Здесь мы представляем протокол, описывающий перфузию донорских печеночных трансплантатов ex situ с помощью кислородного аппарата. Эта статья содержит пошаговый протокол по приобретению и подготовке печеночного трансплантата к аппаратной перфузии, подготовке перфузионной жидкости, заполнению перфузионного аппарата и выполнению оксигенированной нормотермической машинной перфузии печеночного трансфузии.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Экс Ситу нормотермических машина перфузии Печени доноров
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
В отличие от обычного статического холодного консервирования (0-4 °C), машинная перфузия ex situ может обеспечить лучшую сохранность донорской печени. Непрерывная перфузия органов дает возможность улучшить качество органов и позволяет оценить жизнеспособность донорской печени ex situ до трансплантации. В этой видеостатье представлен пошаговый протокол нормотермической машинной перфузии ex situ (37 °C) донорской печени человека с использованием устройства, которое обеспечивает пульсирующую перфузию печеночной артерии под давлением и температурой и непрерывную перфузию воротной вены. Перфузионная жидкость насыщается кислородом с помощью двух мембранных оксигенаторов с полыми волокнами, а температура может регулироваться в диапазоне от 10 °C до 37 °C. Во время перфузии метаболическая активность печени, а также степень повреждения могут быть оценены с помощью биохимического анализа образцов, взятых из перфузионной жидкости. Аппаратная перфузия является очень перспективным инструментом для увеличения количества печени, пригодной для трансплантации.
Введение
Современный метод консервации органов при трансплантации печени заключается в промывании и последующем хранении донорских печеней в холодном (0-4 °C) консервирующем растворе (таком как раствор Висконсинского университета или раствор гистидин-триптофан-кетоглутарат). Этот метод называется статической холодовой консервацией (SCS). Несмотря на то, что скорость метаболизма печени при 0-4 °C очень низка, потребность в кислороде составляет 0,27 µmol/min/г ткани печени, что не может быть обеспечено при SCS1. Таким образом, традиционный метод SCS приводит к определенной степени (дополнительного) повреждения донорских печеней. Хотя такая степень повреждения при консервации не является проблемой для донорских печеней хорошего качества, она может стать критическим и лимитирующим фактором для субоптимальных печеней, которые уже подверглись некоторой степени повреждения у донора. По этой причине печени субоптимального качества или так называемые печени доноров с расширенными критериями (ECD) часто отклоняются для трансплантации, так как риск раннего отказа трансплантата считается слишком высоким. Высокие показатели отсроченной функции трансплантата, первичной нефункции и неанастомотических стриктур желчных протоков (NAS) были описаны у реципиентов печеней после смерти от остановки кровообращения (DCD), пожилых доноров или реципиентов стеатотических трансплантатов2. NAS являются основной причиной заболеваемости и смертности после трансплантации печени. NAS могут возникать как во вне- и внутрипеченочных желчных протоках донора и могут сопровождаться образованием внутрипротокового желчного «шлама» и струпьев3,4. Хотя этиология NAS считается многофакторной, ишемически-реперфузионное повреждение желчных протоков во время консервации и трансплантации трансплантата было определено как основной лежащий в основе механизм2,5. Трансплантация трансплантата DCD была определена как один из самых сильных факторов риска развития NAS. Считается, что сочетание периода тепловой ишемии у донора DCD, холодовой ишемии во время консервации органа и последующего реперфузионного повреждения у реципиента приводит к необратимому повреждению желчных протоков, что в сочетании со слабой регенераторной способностью желчных протоков приводит к фиброзному рубцеванию и сужению желчных протоков после трансплантации печени2,5. NAS сообщались до 30% пациентов, получивших печень DCD6-8. Стало очевидно, что современный метод SCS трансплантатов печени для пересадки недостаточен для предварительно поврежденных печеней ECD, таких как печени доноров DCD. Необходимы альтернативные методы для увеличения и оптимизации использования печеней ECD при трансплантации.
