Методическая статья

Номера для терминалов методы проб крови у морских свинок

DOI:

10.3791/51982

⸱

11 октября 2014 г.

 ,  ,  , 
1Department of Veterinary Disease Biology, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хотя известной модели, морская свинка настоящее время представляет собой нишу в экспериментальных науках животных и ограниченные данные о выполнении большинства процедур. Здесь мы представляем четыре различных подхода к не-терминала в естественных методов отбора проб крови в любом сознательных или наркозом морских свинок.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Морские свинки обладают рядом биологических сходство с людьми и проверяются экспериментальные модели на животных 1-3. Тем не менее, использование морских свинок в настоящее время представляет собой относительно узкую область исследований и описательных данных на конкретные методики, соответственно мало. Анатомические особенности морских свинок немного отличаются от других моделей грызунов, следовательно, модуляция методов отбора проб для размещения на конкретные виды различий, например., По сравнению с мышами и крысами, которые необходимы для получения достаточных и высокие образцы качества. Как и долгосрочной и краткосрочной перспективе в естественных условиях исследования часто требуются повторные кровь выборки Выбор метода должен быть хорошо продуманы, чтобы уменьшить стресс и дискомфорт у животных, но и для обеспечения выживания, а также соблюдения требований размера выборки и доступности. Образцы венозной крови можно получить в ряде мест в морских свинок например., Подкожной и яремную венувены, каждая техника, содержащий как преимущества, так и недостатки 4,5. Здесь мы представляем четыре различных методов выборки крови ни для сознательных или наркозом морских свинок. Процедуры все нетерминальные процедуры при условии, что объемы проб и количество образцов не превышает руководящие принципы для сбора крови в лабораторных животных 6. Все описанные способы были тщательно протестированы и применяются для повторяются в выборке естественных крови в исследованиях в рамках нашего научно-исследовательского центра.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Морская свинка является ценным и утверждена экспериментальная модель животного в силу ряда биологических сходства с людьми, таких как требование для диетического питания витамина С, сопоставимой плазмы липопротеинов биотрансформации ферменты и профили липопротеинов, а также общие черты с человеческой плаценты и внутриутробного развития 1-3,7,8. Это делает морскую свинку привлекательным и подходящим модели для изучения последствий диеты-ассоциированных заболеваний, таких как безалкогольное жировой болезни печени, сердечно-сосудистых заболеваний и предполагаемых последствий Дефицит витамина С, но и эффектом, например., Материнской диетического вмешательства на развивающихся потомство.

Выборки Повторное крови часто требуется в обоих долгосрочной и краткосрочной перспективе в естественных условиях исследования. В связи с видоспецифических анатомических различий модуляция технике отбора проб необходимо для того, чтобы получить образцы крови у морских свинок по сравнению с другими моделях грызунов 4,5. Это включает в себя изменение в ходе вен и артерий, а также, что морские свинки не есть хвост, таким образом, имеют различные требования и параметры для обоих проб и обработки. Отбор проб из подкожного нерва или лапок вену, вызывает минимальный дискомфорт и стресс у животного и не требует анестезии 3,9. Этот метод позволяет повторяется образцы небольшого количества крови (100-400 мкл), например., Чтобы определить биохимические маркеры в плазме. Если даже меньше размер выборки достаточно (50-100 мкл), это довольно легко могут быть получены путем прокалывания вены уха. Этот метод также может быть осуществлен в сознании животных, а полезно, например, при измерении уровня глюкозы в крови 10,11. Отбор проб из яремной вены позволяет для сбора больших количеств крови (1-2 мл), но требует анестезии.

Здесь мы представляем четыре различных методов выборки крови ни для сознательных или наркозом морских свинок. Прокedures все нетерминальные процедуры при условии, что объемы проб и количество образцов не превышает руководящие принципы для сбора крови в лабораторных животных 6. Это в интересах хорошей науки, а также защиты животных, что стресс должен быть сведен к минимуму. Следовательно, только хорошо подготовленных и компетентных личный должны выполнять процедуры животных.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Показанные процедуры были выполнены в соответствии с протоколами, утвержденными Датский экспериментов на животных инспекцией при Министерстве продовольствия, сельского хозяйства и рыболовства.

