млекопитающих)Требуется соглашение о передаче материалаRegeneron Pharmaceuticals
Требуется хлорид натрия, 0,9% INJ USP 10 мл, Hospira Шприц FisherNC9054335
, 3 мл, наконечник Люэр-ЛокBD309657Люэр Лок Лок необходим для того, чтобы выдерживать давление от HGD

Ссылки

  1. Liu, F., Song, Y., Liu, D. Hydrodynamics-based transfection in animals by systemic administration of plasmid DNA. Gene Ther. 6, 1258-1266 (1999).
  2. Zhang, G., Budker, V., Wolff, J. A. High levels of foreign gene expression in hepatocytes after tail vein injections of naked plasmid DNA. Hum Gene Ther. 10, 1735-1737 (1999).
  3. Miao, C. H., Thompson, A. R., Loeb, K., Ye, X. Long-term and therapeutic-level hepatic gene expression of human factor IX after naked plasmid transfer in vivo. Mol Ther. 3, 947-957 (2001).
  4. Magin-Lachmann, C., et al. In vitro and in vivo delivery of intact BAC DNA -- comparison of different methods. J Gene Med. 6, 195-209 (2004).
  5. Chang, J., Sigal, L. J., Lerro, A., Taylor, J. Replication of the human hepatitis delta virus genome Is initiated in mouse hepatocytes following intravenous injection of naked DNA or RNA sequences. J Virol. 75, 3469-3473 (2001).
  6. Giladi, H., et al. Small interfering RNA inhibits hepatitis B virus replication in mice. Mol Ther. 8, 769-776 (2003).
  7. Kobayashi, N., et al. Vector-based in vivo RNA interference: dose- and time-dependent suppression of transgene expression. J Pharmacol Exp Ther. 308, 688-693 (2004).
  8. Layzer, J. M., et al. In vivo activity of nuclease-resistant siRNAs. Rna. 10, 766-771 (2004).
  9. McCaffrey, A. P., et al. RNA interference in adult mice. Nature. 418, 38-39 (2002).
  10. McCaffrey, A. P., et al. Determinants of hepatitis C translational initiation in vitro, in cultured cells and mice. Mol Ther. 5, 676-684 (2002).
  11. McCaffrey, A. P., Meuse, L., Karimi, M., Contag, C. H., Kay, M. A. A potent and specific morpholino antisense inhibitor of hepatitis C translation in mice. Hepatology. 38, 503-508 (2003).
  12. Zhang, G., et al. Hydroporation as the mechanism of hydrodynamic delivery. Gene Ther. 11, 675-682 (2004).
  13. Kobayashi, N., Kuramoto, T., Yamaoka, K., Hashida, M., Takakura, Y. Hepatic uptake and gene expression mechanisms following intravenous administration of plasmid DNA by conventional and hydrodynamics-based procedures. J Pharmacol Exp Ther. 297, 853-860 (2001).
  14. Kobayashi, N., Nishikawa, M., Hirata, K., Takakura, Y. Hydrodynamics-based procedure involves transient hyperpermeability in the hepatic cellular membrane: implication of a nonspecific process in efficient intracellular gene delivery. J Gene Med. 6, 584-592 (2004).
  15. Bonamassa, B., Hai, L., Liu, D. Hydrodynamic gene delivery and its applications in pharmaceutical research. Pharm Res. 28, 694-701 (2011).
  16. Al-Dosari, M. S., Gao, X. Nonviral gene delivery: principle, limitations, and recent progress. Aaps J. 11, 671-681 (2009).
  17. Gao, X., Kim, K. S., Liu, D. Nonviral gene delivery: what we know and what is next. Aaps J. 9, (2007).
  18. Herweijer, H., Wolff, J. A. Gene therapy progress and prospects: hydrodynamic gene delivery. Gene Ther. 14, 99-107 (2007).
  19. Kobayashi, N., Nishikawa, M., Takakura, Y. The hydrodynamics-based procedure for controlling the pharmacokinetics of gene medicines at whole body, organ and cellular levels. Adv Drug Deliv Rev. 57, 713-731 (2005).
  20. Al-Dosari, M. S., Knapp, J. E., Liu, D. Hydrodynamic delivery. Adv Genet. 54, 65-82 (2005).
  21. Bell, J. B., et al. Preferential delivery of the Sleeping Beauty transposon system to livers of mice by hydrodynamic injection. Nat Protoc. 2, 3153-3165 (2007).
  22. Osorio, F. G., de la Rosa, J., Freije, J. M. Luminescence-based in vivo monitoring of NF-kappaB activity through a gene delivery approach. Cell Commun Signal. 11, (2013).
