Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Острая травма мозга у мышей с последующим продольного двухфотонного изображений

12.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/51559

⸱

6 апреля 2014 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Neuroscience Center, University of Helsinki

В этой статье

Краткое содержание

Острая травма мозга является тяжелая травма, которая не имеет адекватного лечения на сегодняшний день. Многофотонная микроскопия позволяет изучать продольно процесс острого развития мозга при травмах и зондирования терапевтические стратегии у грызунов. Две модели острой травмы мозга учился с в естественных условиях двухфотонного визуализации мозга показали в этом протоколе.

Аннотация

Хотя острая травма мозга часто является результатом повреждения головы в различных аварий и затрагивает значительную часть населения, не существует эффективного лечения для нее еще. Ограничения используемых в настоящее время моделях животных препятствуют пониманию механизма патологии. Многофотонная микроскопия позволяет изучать клетки и ткани в пределах неповрежденных мозгах животных продольно в физиологических и патологических состояниях. Здесь мы описываем две модели острой черепно-мозговой травмой, изучаемая с помощью двухфотонного визуализации поведения клеток мозга под посттравматических условиях. Выбран регион мозг травмирован с острой иглой для получения травму контролируемой шириной и глубиной в паренхимы мозга. Наш метод использует стереотаксической укол иглой шприца, который может быть в сочетании с одновременным применением наркотиков. Мы полагаем, что этот метод может быть использован как усовершенствованный инструмент для исследования клеточные механизмы патофизиологических последствий острой травмы в мозге млекопитающих

Введение

Острая черепно-мозговая травма является серьезной проблемой общественного здравоохранения с высоким уровнем травмы в дорожно-транспортных происшествий, падений или нападения, и высокая распространенность последующей хронической инвалидности. Терапевтические подходы к лечению черепно-мозговой травмы остаются полностью симптоматическое, что ограничивает эффективность догоспитальном, хирургического и реанимационного. Это делает социальные и экономические последствия черепно-мозговой травмы, особенно тяжелой. По разным причинам, большинство клинических испытаний не смогли продемонстрировать улучшение восстановления после травмы головного мозга с использованием новых терапевтических подходов.

Животные модели имеют решающее значение для разработки новых терапевтических стратегий к той стадии, когда эффективность препарата может быть предсказано у больных с черепно-мозговыми травмами. В настоящее время несколько хорошо организованной животные модели травмы головы существуют, в том числе управляемой корковой воздействия 1, жидкости ударных травмы 2, динамической корковой деформации 3, вес-капли4 и 5 фото травмы. Ряд экспериментальных моделях были использованы для изучения некоторых морфологических, молекулярные и поведенческие аспекты травмы головы связанных патологии. Тем не менее, ни одна модель животное не удалось в полной оценки новых терапевтических стратегий. Разработка надежных, воспроизводимых и контролируемых животных моделях черепно-мозговой травмой необходимо оценить сложные патологические процессы.

Роман сочетание новейших микроскопических технологии визуализации и генетически закодированных люминесцентных журналистами предлагает беспрецедентную возможность изучить все этапы мозговой травмы, которые включают основную травмы, распространение первичной травмы, вторичного повреждения и регенерации. В частности, в естественных условиях двухфотонного микроскопия является уникальным нелинейный оптический технология, которая позволяет в режиме реального времени визуализации клеточных и субклеточных структур даже в глубоких слоях коры мозга грызунов. Несколько типов клеток и оргаNelles могут быть отображены одновременно, комбинируя различные флуоресцентные маркеры. С помощью этого мощного инструмента, мы можем представить себе динамические морфологические и функциональные изменения в живой мозг под посттравматических условиях. Преимущества в естественных условиях двухфотонного микроскопии в изучении травму головного мозга были недавно продемонстрировано Кирова и коллег 6. Использование мягкий фокусное корковой модель ушиб, эти авторы показали, что острая дендритных травмы в pericontusional коры закрытого в связи с сокращением местного кровотока. Кроме того, они показали, что метаболически нарушена кора вокруг ушиба сайта дополнительно повреждены в результате распространения деполяризации. Это вторичное повреждение влияет синаптическую схемы, что делает последствия черепно-мозговой травмы более серьезными.

