JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Medicine

Крыса модель фибрилляции желудочков и реанимации с помощью обычных с закрытыми груди техники

Published: April 26, 2015
doi:
10.3791/52413
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
, ,
1Resuscitation Institute,Rosalind Franklin University of Medicine and Science

Summary

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Abstract

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes – but is not limited to – hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

Introduction

Рядом с 360000 лиц в США 1 и многое другое во всем мире 2 страдают эпизод внезапной остановки сердца каждый год. Попытки восстановить жизнь требует не только то, что сердечная деятельность будет восстановлена, но что повреждение жизненно важных органов предотвратить, свести к минимуму или наоборот. Текущие легочного методы реанимации получением начальную скорость реанимации приблизительно 30%; Однако, выживание выписки из стационара составляет всего 5% 1. Дисфункции миокарда, неврологических дисфункция, системное воспаление, интеркуррентные заболевания, или их комбинации происходит после реанимации счет для большой части пациентов, которые умирают несмотря на первоначальную возвращения обращении. Таким образом, более глубокое понимание патофизиологии и роман реанимации подходов, необходимо срочно увеличить скорость начальной реанимации и последующего выживания с неповрежденной функции органа.

Режим животныхLs остановки сердца играют важнейшую роль в развитии новых реанимационных методов лечения, обеспечивая понимание патофизиологии остановки сердца и реанимации и предлагает практические средства для концептуализации и проверки новых вмешательств, прежде чем они могут быть протестирована на людях 3. Крыса модель закрытой грудью сердечно-легочной реанимации (СЛР), описанные здесь играет важную роль. Модель была разработана в 1988 году Ирен фон Планта – научным сотрудником в то время – и ее сотрудники 4 в лаборатории покойный профессор Макс Гарри Вайль MD, Ph.D. в университете наук о здоровье (переименован Розалинд Франклин университет медицины и науки в 2004 году) и широко используется в области реанимации преимущественно товарищей профессора Вейля и их слушателей.

Модель имитирует эпизод внезапной остановки сердца с легочной реанимации попытки с помощью обычных методов СЛР и, таким образом, включает в себя INDUCTион фибрилляции желудочков (ФЖ), путем направления электрического тока в правого желудочка эндокарда и предоставление закрытой грудью КНР по пневматическим приводом устройства поршневого в то время как одновременно обеспечивая вентиляцию с положительным давлением с газом, обогащенным кислородом. Прекращение В.Ф. осуществляется трансторакальной доставки поражения электрическим током. Крысах баланс между моделями, разработанными в крупных животных (например, свиньи) и моделей, разработанных в небольших животных (например, мышей), что позволяет разведку новых научно-исследовательских концепций в хорошо стандартизированы, воспроизводимым и эффективным способом с доступом к надежной инвентаризация соответствующих измерений. Модель особенно полезна на ранних стадиях исследования, чтобы исследовать новые концепции и изучить влияние сопутствующих факторов, прежде чем проводить исследования в более крупные модели животных, которые являются более дорогостоящими, но более поступательного воздействия.

Поиск в Medline отчетности все рецензируемых статей вimilar крысах, имеющих VF как механизм остановки сердца и некоторые формы закрытой грудью реанимации выявила в общей сложности 69 дополнительных оригинальных исследований с использованием модели, поскольку она впервые была опубликована в 1988 году 4. Области исследования включают патофизиологические аспекты реанимации 5-17, факторы, влияющие на результаты 18-30, роль фармакологических вмешательств, исследующих вазопрессорной агентов 31-43, буферные агенты 44, инотропных агентов 45, агенты, направленные на миокарда или мозгового защиты 46-70, а также эффекты мезенхимальных стволовых клеток 71-73.

Модель и протокол, описанный в этой статье, в настоящее время используется в реанимации института. Тем не менее, существует несколько возможностей для "настроить" модели, основанной на возможностях, доступных для отдельных исследователей и целей исследования.

Protocol

ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол исследования был одобрен Комитетом по уходу и использованию Институциональная животных, по крайней Розалинд Франклин университета медицины и науки. Все процедуры проводились в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных, опубликованным Национальным научно-исследовательским советом.