Машинная перфузия (МП) представляет собой метод консервации органов, который может обеспечить более качественное сохранение донорских органов по сравнению с холодовой статической консервацией (SCS). МП может быть особенно актуальна для сохранения трансплантатов, полученных от доноров с расширенными критериями (ECD). Важным преимуществом МП является возможность обеспечения трансплантата кислородом в период консервации. МП может проводиться при различных температурах, которые классифицируют как гипотермическую (0-10 °C), субнормотермическую (10-36 °C) и нормотермическую (36-37 °C) МП (NMP). В зависимости от температуры, используемой при МП, необходимо корректировать тип перфузионного раствора, причем с повышением температуры требуется подача большего количества кислорода. Первое клиническое применение МП при трансплантации печени человеку основывалось на гипотермической перфузии без активной оксигенации перфузионного раствора9,10. На моделях животных было показано, что гипотермическая оксигенированная МП (0-10 °C) оказывает защитное действие против ишемически-реперфузионного повреждения трансплантатов печени11 и обеспечивает лучшую сохранность перибилиарного сосудистого сплетения желчных протоков12. Субнормотермическая оксигенированная МП при 20 °C или 30 °C также изучалась на моделях животных; было показано, что она обеспечивает более быстрое восстановление функции трансплантатов печени от доноров после донации после контролируемого прекращения кровообращения (DCD) по сравнению с SCS13,14. О возможности проведения субнормотермической оксигенированной МП печени человека недавно было сообщено в серии из семи отбракованных донорских печени человека15. NMP (37 °C) позволяет оценить жизнеспособность и функциональность трансплантата перед трансплантацией16,17. Кроме того, МП позволяет осуществлять постепенное согревание трансплантата печени перед трансплантацией, что, как было продемонстрировано, способствует восстановлению и реанимации трансплантата18.
Устройство для перфузии, используемое в данном протоколе для машинной перфузии печени, обеспечивает двойную перфузию (через воротную вену и печеночную артерию) с помощью двух центробежных насосов, которые создают непрерывный портальный кровоток и пульсирующий артериальный кровоток. Система работает с контролем давления, что позволяет осуществлять автоматическую регулировку потока через печень в зависимости от внутрипеченочного сопротивления. Два мембранных оксигенатора с полыми волокнами обеспечивают оксигенацию трансплантата печени, а также удаление CO2. Температуру можно установить в зависимости от предполагаемого типа машинной перфузии (минимальная температура 10 °C). Поток, давление и температура отображаются на устройстве в режиме реального времени, что позволяет осуществлять непрерывный контроль процесса перфузии. Для перфузии каждого трансплантата используется новый стерильный одноразовый набор трубок, резервуара и оксигенаторов (Рисунок 1).
Целью данной видеостатьи является предоставление пошагового протокола нормотермической машинной перфузии донорских печеней человека ex situ с использованием этой недавно разработанной установки для перфузии печени.
Рисунок 1: (A) схематический чертеж, (B) фотография аппарата для перфузии, (C) вид оксигенатора крупным планом и (D) центробежный насос, используемый для нормотермической перфузии донорских печеней человека. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Данный протокол был одобрен Медицинским этическим комитетом (Medisch Ethische Toetsingscommissie) Университетского медицинского центра Гронингена, Нидерланды.
1. Приготовление перфузионного раствора
Примечание: общий объем перфузионного раствора, приготовленного для нормотермической машинной перфузии согласно данному протоколу, составляет 2,233 ml, а целевая осмоляльность перфузионного раствора составляет 302 mOsmol/L.
- Из компонентов перфузионного раствора, описанных в Таблице 1, держите отдельно взвесь эритроцитов человека, свежезамороженную плазму и человеческий альбумин. Смешайте остальные компоненты стерильным способом и поместите раствор в стерильный пакет для транспортировки в операционную. Выполняйте эти действия в стерильной среде (в идеале в условиях Надлежащей производственной практики — GMP) или в ламинарном шкафу в помещении для культивирования клеток.
| Компоненты | Количество |
| Взвесь эритроцитов (гематокрит 60%) | 840 мл |
| Свежезамороженная плазма | 930 мл |
| Альбумин человеческий 200 г/л (Albuman, Sanquin) | 100 мл |
| Модифицированное парентеральное питание (Clinimix N17G35E, Baxter International Inc.) | 7,35 мл |
| Мультивитаминный препарат для инфузий (Cernevit, Baxter International Inc.) | 7 μl |
| Концентрат микроэлементов для инфузий (Nutritrace, B. Braun Melsungen AG) | 7,35 мл |
| Метронидазол для внутривенного введения (5 мг/мл) (Flagyl, Sanofi-Aventis) | 40 мл |
| Цефазолин 1000 мг, порошок во флаконе 5 мл для внутривенного введения (Servazolin, Sandoz) | 2 мл |
| Инсулин короткого действия (100 МЕ/мл) (Actrapid®, Novo Nordisk) | 20 мл |
| Глюбионат кальция, раствор для внутривенного введения 10%, 137,5 мг/мл (Sandoz) | 40 мл |
| Стерильный H2О | 51,3 мл |
| 0,9% раствор NaCl | 160 мл |
| 8,4% раствор бикарбоната натрия | 31 мл |
| Гепарин 5 000 МЕ/мл для внутривенного введения | 4 мл |
| Общий итог | 2,233 мл |
Таблица 1: Компоненты перфузионного раствора16.