Здесь мы предлагаем метод стереотаксической укола иглой шприца, который может быть в сочетании с одновременным местного применения наркотиков, как передовые модели для местного мозгатравмы и в качестве инструмента для изучения патофизиологических последствий острой травмы в мозге млекопитающих в естественных условиях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры, представленные здесь, были выполнены в соответствии с местным руководством для ухода за животными (Финский закон о экспериментов на животных 62/2006). Лицензия животных (ESAVI/2857/04.10.03/2012) получали из местной власти (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA). Взрослый мышей 1-3 месяцев возраста, веса 24-38 г, держали в отдельных клетках в сертифицированной вивария университета и обеспечены питанием и воде.

1. Травмы головного мозга изображения через черепной Window

  1. Обезболивающий животных и подготовки поля операции
    1. Обезболить мышей путем перитонеального инъекции смеси кетамина (Ketalar, 80 мг / кг) и ксилазина (Rompun, 10 мг / кг), растворенного в стерилизованным фильтрацией фосфатного буфера солевым раствором (PBS), рН 7,4. Проверьте рефлексы мыши регулярно (хвост и носок щепотку зонда) для проверки глубины анестезии. Увеличение дозы при необходимости, для поддержания нормальной анестезии, но избежать overdOSE.
    2. Поддерживать животное в 37,0 ° С с использованием грелку во время хирургического вмешательства, изображений сессии и первого часа после выхода из наркоза.
    3. Чтобы защитить глаза мыши от высыхания, нанесите глаз смазку.
    4. Администрирование дексаметазон (Rapidexon ветеринар, 2 мг / кг) подкожной инъекцией для уменьшения воспаления и отека мозга.
    5. Администрирование анальгетик (Например, Ketoprophene внутрибрюшинно) до 30 мин до или сразу же после операции. Если животное проявляет никаких симптомов боли, такие как нежелание двигаться, есть или пить, или потеря веса, слюнотечение, пилоэрекция, или ненормальные дыхания звучит после операции, повторить инъекцию обезболивающего.
    6. Бритье мыши 'головой с бритья машины (см. материалы и оборудование). Избегайте повреждения усы.
    7. Treat кожу на голове мыши с 70%-ным раствором этанола, чтобы очистить выбритый участок.
    8. Использование хирургические ножницы (см. Материалы иОборудование) и щипцы (см. материалы и оборудование), разрезать кожу от средней линии между ушами к лбу.
    9. Аккуратно соскрести соединительной ткани, прикрепленный к черепу с тупым микрохирургической лезвия.
    10. Слайд границы кожи в сторону и потяните ушные бары немного в слуховых отверстий черепа для головы и фиксации кожи.
    11. Очистка череп стерильной PBS и лечения хирургии сайт на голове мыши с 0,5% диглюконат хлоргексидина, затем высушить поверхность черепа с использованием комбинации стерильным ватным тампоном и сжатого воздуха.
  2. Причинение травмы укола
    1. Установите небольшую животных стереотаксической инструмент с держателем животных (см. материалы и оборудование).
    2. Отрегулируйте положение бинокуляром рядом с стереотаксической инструмента, чтобы сосредоточиться на поверхности черепа животного.
    3. Использование бинокулярный микроскоп, найти точку брегмы на черепе.
    4. Определить регион интерес с помощью стереотаксической координаты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте тех областях, представляющих интерес, которые непосредственно расположенных над поверхностных корковых сосудов. Уничтожение они могут сильно повлиять на прогрессирование травмы.