1. Экспериментальная установка и анестезия

  1. Выполнение калибровки различных сигналов, которые будут получены с помощью системы сбора данных (давление, температура, перемещение поршня, ЭКГ [ЭКГ], капнографический и т.д.).
  2. Стерилизовать инструменты и катетеры (например, в автоклаве для инструментов и окиси этилена стерилизатор для катетеров) и работать gowned и носить маски, шапки, и стерильные перчатки, если эксперимент предполагает хирургическое вмешательство, выживания. Чистые хирургические инструменты и катетеры, но нет никакой необходимости, чтобы быть стерильными для хирургии, не выжить.
  3. Подготовка катетеры описано ниже и показано на Fiцифра 1 для крысы весом от 0,45 кг и 0,55 кг.
    1. Отметить 2F Т-типа термопары катетер, размер 0,6 мм OD (2F), в 3, 5, и 8 см от кончика с маркером, для продвижения в грудной аорте. Используйте этот катетер для измерения температуры и сердечный выброс.
    2. Полиэтиленовых труб Cut, размер 0,46 мм ID и 0,91 мм OD (PE25) ≈ 25 см в длину, один для продвижения в грудной аорты, а другой для продвижения в правое предсердие.
    3. Сокращение конец каждого наконечника катетера PE25 должен быть вставлен в сосуд под углом 90 °.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Скошенные советы под углом 45 ° может привести судно перфорации при использовании PE труб. Тем не менее, скошенный наконечник может быть урезана с наждачной бумагой, чтобы уменьшить резкость.
    4. Приложить 26 калибра женского Люэра адаптером заглушки на проксимальном конце каждого PE25 катетера.
    5. Отметить катетеру аорты на 3, 5 и 8 см, а в правом предсердии катетера на 3, 5, 8, 10 и 12 см от кончика. Используйте АОRTIC катетер для измерения давления в аорте и для отбора проб крови. Используйте правого предсердия катетер для измерения давление в правом предсердии.
    6. Прикрепите каждый адаптер Луер-заглушку с датчиком давления, оснащенного 3-ходовой кран.
    7. Отрежьте кончик 3F полиуретан педиатрический катетер, размер 0,6 мм ID и 1,0 мм OD (3F), под углом для продвижения в правое предсердие 45 °.
    8. Отметить наружной яремной катетер 3F на 4 см от кончика. Использование этого катетера для продвижения направляющую проволоку в правый желудочек для электрической индукции ФЖ с последующей возможностью использования его для доставки лекарственных средств и забора крови. Прикрепите 3-ходовой кран с катетером.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Marks, сделанные на катетеров для руководства хирурга как катетеры расширенный. Знак в 3 см по катетеров расширенный через бедренных сосудов Предупреждает хирурга в зоне возможного сопротивления в результате сосудов начинают кривой вверх к грудной области. 8 см марKS на катетеру аорты и термопары катетера указывают наконечник в нисходящей грудной аорты. 12 см метка на правом предсердии катетера указывает наконечник в правое предсердие. Временные знаки являются ориентировочными, поскольку катетеры расширенный. 4 см знак на правой наружной яремной катетер указывает наконечник в правое предсердие.
    9. Председатель друг катетер с раствором, содержащим 10 МЕ / мл гепарина (чтобы обеспечить их проходимости) и повернуть соответствующие запорные краны в закрытое положение.
    10. Вырезать 5F фторированной этилен-пропилен-канюли, размер 1,1 мм ID и 1,6 мм OD (5F), установленный на stylette, чтобы быть ≈ 8 см в длину, создающие ослабленную чаевые. Используйте этот канюли для продвижения в трахею размещения его кончик ≈ 2 см от киля для вентиляции с положительным давлением во время и после восстановления сердечной деятельности.
      Примечание: Металл stylette канюли должна быть согнута на 145 ° угла ≈ 3 см от кончика, чтобы помочь в продвижении в трахею.
  4. Подготовка крысу для хирургического инструментария.
    1. Обезболить крысу путем внутрибрюшинной инъекции пентобарбитала натри (45 мг / кг). При необходимости дать дополнительные дозы (10 мг / кг) внутривенно каждые 30 минут (после установления сосудистого доступа) для поддержания хирургической плоскости анестезии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Большинство исследований использовали мужские Заводчик Sprague-Dawley крыс.
    2. Клип волос от хирургических областях и районах, где электрические шоки будут доставлены; которые включают в себя спинной грудной области, левый и правый пах, шею и переднюю поверхность грудной клетки.
    3. Администрирование 0,02 мг / кг (1 мл / кг) подкожно бупренорфин для обезболивания.
    4. Закрепите крысу в положении лежа на спине на хирургическом борту лентой передних и задних конечностей под углом 45 ° от средней линии.
    5. Скраб разреза области с бетадином скраб с последующим 70% этанола в 3 раза.
    6. Нанесите тонкий слой антибактериальной глазной мази роговицы.
    7. Вставьте ректального термистор ≈ 4 см в прямую кишку и закрепите термистор для хирургического борту.
    8. Поддержание температуры тела сердечника между 36,5 ° С и 37,5 ° С с использованием нагревательную лампу накаливания в течение всего эксперимента.
    9. Место ЭКГ иглы подкожно в правой верхней конечности, левой верхней конечности, и правая задняя конечность, и записывать ЭКГ в течение всего эксперимента.

2. Сосудистые Cannulations

2,1) левую бедренную артерию для продвижения Т-типа термопары катетер в нисходящей грудной аорты

  1. Сделайте 2 см разрез на левой паховой области на 90 ° по отношению к его роще.
  2. Вынести бедренных сосудов и нервных тупой диссекции окружающей соединительной ткани с помощью пары кровоостанавливающих.
  3. Expose сосудистую оболочку вокруг сосудов, используя изогнутые микро рассечение пинцет.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте прокалывания либо судна или пеRVE.
  4. Путешествуйте с микро рассечение щипцов под ним бедренной артерии, вены, и нервов и поддерживать их в 90 ° по отношению к сосудам. С обоих судов и нерва поддерживается, начать разделение артерии с нерва и вены с помощью другой пары изогнутых микро рассечение щипцами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разделение делается из-под и параллельно судов, чтобы минимизировать риск травмирования сосудов и нерва.
  5. Повторно подтверждающие щипцы; выпуская наглость поддерживают только вены и артерии.
  6. Автор пинцетом между артерией и веной и разделить их на отрезки длиной 1 см ≈.
  7. Отпустите изолированный вены из опорных щипцов мягко, и остаются опираясь только артерию.
  8. Вставьте две шелковые 3-0 плетеные нерассасывающиеся лигатур и положение одного дистально и один проксимальный ≈ 1 см друг от друга.
  9. Затяните дистального лигатуры, пока артерии по-прежнему поддерживается с помощью узел & # хирурга160; с последующими двумя односпальными узлов. Затянуть проксимального лигатуры с узлом со свободной хирурга.
  10. Сделать небольшой надрез на судне с использованием пары микро ножницами рассечение возле дистального лигатуры на 60 ° по отношению к судну резки примерно четверть ее площади поперечного сечения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: маленькая капля крови выходит из срезанных сигналов просвет был достигнут.
  11. Капельное гепаринизированной солевой раствор на судно для обеспечения плавного введения катетера.
    Примечание: От одного до двух капель 1% раствора лидокаина также может быть использован для предотвращения спазм сосудов.
  12. Вставьте 22 иглы – чей наконечник был обычай согнуты под углом 70 ° и притупляется с помощью наждачной бумаги (то есть, проводниковую) – в технологическое отверстие, в то время как осторожно потянув дистальной лигатуры с кровоостанавливающих стабилизировать судно.
  13. Поднимите интродьюсер осторожно, чтобы выставить просвет и направлять Т-типа термопары катетер под интродьюсера, удалениенесколько раз наконечник катетера был включен.
  14. Держите катетер в месте с одной стороны, одновременно принимая в другую руку в удобном положении, чтобы продвигать катетер.
  15. Закрыть поддерживающие щипцы и переместить их в дистальном как катетер расширенный.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если какой-либо сопротивление встретил при продвижении катетера; стоп, отступить и вставить на альтернативной точки зрения.
  16. не продвигать катетер до 8 см знаком позиционировать наконечник в нисходящей грудной аорты.
  17. Закрепите катетер в сосуд, затянув проксимального лигатуры и добавления двух дополнительных одиночных узлов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Безопасные узлы достаточно плотно, чтобы предотвратить кровотечение вокруг катетера и случайного перемещения; Тем не менее, достаточно свободно для того, чтобы туда и обратно движение, если это необходимо для репозиционирования.
  18. Удалите пинцетом и кровоостанавливающих мягко.

2,2) левую бедренную вену для продвижения катетер PE25 в правое предсердие

  1. Лифт тон бедренной артерии уже через канюлю с T-типа термопары катетер осторожно потянув за лигатуры и подвергая прилегающей бедренную вену.
  2. Путешествие по вене с помощью щипцов и открыть их, чтобы поддержать вену.
  3. Выполните шаги 2.1.8 через 2.1.18, но продвижение PE25 катетер (вместо Т-термопары типа) к 12 см знаком позиционировать наконечник возле правого предсердия.
  4. Проверка в крови могут быть сняты через катетер, чтобы подтвердить свою позицию внутрипросветного беспрепятственный и промыть катетер с 0,2 мл гепаринизированной физиологического раствора.
  5. Закройте хирургический разрез с узлом одной хирурга.