1 проб крови от боковых подкожной или предплюсны Вене

  1. Выполните эту процедуру без анестезии и помощь одного следователя, один обработки морскую свинку, и накопительного образца.
  2. Бритье лапок область задних ног с электробритва, пока вены не видны. Убедитесь, что область достаточно большой, чтобы избежать мех вмешательства в месте прокола.
  3. Поместите заднюю ногу в теплой водяной бане и осторожно потереть ногу, делая вены более расширены и очевидно.
  4. Протрите ногу с чистым полотенцем и дезинфицировать место прокола с марлей или ватным тампоном, смоченным в 70% спирте.
  5. Задержите морскую свинку и расширить заднюю ногу вниз и одновременно слегка надавливая непосредственно над коленного сустава т• предусматривать застой.
  6. Прокол вены с помощью 21 G иглы или ланцет. Сбор, например крови., С помощью сбора или капиллярной трубки. Осторожно манипулировать ногу, чтобы помочь кровоток.
  7. Отпустите застой, когда был получен образец. Закрепите кусок марли или ваты с легким нажимом, чтобы в месте пункции, пока кровотечение не остановится.
  8. Вернуться животное к клетке и монитора в течение 5-10 мин, чтобы обеспечить гемостаз.

2 проб крови из ушной вены

  1. Выполните эту процедуру без анестезии либо самостоятельно, либо предпочтительно с помощью одной коллегой.
  2. Лечить спинной поверхности уха, используя марлю или ватный тампон, смоченной 70% спиртом.
  3. Слегка надавите на основание уха, чтобы обеспечить застой.
  4. Прокол вены с помощью 21 G иглы или ланцет, и собрать кровь.
  5. Отпустите застой, когда был получен образец, Применить кусок марли или ваты с общеntle давление в месте прокола до кровотечение остановилось.
  6. Вернуться животное к клетке и монитора в течение 5-10 мин, чтобы обеспечить гемостаз.

3 проб крови из яремной вены

  1. Провести эту процедуру с помощью помощи одного дополнительного следователя; один обращении с морскую свинку и один сбором образца.
  2. Анестезировать морскую свинку с подходящим анестетика для всей продолжительности этой процедуры. Смесь tiletamine (0,93 мг / кг), zolazepam (0,93 мг / кг), ксилазина (1,49 мг / кг) и буторфанол (0,06 мг / кг) могут быть использованы.
  3. Поместите анестезию морскую свинку на спину и осторожно убрать передние ноги каудально.
  4. Бритье и дезинфекции (например,., 70% спиртом) вентральной части шеи.
  5. Пальто шприц либо гепарина или ЭДТА до отбора проб с целью снижения риск свертывания.
  6. Пропальпируйте ключицу и вставить 25 г (или 23 G) иглы установлен на 1 мл шприц арзительно 1 см латеральнее средней линии на уровне плечевого сустава. Держите шприц в небольшой восходящей и медиальной углом при применении небольшого отрицательного давления. Избегайте повреждения глубинных структур как яремной вены расположен довольно поверхностны. Наклоните шею свинки немного назад, чтобы обеспечить повышенную застой вены.
  7. Выпуск передние ноги, когда получают образец крови, и облегчить застой до того, как игла втягивается. Используйте сухую кусок марли или ваты, чтобы нежный давление в месте прокола.
  8. Вернуться животное к восстановления клетке и контролировать, чтобы обеспечить гемостаз и восстановление после анестезии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Четыре различные подходы к нетерминальными в естественных условиях методов отбора проб крови в любом сознательных или наркозом морских свинок были представлены. Рисунок 1 иллюстрирует ход боковой подкожного нерва и лапок вены в морской свинки и возможных мест прокола. Ушные вены видны на спинной поверхности морской свинки уха показаны на рисунке 2 Эти вены может быть использован для забора крови, когда требуется только очень небольшой объем. Положение свинки для отбора проб яре...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