    5. Расположите G иглу над выбранной области 30 и отметьте целевой сайт, царапая поверхность черепа.
    6. Дрель череп со всеми возможными предосторожностями, чтобы избежать ненужного расширение пораженного участка поверхности кости. Используйте высокоскоростной хирургической дрели (см. материалы и оборудование) под микроскопом. Остановите бурение, если жидкость появляется в пробуренной области.
    7. Прикоснитесь к нижней части пробуренной скважины с иглой.
    8. Dip иглу плавно переходит в мозге (скорость введения 5-10 мм / мин), на глубину 0,5-2,0 мм в соответствии с координатами месте применения укола.
    9. Удалите иглу сразу после достижения требуемой глубины (скорость отвода 5-10 мм / мин) и вытирать кровь, появляющееся после укола с небольшим тампоном (SEе Материалы и оборудование).
    10. Выполните микроинъекции 100 мкМ сульфородамина 101 или другой интерес соединение в месте повреждения с помощью микрошприца насос (WPI) и 10 мкл Hamilton шприц собрать со стеклянной пипетки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время подготовки стеклянной пипетки из боросиликатного стекла капилляра, резкость наконечник диаметром до 10-20 мкм.
    11. Наполните 250-1,500 NL раствора для инъекций из расчета 2-5 л / сек.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Оставьте пипетку после окончания инфузии в течение не менее 5 мин в паренхимы мозга, затем удалить его медленно и осторожно, чтобы предотвратить отток решение.
  3. Краниотомия хронического черепной окне
    1. Дрель череп аккуратно и осторожно, чтобы сделать окно круг вокруг места повреждения. Используйте диаметр окна из 3-3,5 мм.
    2. Нанесите каплю коры буфера (125 мМ NaCl, 5 мМ KCl, 10 мМ глюкозы, 10 мМ HEPES, 2 мМ CaCl 2 и 2 мМ MgSO 4 в дистиллированной H 2 O), чтобы покрыть Window.
    3. Установите круглую стеклянную покровное (# 1.5 толщина) на черепной окна.
    4. Удалить избыток коры буфера вокруг покровного стекла.
    5. Печать края покровного стекла с полиакриловой клея (см. материалы и оборудование).
      Примечание: Убедитесь, что клей не применяется к верхней поверхности покровного стекла. Если крышка стекло загрязняется с клеем, подождите, пока стекло не будет стабильно приклеены к черепу и клей на стеклянной поверхности становится сухой, затем осторожно снимите загрязняющих клей с MicroBlade.
    6. Подождите 5 мин, чтобы клей высохнет.
    7. Использование винтов ухо бар высоты, отрегулируйте положение головы так, чтобы держатель металла могут быть размещены.
    8. Нанесите небольшое количество полиакриловой клея на кольце держателя стали (см. материалы и оборудование).
    9. Клей кольцо держателя стали на стекло покровное с металлического держателя ручки были направлены назад.
    10. Подождите 5 минут, чтобы позволить клей высохнет.
    11. МIX стоматологического цемента (см. Материалы и оборудование) с полиакриловой клея в блюде 3,5 см Петри (или аналог) для достижения вязких условия.
    12. Уплотнение границы черепа окна с цемент + клеевой смеси и самого открытую поверхность черепа с той же смеси до границы кожи.
    13. Подождите 15 минут, чтобы цемент + клей смесь высохнет, а затем удалить уха баров.
    14. Выполните микроскопические возбуждения (TPEM) изображений двухфотонного для интересующей области и области управления, как это описано в Протоколе 3.
    15. После обработки изображений, позволяют животному оправиться от наркоза на грелку и держать его в индивидуальную клетку под наблюдением до полного выздоровления. Влажные корма можно давать для облегчения жевания и увлажнение.