- Перенесите в операционную для подачи в перфузионное устройство взвесь эритроцитов человека (840 ml), свежезамороженную плазму (930 ml), альбумин человеческий 200 g/L (100 ml) и раствор, приготовленный на этапе 1.1.
2. Заполнение перфузионного устройства
- Добавьте компоненты перфузионного раствора, включая взвесь эритроцитов человека, свежезамороженную плазму, человеческий альбумин и раствор, приготовленный на этапе 1.1, в аппарат через коннектор в верхней части оксигенаторов, и удалите все пузырьки воздуха из трубок.
- Включите венозный насос и следуйте инструкциям производителя на экране. Затем включите артериальный насос и следуйте инструкциям производителя на экране.
- Обнулите манометры относительно атмосферного давления, следуя инструкциям на экране. Это гарантирует, что давление, измеряемое во время перфузии, будет соответствовать реальному давлению на уровне воротной вены и печеночной артерии.
- Запустите оксигенацию с использованием карбогена (95% O2 + 5% CO2) при скорости потока 4 L/min. Поток воздуха будет разделен между двумя оксигенаторами (по 2 L/min на каждый оксигенатор), что должно обеспечить pO2 около 60 kPa (или 450 mmHg) в перфузионном растворе. При длительной перфузии рекомендуется использовать раздельные источники кислорода и углекислого газа. Это позволит вносить небольшие коррективы в соотношение O2/CO2 для регулировки pH и pCO2 перфузионного раствора.
- Возьмите пробу перфузионного раствора для измерения газового состава крови через 15-20 мин после подготовки устройства и соответствующим образом контролируйте pH и уровень электролитов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перед взятием проб обязательно слейте около 3 ml перфузионного раствора, так как эта жидкость находится в периферийных трубках и не представляет перфузионный раствор в системе. Для обеспечения буферной емкости добавьте 8.4% раствор бикарбоната натрия, стремясь к физиологическому значению pH (7.35-7.45). Например, добавьте 25-35 ml 8.4% раствора бикарбоната натрия и проверяйте уровень pH и бикарбоната в перфузионном растворе, регулярно отбирая пробы для измерения газового состава крови.
3. Получение и подготовка донорских печеней
Примечание: Извлеките орган, используя стандартный метод охлаждения in situ, и промойте его холодным консервирующим раствором (0-4 °C)19. Для облегчения канюляции артерии оставьте сегмент супратрункальной аорты, прикрепленный к печеночной артерии (Рисунок 2A).
- Промойте желчные протоки консервирующим раствором (т.е. раствором Университета Висконсина). Перевяжите пузырный проток хирургической нитью.
- Поместите орган в стандартный стерильный пакет для донорских органов и в контейнер с дробленым льдом для последу транспортировки в центр MP.
- Приступите к процедуре на операционном столе сразу после доставки донорской печени в операционную.
- Возьмите пробу не менее 10 ml консервирующего раствора для микробиологического исследования.
- С помощью хирургических ножниц удалите диафрагмальные крепления в области «голой зоны» печени, а также остатки сердечной мышцы из верхней части полой вены.
- Выделите артерию и воротную вену с помощью диссекционных ножниц и перевяжите боковые ветви хирургическими нитями или гемоклипсами.
- Закройте дистальный конец сегмента надстволовой аорты нерассасывающейся монофиламентной нитью (например, 3-0 Prolene). Вставьте артериальную канюлю в проксимальный конец надстволовой аорты и зафиксируйте швами (Рисунок 2A). Используйте канюлю из одноразового набора, предоставленного производителем устройства для перфузии.
- Вставьте венозную канюлю в воротную вену и зафиксируйте швами. Используйте канюлю из одноразового набора. Печеночная вена остается неканюлированной.
- Промойте желчный проток консервирующим раствором. Вставьте силиконовый катетер в желчный проток и зафиксируйте швами.
ПРИМЕЧАНИЕ: Не вводите катетер слишком глубоко в желчный проток, так как это может привести к повреждению эпителия желчных путей. - Промойте печень 0.9% раствором NaCl через канюлю воротной вены следующим образом:
- Если граф был законсервирован в растворе Университета Висконсина, промойте печень 2,000 ml холодного (0-4 °C) 0.9% раствора NaCl, затем 500 ml теплого (37 °C) 0.9% раствора NaCl.