2.3) правую бедренную артерию для продвижения катетер PE25 в нисходящей грудной аорты

  1. Выполните шаги 2.1.1 через 2.1.18, но продвижение катетера PE25 на 8 см знаком позиционировать наконечник в нисходящей грудной аорты.
  2. Повторите шаги 2.2.4 и 2.2.5.

2.4) Правый внешний яремную вену для продвижения 3F полиуретановый педиатрической венозный катетер в правое предсердие

  1. Сделать пор 1,5 см разрез, начиная у основания шеи, 1 см справа от трахеи, заканчивая чуть ниже щитовидной железы.
    Примечание: Не ранив или подвергая щитовидной железы.
  2. Осторожно рассекают окружающую соединительную ткань с помощью пары кровоостанавливающих подвергать наружной яремной вены.
  3. Путешествие по вене с помощью щипцов и открыть их, чтобы поддержать вену.
  4. Повторите шаги 2.1.8 через 2.1.18 для вен катетеризации, но продвижение катетера 3F в 4 см знаком позиционирует свой отзыв в правом предсердии.
  5. Повторите шаг 2.2.4.
  6. Закрывают катетер с 3-ходовой кран и превратить его в закрытом положении.

3. интубации трахеи

3.1) воздействия трахеи

  1. Развернуть проведенного ранее шеи разрез по направлению к средней линии, используя кровоостанавливающих.
  2. Diss ЭСТ с кровоостанавливающих и щипцов, используя тупой технику в sternohyoid, sternothyroid и сосцевидного часть cleidocephalic мышц, чтобы разоблачить трахеи и удерживайте ее выставляли, используя ткани распределитель.

3.2) Интубация трахеи

  1. Вытяните язык, чтобы растянуть дыхательных путей. Продвигать катетер 5F (т.е., трахеи канюли), установленный на stylette. Крепко держите канюли при продвижении с кончиком, направленным вверх и вперед стремится войти в верхние дыхательные пути, голосовые связки, и трахею.
  2. Транс-визуализации трахеи канюли, как он продвигается для руководства в правильном положении.
  3. Извлеките stylette из канюли и прикрепить ИК СО 2 адаптер к анализатору для дистального конца канюли.
  4. Подтверждение успешного интубации трахеи, признав характерный capnographic сигнала, то есть, CO дыхательных путей 2 увеличивается во время выдоха и уменьшение во время вдоха.
ove_title "> 4. Подтверждение стабильность базовой линии

  1. Заполните Хирургические инструменты и подключение различных катетеров, канюль, и ЭКГ приводит через свои соответствующие преобразователей и сигнальных кондиционеров с системой сбора данных и подтвердить гемодинамики стабильности на основе сердечного выброса и артериального давления meaurements и метаболической стабильности (желательно при) путем измерения кровь газы и уровень лактата.
    Примечание: сердечный выброс измеряется с помощью компьютерного анализа кривой термодилюции, записанной в нисходящей грудной аорты с помощью термопары, после 200 мкл болюсной инъекции 0,9% NaCl при комнатной температуре в правое предсердие.
  2. Определить конкретные базовые справочные значения для различных параметров, представляющих интерес; которые могут варьироваться в зависимости зависит от штамма крыс, пола, веса и. Исходные и справочные после реанимации значения от представителя эксперименте с использованием модели крысы, описанный здесь перечислены в таблице 1.

5. Протокол эксперимента

5.1) Индукционная фибрилляции желудочков (ФЖ)

  1. Вставьте иглу подкожно в брюшной стенке крысы, подключенного к отрицательному полюсу 60 Гц, переменный ток (AC) генератор (от 0 до 12 мА). Избегать продвижении иглы за пределы подкожной клетчатки в брюшную полость, чтобы избежать случайного повреждения внутренних органов.
  2. Подключите один конец precurved 0,38 мм OD и 40 см в длину направляющей проволоки (через разъем провод) к положительному полюсу генератора переменного тока. Убедитесь, что полярность не исчезли; в противном случае Ф. не может быть вызван.
  3. Снимите 3-ходовой кран с полиуретановым катетером 3F, вставленной в правой наружной яремной вены и продвижения мягкий наконечник направляющей проволоки примерно 7 см, желающие участвовать в правый желудочек во время мониторинга ЭКГ и давления в аорте.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правильное расположение направляющего провода будут предложены внематочной ventricular ударов наблюдается в ЭКГ и давления в аорте.
  4. Включите генератор переменного тока 60 Гц и постепенно увеличивать ток при мониторинге давления в аорте.
    ПРИМЕЧАНИЕ: мА 2,0, как правило, достаточно, чтобы вызвать ФЖ, но она меняется контингент на месте направляющего провода по отношению к правым желудочком. Незначительные изменения в расположении наконечника может потребоваться, чтобы вызвать ФЖ при более низких текущих уровней.
  5. Подтвердите индукцию В.Ф. путем документирования (1) прекращение аорты пульсаций и экспоненциальное убывание давления в аорте в ≈ 20 мм рт пределах ≈ 5 секунд и (2) появления неорганизованного электрической активности на ЭКГ, как показано на рисунке 2.
  6. Поддержание тока непрерывно в течение 3 минут, уменьшающих интенсивность после первой минуты до примерно половины уровня, необходимого, чтобы вызвать ФЖ.
  7. Поверните ток выключен через 3 мин и документа, который VF-прежнему без необходимости применения тока.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Малые сердца дефибриллировать спонтанноучитывая короткий отрезок цепи в результате чего передняя кромка fibrillatory перед достигает своей цели, отстающий в рефрактерного периода, исключающего входе в атмосферу. Только после периода ишемии миокарда; т. Е, 3 мин, достаточно, чтобы замедлить, чтобы позволить проведение повторного входа в том, что Ф. становится самоподдерживающейся, как показано на рисунке 2.
  8. Удалить проводник, Re-Cap яремной катетер с 3-ходовой кран, снять заземления иглу, и позволяют VF, чтобы продолжать спонтанно в течение всего срока желания протокола перед началом мероприятия реанимации (то есть, от 4 до 15 мин на основе опубликованных исследования).

5.2) непрямой массаж сердца и вентиляция легких с положительным давлением

ПРИМЕЧАНИЕ: грудь компрессор описаны в данной публикации является заказ с пневматическим приводом и электронным управлением поршневое устройство. Вентилятор коммерчески доступные устройства.