2. Травмы головного мозга изображений Через разбавлять черепа

  1. Обезболивания животных и подготовки поля операции
    1. Обезболить мышь и подготовить его к индукции травмыкак описано на стадии 1.1.
  2. Череп истончение и причинение травмы укола
    1. Установите небольшую животных стереотаксической инструмент с держателя животного (см. Материалы и оборудование).
    2. Отрегулируйте положение бинокуляром рядом с стереотаксической инструмента, чтобы сосредоточиться на черепа поверхности животного.
    3. Найдите точку брегмы на черепе с помощью бинокулярного микроскопа, определить область мозга для включения в образ на основе стереотаксической координат и отметьте его, царапая.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Череп истончение позиция не должна быть расположена над или поблизости черепных швов, как стабильность череп находится под угрозой в этих областях. Кроме того, крупные корковых или менингеальных сосудов и мозговых оболочек, расположенные ниже черепа швов, вероятно, привести к появлению артефактов визуализации.
    4. Поместите держатель металла, покрытого клеем на площади процентов на черепе животного, с помощью легкого нажатия и подождите 5 минут, пока металлический держатель не будет прочно приклеены к черепу.
    5. Смешайте стоматологического цемента (см. материалов и оборудования) с полиакриловой клея в 3,5 см чашку Петри (или аналог) для достижения вязких условия.
    6. Уплотнение границы металлическом держателе с цемент + клеевой смеси и самого открытую поверхность черепа с той же смеси до границы кожи.
    7. Подождите 15 минут, чтобы цемент и клей смесь высохнет.
    8. Промойте утонченную область черепа и окружающие части металлического держателя несколько раз PBS, так что остатки неполимеризованной клея смываются.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Очень важно обеспечить стабильное прикрепление черепа с держателем. Это позволяет стабильность препарата в течение визуализации.
    9. Используя высокую режим увеличения в бинокулярный микроскоп, удалить верхние слои кости черепа с высокоскоростным микро-дрель, чтобы создать более тонкую область черепа ~ 0,5-1,5 мм в диаметре. Используйте сжатый воздух в процессе бурения для удаления костной стружки. Выполните бурения intermittentlY во время процедуры прореживания во избежание трения, вызванных перегрева. Охлаждают сверло с использованием раствора комнатной температуры и периодически применять буфер для утонченной зоны для поглощения тепла.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во избежание повреждения коры головного мозга, не сверлить более крупные регионы (> 1,5 мм) до тонким слоем (<50 мкм).
      ВНИМАНИЕ: структура кости черепа грызунов состоит из двух тонких слоев компактной кости, разделенных толстым слоем губчатой ​​кости. Крошечные полости губчатого формы кости концентрических кругов и канальцев, в которых содержатся кровеносные сосуды. Используйте microdrill удалить как внешний слой компактной кости и большую часть губчатого слоя. Разрушение кровеносных сосудов внутри губчатой ​​кости может вызвать кровотечение. Используйте гемостаза коллагеновой губки, чтобы остановить это кровотечение.
    10. Используйте генерация второй гармоники (ГВГ) воображение для того чтобы изучить вопрос был снят большинство губчатой ​​кости. Будьте осторожны, чтобы избежать чрезмерного истончение, убедитесь, что оставшиеся кости йicker чем 50 мкм на данном этапе подготовки.
    11. Поместите каплю теплого буфера (35-37 ° С) в верхней части разбавленной области. Используйте микрохирургической лезвия или Micro Отделочные Bur для дальнейшего удаления слоев кости и образуют гладкое площадь ~ 700 мкм в диаметре с толщиной костной ~ 20 мкм. На этом этапе, это полезно для выполнения повторяющихся изображений SHG и регулярно измерять толщину костей.
    12. Выполните визуализацию TPEM для интересующей области и области управления.
    13. Отрегулируйте положение головы при помощи винтов ухо бар высоты таким образом, что разбавлять область позиционируется строго горизонтально. Расположите иглу над утонченной регионе и убедитесь, что нет никаких крупных сосудов под целевой сайт.
    14. Сделать поражение путем погружения иглы в мозг, до глубины 0,5-2,0 мм от утонченной поверхности черепа и в соответствии с координатами в месте применения укола.
    15. Удалите иглу и подавить кровоизлияния появляются после тон острое повреждение мозга с гемостаза тампоном (см. Материалы и оборудование). Подождите, пока тромбы форма и судно пульсация в месте повреждения не остановится.
    16. Выполнение микроинъекции 100 мкМ сульфородамина 101 или другое соединение интерес в месте повреждения, как описано выше в разделе 1.2.10.
    17. Выполните визуализацию TPEM контролировать прогрессирование и восстановление травмы, как описано в Протоколе 3.
    18. После обработки изображений, позволяют животному опомниться от анестезии на грелку. Не оставляйте животное без присмотра и вернуть его в исходное клетке только после полного физического восстановления.