- Если граф был законсервирован в гистидин-триптофан-кетоглутаратном растворе, промойте печень 1,000 ml холодного (0-4 °C) 0.9% раствора NaCl, затем 500 ml теплого (37 °C) 0.9% раствора NaCl. Цель теплого промывания — предотвратить значительное падение температуры перфузионной жидкости.
- Выполните теплое промывание непосредственно перед подключением печени к устройству для перфузии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Интервал между теплым промыванием и началом NMP всегда должен составлять менее 1-2 min.
| Характеристики доноров (N = 12) | Количество (%) или медиана (МКИ) |
| Возраст (лет) | 61 (50-64) |
| Пол (мужской) | 8 (67%) |
| Тип донора DCD, Маастрихтский тип III ДЛБ (диэлектрический барьерный разряд) | 10 (83%) 2 (17%) |
| Индекс массы тела (ИМТ) | 27 (25-35) |
| Причина отклонения Возраст при DCD+ >60 лет DCD+ высокий ИМТ DCD+ по различным причинам* Тяжелый стеатоз | 5 (41%) 3 (25%) 2 (17%) 2 (17%) |
| Консервирующий раствор раствор UW раствор HTK | 6 (50%) 6 (50%) |
| Время тепловой ишемии донора при DCD (мин) | 14 (17 - 20) |
| Время холодовой ишемии (мин) | 389 (458-585) |
| Индекс риска донора (DRI) | 2.35 (2.01-2.54) |
Таблица 2: Характеристики доноров. * в анамнезе одного донора — внутривенное употребление наркотиков, в анамнезе другого — длительный уровень sO2 <30% после отключения от систем жизнеобеспечения. Сокращения: DCD — донорство после сердечно-сосудистой смерти; DBD — донорство после смерти мозга; UW — раствор Университета Висконсина; HTK — гистидин-триптофан-кетоглутарат
Рисунок 2: (A) Фотографии трансплантата печени человека, подготовленного на операционном столе, и (B-D) впоследствии подвергнутого нормотермической перфузии. (A) Артериальная канюля введена в супратрункальную аорту, а венозная канюля — в воротную вену. Желчный проток канюлирован силиконовым билиарным катетером. (B) Печень размещена в камере для органа передней поверхностью вниз; канюли подключены к трубкам устройства для перфузии. (C) Через 30 min после начала нормотермической машинной перфузии. (D) Через 6 hr после начала нормотермической машинной перфузии. Во время операции камера для органа закрыта прозрачной крышкой для поддержания стерильной влажной среды для печени (на данных фотографиях не показано). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
4. Нормотермическая машинная перфузия
- Поместите печень в камеру для органа передней поверхностью вниз. Немедленно подключите печень к подготовленному устройству для перфузии, соединив канюлю воротной вены с трубкой притока воротной вены, а артериальную канюлю — с трубкой артериального притока устройства.
- Запустите перфузию как по воротной, так и по артериальной стороне, следуя инструкциям производителя на экране. Установите среднее артериальное давление на уровне 70 mmHg, а среднее давление в воротной вене — на уровне 11 mmHg.
- Каждые 30 мин отбирайте образцы перфузионного раствора для немедленного анализа параметров газов крови (pO2, pCO2, sO2, HCO2- и pH) и биохимических параметров (глюкоза, кальций, лактат, калий и натрий) с помощью стандартного газоанализатора крови. Обязательно удалите около 3 ml перфузионного раствора перед отбором проб, так как эта жидкость находится в периферических трубках и не представляет перфузионный раствор в системе.
- Для отбора этих проб аспирируйте перфузионный раствор с помощью шприца объемом 1 ml через пробоотборные коннекторы, входящие в состав одноразового набора трубок устройства для перфузии. Для каждой пробы используйте новый шприц и сразу после аспирации перфузионного раствора удаляйте из шприца все пузырьки воздуха. Затем вставьте шприц в газоанализатор крови и следуйте инструкциям производителя, приведенным в руководстве к анализатору.