  1. Используйте время неочищенных В.Ф. за действия описаны бElow; хотя они могут быть выполнены, прежде чем заставить VF.
  2. Отметить грудь на 2,8 см и 4,2 см от основания мечевидного отростка. Оптимальная площадь для инициирования непрямой массаж сердца, как правило, находится между этими двумя отметками.
  3. Применить токопроводящий гель для дефибрилляции весла и сдвиньте его под грудь крысы, обеспечение весло к хирургическому борту.
  4. Установите поршень груди компрессора между двумя отметками груди слегка касаясь груди.
  5. Установите компрессор на поставку 200 компрессий в минуту и ​​установки начального смещения поршня 0 мм.
    Примечание: степень сжатия является подходящим для небольшого животного со спонтанным частоты сердечных сокращений 350 мин -1, но его можно варьировать в качестве оптимального коэффициента сжатия для модели крысы не была определена.
  6. Установите вентилятор на 25 мин -1 доставки дыхательный объем 6 мл / кг и часть кислорода во вдыхаемом воздухе (FiO 2) 1,0 несинхронизированной к груди сompression.
  7. Присоедините трубки для искусственной вентиляции легких (окончание в Y-адаптера, соединяющего вдохе и выдохе конечности) в трахеи канюли ухода вмешался CO 2 адаптер анализатора инфракрасный.
  8. Включите вентилятор и начать сжатие грудной клетки, постепенно увеличивая глубину сжатия от 0 мм до 10 мм в течение первой минуты. Перемещение немного поршень боком и рострокаудальных стремится найти позицию, которая дает самый высокий аорты диастолическое давление (то есть давление между компрессии) для заданной глубине сжатия.
    ПРИМЕЧАНИЕ: постепенное увеличение глубины компрессии является уникальным для реанимации Института; Большинство исследователей начать с максимальной глубиной сжатия.
  9. Продолжить увеличения глубины сжатия во время второго минуту до целевой аорты диастолическое давление не будет достигнуто.
    ПРИМЕЧАНИЕ: цель аорты диастолическое давление 24 мм рт.ст. и выше, дает давление коронарной перфузии 20 мм рт.ст. или выше после вычитанияв правом предсердии диастолическое давление; соответствующий resuscitability порога этой крысиной модели 4. Цель аорты диастолическое давление, – которые могут превышать resuscitability порог – будет решаться следователем на основе изучения цели. Тем не менее, это не рекомендуется превышать глубину сжатия 17 мм, чтобы избежать травм грудной стенки и органов грудной полости.
  10. Поддержание непрямой массаж сердца для требуемой продолжительности, прежде чем дефибрилляции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Шесть минут компрессии грудной клетки, кажется, минимум, необходимый для создания миокарда благоприятные условия для успешного проведения дефибрилляции 26. Однако с увеличением продолжительности гемодинамики эффективность грудной клетки снижается сжатия и большинство исследованиях используются продолжительностью от 6 до 10 мин.

5.3) дефибрилляции

  1. Используйте имеющийся в продаже двухфазный дефибриллятор сигнала с возможностью для внутреннего дефибрилляции с началапоставляется энергия 5 Дж, оснащенный лопастями, адаптированных к крысе.
  2. Применить токопроводящий гель для дефибрилляции весла.
  3. Немедленно зарядите дефибриллятор до завершения заранее определенную длительность компрессии грудной клетки.
  4. Прерывание сжатие грудной клетки и убедитесь, сердце остается в VF изучения ЭКГ.
  5. Доставка до двух электрических шоков 5 J каждого по всей грудной стенки 5 секунд друг от друга, если В.Ф. присутствует и наблюдать за возвращением электрически организованной ЭКГ с аорты импульсов и средним артериальным давлением ≥25 мм рт.
  6. Резюме непрямой массаж сердца в течение еще 30 секунд или 60 секунд (зависит от конкретного протокола), если средняя давление в аорте составляет <25 мм рт независимо от электрического ритма.
  7. Повторите шаги с 5.3.4 до 5.3.6 до 5 раз зависеть от конкретного протокола, но эскалации энергию дефибрилляции до 7 J, если начальные 5 J потрясения не прекращает VF. На рисунке 3 показана дефибрилляции протокол использованы в реанимации института и фиг.4 изображает типичного эксперимента на этапе дефибрилляции.
  8. Доставка электрическим током только тогда, когда VF присутствует; в противном случае возобновления сжатие грудной клетки без предварительного поражения электрическим током и предположим, сердце находится в Электромеханическая диссоциация или асистолия.
  9. Определить реанимации результат по завершении циклов дефибрилляции сжатия (рис 3).

5.4) после реанимации

  1. Увеличение расхода воздуха от 25 мин -1 до 60 мин -1, после возвращения самопроизвольной циркуляции и снизить МСН 2 от 1,0 до 0,5 после 15 мин спонтанного кровообращения.
  2. Доставка поражения электрическим током при той же энергии прошлого током, если В.Ф. повторяется. Однако, В. Ф. обычно меняет спонтанно синусового ритма в течение нескольких секунд.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В. Ф. рецидив может происходить как часть реперфузионных аритмий вскорепосле возвращения спонтанного кровообращения, но редко за 15 мин.
  3. Обратите внимание на животное в зависимости от конкретного протокола после реанимации решил следователем; как правило, от 180 до 240 мин в острых опытах без восстановления после анестезии перед эвтаназии. График типичного острого эксперимента показан на рисунке 5.
  4. Выполните вскрытия в острых опытах на документ положение катетера и травмы внутренних органов, которые могут оказать эксперимент недействительным.
  5. Удалить все катетеры, перевязывать сосуды, и закрыть раны с помощью металлических скоб и следуйте инструкциям, приведенным ниже в экспериментах выживания.
  6. Экстубации животных условии, что он в состоянии дышать самостоятельно.
  7. Вернуться животное на чистую клетку после выхода из наркоза свидетельствует полной и без посторонней помощи собственного восстанавливающих от спинного лежачее положение.
  8. Вводят нагревают 0,9% NaCl (1 мл / 100 г массы тела) внутрибрюшинно, чтобы уменьшить риск переохлаждения и Dehydration.
  9. Администрирование подкожной дозы мелоксикама (2 мг / кг) подкожно через 4 часа после дозы анальгезии с последующим 1 мг / кг подкожно дозой один раз в день в течение до 72 ч.
  10. Дом в одиночку животное с обогащением до 48 ч в течение безопасного восстановления и использования институциональной операционной стандартная процедура для послеоперационного ухода и контроля.