3. Изображений

  1. Место животное под микроскопом путем присоединения металлический держатель с пользовательских построен кадра.
  2. Для обработки изображений, использовать, например, в FV1000MPE двухфотонного микроскопа, оборудованного с Mai Tai DeepSee лазера и XLPLN 25X 1,05 Н.А. глубоководное погружение цели, оптимизированной для в естественных условиях двухфотонноготомография.
  3. Определить поражения сайт под микроскопом, используя режим флуоресценции широким полем. Используйте длинный пас фильтры для визуализации мозга сосудистую и выбрать область управления в соответствии с наблюдаемой картины кровеносных сосудов.
  4. Для изображения второй гармоники (ГВГ) сигнал, мелодия фемтосекундного лазера с длиной волны 800 нм и собирать излучаемого света, используя нм обходной фильтр 380-410. Для визуализации флуоресценции, используйте полосовой фильтр (515-560 нм), чтобы собрать излучаемого света, и следующие длины волн для возбуждения флуоресценции: GFP-860 нм, YFP-950 нм.
  5. Использование программного обеспечения FluoView для получения изображения.
  6. Магазин координаты каждого ROI для последующего повторного изображений. Изображение тот же трансформирования с течением времени, а также настроить координаты каждый раз, чтобы максимизировать перекрытие изображения.
  7. Анализ изображений с соответствующим программным обеспечением (например,. ImageJ). Реконструкция, представленные здесь, были сделаны с помощью программного обеспечения Imaris.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мы оптимизировали две процедуры работы: 1) хронический черепно оконных и 2) череп разжижающие, для посттравматической визуализации головного мозга у трансгенных мышей. Схематическое изображение эксперимента препаратов представлена ​​на рисунке 1. Травматическое укол на стальной иглой 0,3 мм OD (30 г) наносят на пробуренной скважины (фиг.1А). Успешный черепно подготовка окно позволяет изображений на глубинах до 650 мкм ниже пиальных поверхности (рис. 1В), в то время как ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Мозг травмы является неожиданным, непредсказуемым событием. Здесь мы опишем животную модель, которая воспроизводит спектр патологических изменений, наблюдаемых у больных людей после черепно-мозговой травмы, такие как нейродегенеративные, устранение дендритов, отек головного мозга, глиальных шрам, кровоизлияний в коре головного мозга в сочетании с фокусным субарахноидального кровоизлияния и повышенной проницаемостью гематоэнцефалический барьер. Для изучения первичной и вторичной патогенеза, а также восстановление после т...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Благодарности