По сравнению с мышами и крысами, морскими свинками являются страх по своей природе и должны подходить спокойно и правильно обработаны с тем, чтобы уменьшить напряжение. С точки защиты животных зрения, действуя с осторожностью, естественно, приоритет; Однако, это также снизить риск тревожности связанных воздействия на собранной например данных., повышенные уровни в крови кортикостероидов и глюкозы 12. Точно так же, в день обращения будет приучить животных к обычным процедурам и может служить для сниже...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не имеют ничего раскрывать. Все процедуры были одобрены Закона о экспериментов на животных из Дании, которая в соответствии с Конвенцией Совета Европы ETS 123.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы признаем умелую помощь Энни Б. Кристенсен, Элизабет В. Андерсен, Belinda Б. Bringtoft и смотрителей животных на кафедре экспериментальной медицины, Frederiksberg Campus, факультет здравоохранения и медицинских наук, Университет Копенгагена, Дания. Иаков Lønholdt объявлена ​​благодарность за его отличную техническую помощь в съемках процедуры. Это исследование было поддержано частично LIFEPHARM Центра в естественных условиях фармакологии и Университета Копенгагена.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
ЭлектробритваWella (Contura), Дания273207Можно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
шприцев B.Braun-Omnifix-F, Германия9161406VМожно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
ИглыBD Microlance, Испания301156Можно использовать альтернативный продукт. Многочисленные поставщики
Микроветта для сбора пробирки Sarstedt, D-51588Nü mbrecht, Германия201,288,100Можно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
Анализатор Accu-Check RocheA/S Diagnostics, ДанияМожно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
Heparin 5000 IE/mlLEO Pharma, ДанияМожно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
Анестезия Zoletil 50, Chemvet, ДанияМожно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
Анестезия Narcoxyl vet 20 мг/мл, Intervet, ДанияМожно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
АнестезияTorbugesic vet 10 мг/мл, Сканвет, ДанияМожно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
Нейтральная глазная мазьМожно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
марли или ватной палочки Можно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков
Дезинфицирующее средство (70% спирт)Можно использовать альтернативный продукт. Несколько поставщиков

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. DeOgburn, R., et al. Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs. Comp.Med. 62 (2), 109-115 (2012).
  2. Fernandez, M., Volek, J. S. Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation. Nutr Metab (Lond). 3 (17), (2006).
  3. Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs. Br J Nutr. 105 (1), 54-61 (2011).
  4. Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Lab Anim. 32 (4), 364-368 (1998).
  5. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).
  6. Guillen, J. FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (3), 311-321 (2012).
  7. Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage. Biochim Biophys Acta. 1832 (2), 355-364 (2013).
  8. Tveden-Nyborg, P., et al. Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs. PLoS One. 7 (10), 12-18391 (2012).
  9. Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs. Br J Nutr. 110 (9), 1573-1579 (2013).
  10. Greulich, S., et al. Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function. J Cell Mol Med. 15 (11), 2399-2410 (2011).
  11. Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium. Cardiovasc Drugs Ther. 22 (2), 107-114 (2008).
  12. Pilny, A. A. Clinical hematology of rodent species. Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11 (3), 523-vii (2008).
  13. Franco, N. H., Olsson, I. A. Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science. Lab Anim. 48 (1), 50-60 (2014).
  14. Van, L. J., et al. eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands. Lab Anim. 47 (3), 210-219 (2013).
  15. Sloan, R. C., et al. High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 349-354 (2011).
  16. Jacobson, C. A. A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs. Lab Anim. 35 (3), 271-276 (2001).
  17. Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models. Exp Biol Med(Maywood). 230 (10), 777-784 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

in vivo

Похожие статьи