Representative Results

Discussion

Критические шаги в протоколе

Есть важные шаги в протоколе. Когда освоил, подготовка и протокол действуйте, как лаконично описано ниже. Хирургическая подготовка является оперативным, продвижение катетера быстро через небольшие разрезы запуска минимальным или нулевым спазм сосудов и позиционирования советы катетера, как предполагалось, а затем успешно интубации трахеи после одного или нескольких попыток (ов); Таким образом, завершают подготовку в ≈ 90 мин от первоначальной дозы пентобарбитала к индукции ФЖ с базовых измерений в пределах контрольных значений (таблица 1). В. Ф. электрически индуцированный в каждом случае, ведущей к самопроизвольно поддерживается VF через 3 мин непрерывного электрической стимуляцией в> 95% случаев. Во время сжатия в груди, аорты диастолическое давление ≥24 мм рт.ст. и в конце выдоха CO 2 ≥10 мм рт.ст. создается без превышения глубины сжатия 17 ммГлубина и без повреждения органов грудной клетки. Реализация протокола дефибрилляции (например, как показано на рисунке 3) происходит с легкостью и с <5 сек перерывов в компрессии грудной клетки. Наконец, возвращение спонтанного кровообращения происходит в> 60% опытов с использованием настоящего Протокола или аналогичных, ведущих к пост-реанимационной дисфункции миокарда с 240 мин выживания> 40% и метаболических нарушений, свидетельствующих о системном дефицита кислорода, который происходит во время сердечного приступа и меняет в период после реанимации в живых, как показано в таблице 1.

Изменения и устранение неисправностей

Модель является весьма универсальной, что позволяет для относительно простых приспособлений для удовлетворения конкретных научно-исследовательских целей. В последнее время использование PE25 размера труб предпочтение было отдано PE50 размера труб, который был использован в прошлом другими исследователями, и обнаружил, что легче продвигатьв правильном положении без ущерба для верности измерений давления. Левого желудочка может был катетер из сонной артерии для оценки функции левого желудочка 34,61 или вводить микросферы для измерения региональных органов кровоток 6,55. Трахеи может быть канюлируют непосредственно через трахеостомии вместо рта – более сложные – техники фигурируют в этой статье, особенно в острых опытах без восстановления от анестезии. Другие подходы, чтобы побудить VF были описаны в том числе чрескожная электрическая эпикарда стимуляции 74, текущий доставкой на входе в верхнюю полую вену в сердце 75, и электрической стимуляции пищевода с помощью стимуляции электрод 76. Способ сжатия грудной клетки можно варьировать, исходя сжатие при максимальной глубине, используя боковые удерживающие устройства, сжимая в других скоростей и рабочих циклов, а также с помощью ручной техники insteaд устройства поршня. Вентиляция также может быть разнообразной; Оригинальное описание, использовали дыхательную скорость 100 мин -1 синхронизированы 1: 2 в сжатий в то время как нынешняя модель использует вентиляционной скорость 25 мин -1 синхронизирован с сжатий; в соответствии с приведенными вентиляционных требований КПП 77 и текущих клинических рекомендаций в отношении останавливаясь на сжатий после установления защищенного дыхательных путей. Вентиляция также может быть пассивным и способствует компрессии грудной клетки при условии, дыхательных путей патент 20 или устраняется при отправлении кислород непосредственно в трахею 25. Если эксперимент требует удаления больших количеств относительно крови к объему крови животного [Б (мл) = 0,06 х масса тела (г) + 0,77] 78; например, для сбора крови для определения органа кровоток с микросферами 6,55 или для повторного измерения аналитов в крови, кровь может быть перелита от крысы-донора с той же сolony 6,55. Текущие аналитические методы, однако, позволяют определение нескольких аналитов в небольших образцов и введения эквивалентных количеств физиологического раствора или другого принятого внутрисосудистого раствора компенсирует небольшие потери крови. Модель также может быть использован для изучения асфиксии как механизм сердца 9, который обычно осуществляется путем индукции нервно-мышечной блокады и окклюзии дыхательных путей.

Ограничения метода

Модель не основное заболевание коронарной артерии, и это технически сложно остро вызвать закупорку коронарных артерий; условия чаще всего связаны с внезапной остановки сердца в организме человека. Необходимость поддержания тока, чтобы вызвать ФЖ не является идеальным и вызывает озабоченность потенциальной травмы в миокарде. Действительно незначительные тепловое повреждение на месте нынешнего доставки был признан в первоначальном исследовании, и отметил, что это может быть сведено к минимуму за счет сокращениятока к минимальному требованию в течение интервала 3 мин, необходимых для индуцированного самоподдерживающегося VF 4. Кроме того, электрический ток вызывает непреднамеренно скелетных мышц, которые могут внести свой вклад в производство молочной кислоты. Велоспорт кальция физиология сердца крысы по сравнению с другими млекопитающими меньше зависит от теплообменника натрий-кальций 79, и интерпретации, связанных терапии должны рассмотреть этот аспект крыс физиологии сердца. Степень сжатия и вентиляции превышает введении в организм человека исключающих прямые экстраполяции соответствующих выводов. Эффекты анестезии 80, включая сотовые защитных эффектов 81 следует учитывать при интерпретации результатов, хотя это не ясно, что пентобарбитал Затемнение результаты по сравнению с летучими анестетиками, которые имеют кардиопротективные эффекты 81. Большинство исследований, опубликованных в литературе были проведены на самцах крыс, предназначенных для минимизации возможных EXPErimental усложняющих вытекающие из различных сроков в эстрального цикла. Требуется дальнейшая работа для оценки влияния пола на реанимационном физиологии и результатов. Другим важным ограничением является уменьшить наличие генетически модифицированных крыс по сравнению с мышами, имеющими прибегать к заказной генной инженерии или целевой генной инженерии взрослых животных путем введения генетического материала (например, вирусные векторы и антисмысловые олигонуклеотиды).

Значение метода в отношении существующих / альтернативных методов

Модель лучше всего подходит для изучения новых концепций, новых мероприятий, и бросить вызов существующим парадигмам, как часть более крупной поступательного стратегии, которая в конечном итоге включает целевое обучение в крупных животных моделях, таких как свиньи, до испытаний на людях. Исследования, проведенные в небольших животных (например, мышей) осложняется трудностями в стимулировании В.Ф., ограниченное хирургическое instrumentatионов, небольшой объем крови, что исключает повторное исследование крови.