  23. Knapp, J. E., Liu, D. Hydrodynamic delivery of DNA. Methods Mol Biol. 245, 245-250 (2004).
  24. Yang, J., Chen, S., Huang, L., Michalopoulos, G. K., Liu, Y. Sustained expression of naked plasmid DNA encoding hepatocyte growth factor in mice promotes liver and overall body growth. Hepatology. 33, 848-859 (2001).
  25. Maruyama, H., et al. High-level expression of naked DNA delivered to rat liver via tail vein injection. J Gene Med. 4, 333-341 (2002).
  26. Hen, G., et al. Expression of foreign genes in chicks by hydrodynamics-based naked plasmid transfer in vivo. Domestic animal endocrinology. 30, 135-143 (2006).
  27. Eastman, S. J., et al. Development of catheter-based procedures for transducing the isolated rabbit liver with plasmid DNA. Hum Gene Ther. 13, 2065-2077 (2002).
  28. Yoshino, H., Hashizume, K., Kobayashi, E. Naked plasmid DNA transfer to the porcine liver using rapid injection with large volume. Gene Ther. 13, 1696-1702 (2006).
  29. Vanden Bossche, P. Some general aspects of the distribution and epidemiology of bovine trypanosomosis in southern Africa. Int J Parasitol. 31, 592-598 (2001).
  30. Fevre, E. M., Picozzi, K., Jannin, J., Welburn, S. C., Maudlin, I. Human African trypanosomiasis: Epidemiology and control. Adv Parasitol. 61, 167-221 (2006).
  31. Lugli, E. B., Pouliot, M., Portela Mdel, P., Loomis, M. R., Raper, J. Characterization of primate trypanosome lytic factors. Mol Biochem Parasitol. 138, 9-20 (2004).
  32. Pays, E., et al. The trypanolytic factor of human serum. Nat Rev Microbiol. 4, 477-486 (2006).
  33. Raper, J., Fung, R., Ghiso, J., Nussenzweig, V., Tomlinson, S. Characterization of a novel trypanosome lytic factor from human serum. Infect Immun. 67, 1910-1916 (1999).
  34. Vanhamme, L., et al. Apolipoprotein L-I is the trypanosome lytic factor of human serum. Nature. 422, 83-87 (2003).
  35. Nielsen, M. J., et al. Haptoglobin-related protein is a high-affinity hemoglobin-binding plasma protein. Blood. 108, 2846-2849 (2006).
  36. Molina-Portela Mdel, P., Lugli, P., Recio-Pinto, E., Raper, J. Trypanosome lytic factor, a subclass of high-density lipoprotein, forms cation-selective pores in membranes. Mol Biochem Parasitol. 144, 218-226 (2005).
  37. Perez-Morga, D., et al. Apolipoprotein L-I promotes trypanosome lysis by forming pores in lysosomal membranes. Science. 309, 469-472 (2005).
  38. Molina-Portela, M. P., Samanovic, M., Raper, J. Distinct roles of apolipoprotein components within the trypanosome lytic factor complex revealed in a novel transgenic mouse model. J Exp Med. 205, 1721-1728 (2008).
  39. Oli, M. W., Cotlin, L. F., Shiflett, A. M., Hajduk, S. L. Serum resistance-associated protein blocks lysosomal targeting of trypanosome lytic factor in Trypanosoma brucei. Eukaryot Cell. 5, 132-139 (2006).
  40. Thomson, R., Molina-Portela, P., Mott, H., Carrington, M., Raper, J. Hydrodynamic gene delivery of baboon trypanosome lytic factor eliminates both animal and human-infective African trypanosomes. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 19509-19514 (2009).
  41. Genovese, G., et al. Association of trypanolytic ApoL1 variants with kidney disease in African Americans. Science. 329, 841-845 (2010).
  42. Tzur, S., et al. Missense mutations in the APOL1 gene are highly associated with end stage kidney disease risk previously attributed to the MYH9 gene. Hum Genet. 128, 345-350 (2010).
  43. Suda, T., Gao, X., Stolz, D. B., Liu, D. Structural impact of hydrodynamic injection on mouse liver. Gene Ther. 14, 129-137 (2007).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Транзиторная экспрессия белка«голая» плазмидная ДНКинъекция в хвостовую венувестерн-блот-анализзабор крови у мышейподготовка плазмидной ДНКтехника заполнения шприцафиксация положения иглыдетекция APOL-I HPR
Кратковременная экспрессия белков гидродинамическими доставки генов у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.