Мы глубоко благодарны д-р Франк Кирхгофа для обеспечения GFAP-EGFP и штаммов CX3CR1-EGFP мыши. Работа выполнена при поддержке грантов от центра международной мобильности Финляндии, Tekes, финская Высшей школы неврологии (FGSN) и Академией Финляндии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2A-sa тупой пинцет, 115 ммXYtronicXY-2A-SA
30 G ½ в иглеBDREF 304000
Триммер для животных, бритвенный станокAesculapIsis GT420
Бинокулярный микроскопZeissStemi 2000
Контроллер биологической температуры с грелкой из нержавеющей сталиSupertechTMP-5b
Тупое микрохирургическое лезвиеBDREF 374769
боросиликатная трубка с нитью накалаSutter InstrumentsBF120-69-10Для производства стеклянной пипетки
КарпрофенPfizer Римадил
Хлоргексидина диглюконатSigmaC9394
Стоматологический цементDrguDent, DentsplyREF 640 200 271
ДексаметазонFaunaPharmaRapidexon vet
Одноразовые дрелиMeisingerHP 310 104 001 001 008
Dulbeco' s PBS 10xSigmaD1408
Щипцы Dumont #5, 110 ммFST91150-20
Съемщик микроэлектродовEaling50-2013Вертикальный съемник для производства стеклянных пипеток
Глазная мазьNovartisViscotears
Контроль сверла ForedomFM3545 Микромоторный наконечник Foredom FM3545
Foredom микромоторный наконечникForedomMH-145
Платформа для газовой анестезии для мышейStoelting50264Собрана на стереотаксическом инструменте
Гемостаз Коллаген ГубкаАвитен, Ультрапена BARDRef 1050050
ImarisBitplane
KetamineIntervet Ketaminol vet
Mai Tai DeepSee лазерSpectra-Physics
Держатель металлический Neurotar
Щипцы для микроповязки, 105 ммAesculapBD302R
MicrofilWPIMF34G-5Микрошприц для наполнения капилляров
Минеральное маслоSigmaM8410
Многофотонный лазерный сканирующий микроскопOlympusFV1000MPE
Шприц NanoFil 10 μ lWPINANOFILHamilton шприц
Нетканый тампон 5 x 5Molnlycke Health CareMesoftХирургические тампоны
Полиакриловый клейHenkelLoctite 401
Круглое стекло coverslip Электронная микроскопия наук
1,5 толщины 
Стереотаксический инструмент для мелких животныхDavid Kopf Instruments900
Адаптер для мыши и новорожденной крысыStoelting51625Собран на стереотаксическом инструменте.
Студенческие ножницы для радужной оболочки, прямые 11,5 смFST91460-11
Sulforhodamine 101Молекулярные зондыS-359
UMP3 Микрошприцевой насос и микрошприцевой насос Micro 4 контроллерWPIUMP3-1Микроинъектор и контроллер
XylazineBayer Health CareRompun vet
вет

Ссылки

  1. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: A new experimental brain injury model. J. Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).
  2. Lindgren, S., Rinder, L. Experimental studies in head injury. Biophysik. 2 (5), 320-329 (1965).
  3. Shreiber, D. I., et al. Experimental investigation of cerebral contusion: histopathological and immunohistochemical evaluation of dynamic cortical deformation. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 58 (2), 153-164 (1999).
  4. Feeney, D. M., Boyeson, M. G., Linn, R. T., Murray, H. M., Dail, W. G. Responses to cortical injury: I. Methodology and local effects of contusions in the rat. Brain Res. 211 (1), 67-77 (1981).
  5. Bardehle, S., et al. Live imaging of astrocyte responses to acute injury reveals selective juxtavascular proliferation. Nat. Neurosci. 16 (5), 580-586 (2013).
  6. Sword, J., Masuda, T., Croom, D., Kirov, S. A. Evolution of neuronal and astroglial disruption in the peri-contusional cortex of mice revealed by in vivo two-photon imaging. Brain. 136 (5), 1446-1461 (2013).
  7. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28, 41-51 (2000).
  8. Nolte, C., et al. GFAP promoter-controlled EGFP-expressing transgenic mice: a tool to visualize astrocytes and astrogliosis in living brain tissue. Glia. 33 (1), 72-86 (2001).
  9. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol. Cell. Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  10. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Kerr, J. N. D., Helmchen, F. Sulforhodamine 101 as a specific marker of astroglia in the neocortex in vivo. Nat. Methods. 1 (1), 31-37 (2004).
  11. Carré, E., et al. Technical aspects of an impact acceleration traumatic brain injury rat model with potential suitability for both microdialysis and PtiO2 monitoring. J. Neurosci. Methods. 140, 23-28 (2004).
  12. Holtmaat, A., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  13. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat. Protoc. 5, 201-208 (2010).
  14. Cianchetti, F. A., Kim, D. H., Dimiduk, S., Nishimura, N., Schaffer, C. B. Stimulus-evoked calcium transients in somatosensory cortex are temporarily inhibited by a nearby microhemorrhage. PloS one. 8 (5), (2013).
  15. Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J. Vis. Exp. 61, (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Стереотаксический проколкраниальное окноистончение черепамультифотонная микроскопиягенерация второй гармоникиактивация астроцитоввизуализация микроглиипаренхима головного мозга
Острая травма мозга у мышей с последующим продольного двухфотонного изображений
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.