Будущие приложения или указания После освоения этой техники

Крысах была первоначально разработана для имитации различных аспектов человеческой КНР после внезапной остановки сердца. Как было отмечено во введении, модель была использована исследователями для решения некоторых аспектов сердечной реанимации, в том числе его физиологии, традиционной определителя результатов, и в основном эффектов, созданных и новых терапевтических вмешательств, упомянутых в этой статье. Реанимация института ожидает читатель черпать вдохновение и использовать эту модель для решения многих вопросов в реанимации исследований, которые потребует дальнейшего изучения, учитывая неутешительные результаты с существующими методами реанимации.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Materials

Sodium pentobarbitalSigma AldrichP3761http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&amp;region=US
Rectal thermistorBIOPAC Systems, INCTSD202Ahttp://www.biopac.com/fast-response-thermistor
Needle electrode biopolar concentric 25 mm TPBIOPAC Systems, INCEL451http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 polyethylene tubing&nbsp;Solomon ScientificBPE-T25http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26GA female luer stub adapterAccess TechnologiesLSA-26http://www.norfolkaccess.com/needles.html
Stopcocks with luer connections; 3-way; male lock, non-sterileCole-ParmerUX-30600-02http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way<br/> _male_lock_stopcocks<br/> _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave disposable pressure transducerEdwards LifesciencesPX600I&nbsp;http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
Type-T thermocouplePhysitemp InstrumentsIT-18http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
Central venous pediatric catheter&nbsp;Cook Medical&nbsp;C-PUM-301Jhttps://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T subclavian I.V. catheter (14 g x 5 1/2")Hospira453527http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix Medical Systems, Infrared CO2 monitorSoma Technology, Inc.7100 CO2SMO&nbsp;http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_<br/> 7100.asp
Harvard Model 683 small animal ventilatorHarvard Apparatus555282http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_<br/> HAI_ProductDetail_N_37322_37323
Double-flexible tipped wire guidesCook Medical&nbsp;C-DOC-15-40-0-2https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
High accuracy AC LVDT displacement sensorOmega EngineeringLD320-25http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL defibrillator/monitorPhillips Medical SystemsM4735Ahttp://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe micro dissection forceps 4 inchesRoboz&nbsp;RS-5135http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe micro dissection forceps 4 inches with teethRoboz&nbsp;RS-5157http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
Extra fine micro dissection scissors 4 inchesRoboz&nbsp;RS-5882http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
Heiss tissue retractorFine Science Tools&nbsp;17011-10http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&amp;CategoryId=134&amp;<br/> lang=en-US
Crile curve tip hemostatsFine Science Tools&nbsp;13005-14http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372
Visistat skin stapler&nbsp;Teleflex Incorporated528135http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936
Braided silk suture, 3-0Harvard Apparatus517706http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_<br/> HAI_ProductDetail_N_37916_37936
Betadine solutionButler Schein3660https://www.henryscheinvet.com/
Sterile saline, 250 ml bagsFisher50-700-069http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&amp;storeId=10652
Heparin sodium injection, USPFresenius Kabi504201http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html
Loxicom (meloxicam)Butler Schein045-321https://www.henryscheinvet.com/
Thermodilution cardiac output computer for small animalsN/AN/ACustom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Analog-to-digital data acquisition and analysis systemN/AN/ACustom-developed at the Resuscitation Institute using National Instruments hardware and LabVIEW software
Pneumatically-driven and electronically controlled piston device for chest compression in small animalsN/AN/ACustom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
60 Hz alternating current generatorN/AN/ACustom-developed at the Weil Institute of Critical Care Medicine
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics–2013 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 127 (1), e6-e245 (2013).
  2. Sans, S., Kesteloot, H., Kromhout, D. The burden of cardiovascular diseases mortality in Europe. Task Force of the European Society of Cardiology on Cardiovascular Mortality and Morbidity Statistics in Europe. Eur Heart J. 18 (12), 1231-1248 (1997).
  3. Becker, L. B., et al. The PULSE initiative: scientific priorities and strategic planning for resuscitation research and life saving therapies. Circulation. 105 (21), 2562-2570 (2002).
  4. Planta, I., et al. Cardiopulmonary resuscitation in the rat. J Appl Physiol. 65 (6), 2641-2647 (1988).
  5. Planta, I., Weil, M. H., von Planta, M., Gazmuri, R. J., Duggal, C. Hypercarbic acidosis reduces cardiac resuscitability. Crit Care Med. 19 (9), 1177-1182 (1991).
  6. Duggal, C., et al. Regional blood flow during closed-chest cardiac resuscitation in rats. J Appl Physiol. 74 (1), 147-152 (1993).
  7. Tang, W., Weil, M. H., Sun, S., Gazmuri, R. J., Bisera, J. Progressive myocardial dysfunction after cardiac resuscitation. Crit Care Med. 21 (7), 1046-1050 (1993).
  8. Sun, S., et al. Cardiac resuscitation by retroaortic infusion of blood. J Lab Clin Med. 123 (1), 81-88 (1994).
  9. Kamohara, T., et al. A comparison of myocardial function after primary cardiac and primary asphyxial cardiac arrest. Am J Respir Crit Care Med. 164 (7), 1221-1224 (2001).
  10. Fang, X., et al. Cardiopulmonary resuscitation in a rat model of chronic myocardial ischemia. J Appl Physiol. 101 (4), 1091-1096 (2006).
  11. Radhakrishnan, J., et al. Circulating levels of cytochrome c after resuscitation from cardiac arrest: a marker of mitochondrial injury and predictor of survival. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (2), H767-H775 (2007).
  12. Wang, S., et al. Limiting sarcolemmal Na+ entry during resuscitation from VF prevents excess mitochondrial Ca2+ accumulation and attenuates myocardial injury. J Appl Physiol. 103 (1), 55-65 (2007).
  13. Radhakrishnan, J., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Activation of caspase-3 may not contribute to postresuscitation myocardial dysfunction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 296 (4), H1164-H1174 (2009).
  14. Song, F., et al. Apoptosis is not involved in the mechanism of myocardial dysfunction after resuscitation in a rat model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 38 (5), 1329-1334 (2010).
  15. Fang, X., et al. Ultrastructural evidence of mitochondrial abnormalities in postresuscitation myocardial dysfunction. Resuscitation. 83 (3), 386-394 (2012).
  16. Jiang, J., et al. Impaired cerebral mitochondrial oxidative phosphorylation function in a rat model of ventricular fibrillation and cardiopulmonary resuscitation. Biomed Res Int. (192769), 1-9 (2014).
  17. Qian, J., et al. Post-resuscitation intestinal microcirculation: Its relationship with sublingual microcirculation and the severity of post-resuscitation syndrome. Resuscitation. 85 (6), 833-839 (2014).
  18. Noc, M., et al. Ventricular fibrillation voltage as a monitor of the effectiveness of cardiopulmonary resuscitation. J Lab Clin Med. 124 (3), 421-426 (1994).
  19. Noc, M., Weil, M. H., Sun, S., Tang, W., Bisera, J. Spontaneous gasping during cardiopulmonary resuscitation without mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 150 (3), 861-864 (1994).
  20. Tang, W., et al. Cardiopulmonary resuscitation by precordial compression but without mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 150 (3), 1709-1713 (1994).
  21. Duggal, C., Weil, M. H., Tang, W., Gazmuri, R. J., Sun, S. Effect of arrest time on the hemodynamic efficacy of precordial compression. Crit Care Med. 23 (7), 1233-1236 (1995).
  22. Fukui, M., Weil, M. H., Tang, W., Yang, L., Sun, S. Airway protection during experimental CPR [see comments. Chest. 108 (6), 1663-1667 (1995).
  23. Sato, Y., et al. Adverse effects of interrupting precordial compression during cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 25 (5), 733-736 (1997).
  24. Xie, J., et al. High-energy defibrillation increases the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Circulation. 96 (2), 683-688 (1997).
  25. Ayoub, I. M., Brown, D. J., Gazmuri, R. J. Transtracheal oxygenation: an alternative to endotracheal intubation during cardiac arrest. Chest. 120 (5), 163-170 (2001).
  26. Kolarova, J., Ayoub, I. M., Yi, Z., Gazmuri, R. J. Optimal timing for electrical defibrillation after prolonged untreated ventricular fibrillation. Crit Care Med. 31 (7), 2022-2028 (2003).
  27. Song, F., et al. Delayed high-quality CPR does not improve outcomes. Resuscitation. 82 (Suppl 2), S52-S55 (2011).
  28. Sun, S., et al. Optimizing the duration of CPR prior to defibrillation improves the outcome of CPR in a rat model of prolonged cardiac arrest. Resuscitation. 82 (Suppl 2), S3-S7 (2011).
  29. Ye, S., et al. Comparison of the durations of mild therapeutic hypothermia on outcome after cardiopulmonary resuscitation in the rat. Circulation. 125 (1), 123-129 (2012).
  30. Fang, X., Huang, L., Sun, S., Weil, M. H., Tang, W. Outcome of prolonged ventricular fibrillation and CPR in a rat model of chronic ischemic left ventricular dysfunction. Biomed Res Int. 2013 (564501), 1-7 (2013).
  31. Tang, W., et al. Pulmonary ventilation/perfusion defects induced by epinephrine during cardiopulmonary resuscitation. Circulation. 84 (5), 2101-2107 (1991).
  32. Planta, I., Wagner, O., von Planta, M., Ritz, R. Determinants of survival after rodent cardiac arrest: implications for therapy with adrenergic agents. Int J Cardiol. 38, 235-245 (1993).
  33. Planta, I., Wagner, O., von Planta, M., Scheidegger, D. Coronary perfusion pressure, end-tidal CO2 and adrenergic agents in haemodynamic stable rats. Resuscitation. 25 (3), 203-217 (1993).
  34. Tang, W., et al. Epinephrine increases the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Circulation. 92 (10), 3089-3093 (1995).
  35. Pan, T., Chau, S., von, P. M., Studer, W., Scheidgger, D. An experimental comparative study on the characteristics of ventricular fibrillation during cardiac arrest and methoxamine administration. J Tongji Med Univ. 17 (2), 94-97 (1997).
  36. Pan, T., Zhou, S., Studer, W., von Planta, M., Scheidegger, D. Effect of different drugs on end-tidal carbon dioxide during rodent CPR. J Tongji Med Univ. 17 (4), 244-246 (1997).
  37. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Povoas, H. P., Mason, E. Combined effects of buffer and adrenergic agents on postresuscitation myocardial function. J Pharmacol Exp Ther. 291 (2), 773-777 (1999).
  38. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Kamohara, T., Klouche, K. alpha-Methylnorepinephrine, a selective alpha2-adrenergic agonist for cardiac resuscitation. J Am Coll Cardiol. 37 (3), 951-956 (2001).
  39. Studer, W., Wu, X., Siegemund, M., Seeberger, M. Resuscitation from cardiac arrest with adrenaline/epinephrine or vasopressin: effects on intestinal mucosal tonometer pCO(2) during the postresuscitation period in rats. Resuscitation. 53 (2), 201-207 (2002).
  40. Klouche, K., Weil, M. H., Sun, S., Tang, W., Zhao, D. H. A comparison of alpha-methylnorepinephrine, vasopressin and epinephrine for cardiac resuscitation. Resuscitation. 57 (1), 93-100 (2003).
  41. Cammarata, G., et al. Beta1-adrenergic blockade during cardiopulmonary resuscitation improves survival. Crit Care Med. 32 (9 Supppl), S440-S443 (2004).
  42. Huang, L., Weil, M. H., Cammarata, G., Sun, S., Tang, W. Nonselective beta-blocking agent improves the outcome of cardiopulmonary resuscitation in a rat model. Crit Care Med. 32 (9 Suppl), S378-S380 (2004).
  43. Sun, S., et al. The effects of epinephrine on outcomes of normothermic and therapeutic hypothermic cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 38 (11), 2175-2180 (2010).
  44. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Fukui, M. Effects of buffer agents on postresuscitation myocardial dysfunction. Crit Care Med. 24 (12), 2035-2041 (1996).
  45. Studer, W., et al. Influence of dobutamine on the variables of systemic haemodynamics, metabolism, and intestinal perfusion after cardiopulmonary resuscitation in the rat. Resuscitation. 64 (2), 227-232 (2005).
  46. Planta, M., von Planta, I., Wagner, O., Scheidegger, D. Adenosine during cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation: a placebo-controlled, randomized trial. Crit Care Med. 20 (5), 645-649 (1992).
  47. Tang, W., Weil, M. H., Sun, S., Pernat, A., Mason, E. K(ATP) channel activation reduces the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Am J Physiol. 279 (4), (2000).
  48. Gazmuri, R. J., Ayoub, I. M., Hoffner, E., Kolarova, J. D. Successful ventricular defibrillation by the selective sodium-hydrogen exchanger isoform-1 inhibitor cariporide. Circulation. 104 (2), 234-239 (2001).
  49. Gazmuri, R. J., Ayoub, I. M., Kolarova, J. D., Karmazyn, M. Myocardial protection during ventricular fibrillation by inhibition of the sodium-hydrogen exchanger isoform-1. Crit Care Med. 30 (4 Suppl), S166-S171 (2002).
  50. Wann, S. R., Weil, M. H., Sun, S., T, T. a. n. g. ,. W. .. ,. &. a. m. p. ;. P. e. l. l. i. s. ,. Pharmacologic defibrillation. Crit Care Med. 30 (4 Suppl), S154-S156 (2002).
  51. Sun, S., Weil, M. H., Tang, W., Kamohara, T., Klouche, K. Delta-opioid receptor agonist reduces severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Am J Physiol. 287 (2), H969-H974 (2004).
  52. Wang, J., et al. A lazaroid mitigates postresuscitation myocardial dysfunction. Crit Care Med. 32 (2), 553-558 (2004).
  53. Huang, L., et al. Levosimendan improves postresuscitation outcomes in a rat model of CPR. J Lab Clin Med. 146 (5), 256-261 (2005).
  54. Kolarova, J., Yi, Z., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Cariporide potentiates the effects of epinephrine and vasopressin by nonvascular mechanisms during closed-chest resuscitation. Chest. 127 (4), 1327-1334 (2005).
  55. Kolarova, J. D., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Cariporide enables hemodynamically more effective chest compression by leftward shift of its flow-depth relationship. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (6), H2904-H2911 (2005).
  56. Fang, X., et al. Mechanism by which activation of delta-opioid receptor reduces the severity of postresuscitation myocardial dysfunction. Crit Care Med. 34 (10), 2607-2612 (2006).
  57. Singh, D., Kolarova, J. D., Wang, S., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. Myocardial protection by erythropoietin during resuscitation from ventricular fibrillation. Am J Ther. 14 (4), 361-368 (2007).
  58. Shan, Y., Sun, S., Yang, X., Weil, M. H., Tang, W. Opioid receptor agonist reduces myocardial ischemic injury when administered during early phase of myocardial ischemia. Resuscitation. 81 (6), 761-765 (2010).
  59. Sun, S., et al. Pharmacologically induced hypothermia with cannabinoid receptor agonist WIN55, 212-2 after cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 38 (12), 2282-2286 (2010).
  60. Chung, S. P., et al. Effect of therapeutic hypothermia vs delta-opioid receptor agonist on post resuscitation myocardial function in a rat model of CPR. Resuscitation. 82 (3), 350-354 (2011).
  61. Radhakrishnan, J., Kolarova, J. D., Ayoub, I. M., Gazmuri, R. J. AVE4454B–a novel sodium-hydrogen exchanger isoform-1 inhibitor–compared less effective than cariporide for resuscitation from cardiac arrest. Transl Res. 157 (2), 71-80 (2011).
  62. Tsai, M. S., et al. Ascorbic acid mitigates the myocardial injury after cardiac arrest and electrical shock. Intensive Care Med. 37 (12), 2033-2040 (2011).
  63. Weng, Y., et al. Cholecystokinin octapeptide induces hypothermia and improves outcomes in a rat model of cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 39 (11), 2407-2412 (2011).
  64. Hayashida, K., et al. H(2) gas improves functional outcome after cardiac arrest to an extent comparable to therapeutic hypothermia in a rat model. J Am Heart Assoc. 1 (5), e003459-e003459 (2012).
  65. Motl, J., Radhakrishnan, J., Ayoub, I. M., Grmec, S., Gazmuri, R. J. Vitamin C compromises cardiac resuscitability in a rat model of ventricular fibrillation. Am J Ther. Jun. 16, (2012).
  66. Weng, Y., et al. Cannabinoid 1 (CB1) receptor mediates WIN55, 212-2 induced hypothermia and improved survival in a rat post-cardiac arrest model. Resuscitation. 83 (9), 1145-1151 (2012).
  67. Radhakrishnan, J., et al. Erythropoietin facilitates resuscitation from ventricular fibrillation by signaling protection of mitochondrial bioenergetic function in rats. Am J Transl Res. 5 (3), 316-326 (2013).
  68. Rungatscher, A., et al. Cardioprotective effect of delta-opioid receptor agonist vs. mild therapeutic hypothermia in a rat model of cardiac arrest with extracorporeal life support. Resuscitation. 84 (2), 244-248 (2013).
  69. Ma, L., Lu, X., Xu, J., Sun, S., Tang, W. Improved cardiac and neurologic outcomes with postresuscitation infusion of cannabinoid receptor agonist WIN55, 212-2 depend on hypothermia in a rat model of cardiac arrest. Crit Care Med. 42 (1), 42-48 (2014).
  70. Tsai, M. S., et al. Combination of intravenous ascorbic acid administration and hypothermia after resuscitation improves myocardial function and survival in a ventricular fibrillation cardiac arrest model in the rat. Acad Emerg Med. 21 (3), 257-265 (2014).
  71. Wang, T., et al. Intravenous infusion of bone marrow mesenchymal stem cells improves brain function after resuscitation from cardiac arrest. Crit Care Med. 36 (11 Suppl), S486-S491 (2008).
  72. Wang, T., et al. Improved outcomes of cardiopulmonary resuscitation in rats with myocardial infarction treated with allogenic bone marrow mesenchymal stem cells. Crit Care Med. 37 (3), 833-839 (2009).
  73. Wang, T., et al. Mesenchymal stem cells improve outcomes of cardiopulmonary resuscitation in myocardial infarcted rats. J Mol Cell Cardiol. 46 (3), 378-384 (2009).
  74. Lin, J. Y., et al. Model of cardiac arrest in rats by transcutaneous electrical epicardium stimulation. Resuscitation. 81 (9), 1197-1204 (2010).
  75. Dave, K. R., Della-Morte, D., Saul, I., Prado, R., Perez-Pinzon, M. A. Ventricular fibrillation-induced cardiac arrest in the rat as a model of global cerebral ischemia. Transl Stroke Res. 4 (5), 571-578 (2013).
  76. Chen, M. H., et al. A simpler cardiac arrest model in rats. Am J Emerg Med. 25 (6), 623-630 (2007).
  77. Gazmuri, R. J., Kube, E. Capnography during cardiac resuscitation: a clue on mechanisms and a guide to interventions. Crit Care. 7 (6), 411-412 (2003).
  78. Lee, H. B., Blaufox, M. D. Blood volume in the rat. J Nucl Med. 26 (1), 72-76 (1985).
  79. Bers, D. M., Bassani, J. W., Bassani, R. A. Na-Ca exchange and Ca fluxes during contraction and relaxation in mammalian ventricular muscle. Ann N Y Acad Sci. 779, 430-442 (1996).
  80. Jasani, M. S., Salzman, S. K., Tice, L. L., Ginn, A., Nadkarni, V. M. Anesthetic regimen effects on a pediatric porcine model of asphyxial arrest. Resuscitation. 35 (1), 69-75 (1997).
  81. Kato, R., Foex, P. Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: an update for anesthesiologists. Can J Anaesth. 49 (8), 777-791 (2002).

Tags

Rat ModelVentricular FibrillationCardiac ResuscitationClosed-chest TechniqueCardiopulmonary ResuscitationVascular CatheterizationTracheal IntubationPositive Pressure VentilationElectrical ShocksHemodynamic MeasurementsMetabolic MeasurementsResuscitation ConceptsTherapeutic InterventionsCardiac Arrest
A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique. J. Vis. Exp. (98), e52413, doi:10.3791/52413 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image