- Соберите плазму из перфузионного раствора, заморозьте и храните при -80 °C для определения активности щелочной фосфатазы (AlkP), гамма-глутамилтрансферазы (gamma-GT), аланинаминотрансферазы (ALT), а также уровней мочевины и общего билирубина. Плазму собирают после центрифугирования перфузионного раствора в течение 5 мин при 1,500 x g и 4 °C.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
После получения информированного согласия на проведение исследования от семей доноров были использованы 12 печеней человека, отклоненных для трансплантации по различным причинам. Характеристики доноров описаны в Таблице 2. Печени человеческих доноров подвергали нормотермической перфузии в течение 6 ч с использованием протокола, описанного в данной работе. Качество трансплантатов печени оценивали путем мониторинга макроскопической гомогенности перфузии печени (Рисунок 2A-...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
В этом видео представлен пошаговый протокол нормотермической аппаратной перфузии печени человека донора с использованием устройства, которое обеспечивает двойную перфузию под давлением через печеночную артерию и воротную вену. При следовании этому протоколу технических сбоев в работе перфузионного аппарата не произошло, и все графты были хорошо перфузированы и хорошо насыщены кислородом. Перфузированная печень ex situ обладала стабильной гемодинамикой и была метаболически активна, что определялось продукцией жел...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторы данной рукописи не могут раскрывать конфликт интересов.
Благодарности
Эта исследовательская работа была финансово поддержана грантами, предоставленными Innovatief Actieprogramma Groningen (IAG-3), Jan Kornelis de Cock Stichting и Tekke Huizingafonds, все в Нидерландах. Мы благодарны всем голландским координаторам по трансплантации за выявление потенциальных выброшенных печени и получение информированного согласия.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| Печеночная помощь | Органная помощь | при ОА. Li.Li.140 | Перфузионный аппарат |
| Liver Assist одноразовая упаковка | Organ Assist | OA. Li.DP.540 | Одноразовый набор и канюли |
| Meredith No.8 | Vygon Nederlands B.V. | 1362082 | Канюля желчного протока |
| Альбумин человеческий 200 г/л / АЛЬБУМАН | Санхин | 15522598 | 100 мл |
| Модифицированное парентеральное питание | Baxter Nederland B.V. | N14G30E | 7,35 мл |
| Мультивитамины для инфузий / CERNEVIT | Baxter International Inc. | 9800927 | 7 μ l |
| Концентрированные микроэлементы для инфузий / NUTRITRACE | B. Braun Melsungen AG | 14811332 | 7,35 мл |
| Метронидазол 5 мг/мл | Baxter Nederland B.V. | 98181882 | 40 мл |
| Цефазолин / SERVAZOLIN | Sandoz B.V. | 15611337 | 2 мл |
| Быстродействующий инсулин | различных производителей | 20 мл | |
| Глубионат кальция, раствор внутривенно 10%, 137,5 мг/мл | Сандоз | 97038695 | 40 мл |
| Стерильный H2O | Fresenius Kabi Nederland B.V. | 98084453 | 51,3 мл |
| NaCl 0,9% | Baxter Nederland B.V. | 15262510 | 160 мл |
| гепарина 5 000 МЕ/мл для внутривенного введения | LEO Pharma B.V. | 98026178 | 4 мл |
| Бикарбонат натрия 8,4% | B. Braun Melsungen AG | 97973874 | Количество зависит от pH |
| Эритроциты в упаковке (в SAGM) | Банк крови (Sanquin) | N0012000 | 750 мл |
| Свежезамороженная плазма | Банк крови (Sanquin) | N04030A0/N04030B0 | 900 мл |
Ссылки
- Plaats, A., et al. Hypothermic machine preservation in liver transplantation revisited: Concepts and criteria in the new millennium. Ann. Biomed. Eng. 32 (4), 623-631 (2004).
- op den Dries, S., Sutton, M. E., Lisman, Y., Porte, R. J. Protection of bile ducts in liver transplantation: Looking beyond ischemia. Transplantation. 92 (4), 373-379 (2011).
- Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. Biliary complications after liver transplantation: Old problems and new challenges. Am. J. Transplant. 13 (2), 253-265 (2013).
- Buis, C. I., et al. Nonanastomotic biliary strictures after liver transplantation, part 1: Radiological features and risk factors for early vs. late presentation. Liver. Transpl. 13 (5), 708-718 (2007).
- Karimian, N., op den Dries, S., Porte, R. J. The origin of biliary strictures after liver transplantation: Is it the amount of epithelial injury or insufficient regeneration that counts. J. Hepatol. 58 (6), 1065-1067 (2013).
- Gastaca, M. Biliary complications after orthotopic liver transplantation: A review of incidence and risk factors. Transplant. Proc. 44 (6), 1545-1549 (2012).
- Sanchez-Urdazpal, L., et al. Ischemic-type biliary complications after orthotopic liver transplantation. Hepatology. 16 (1), 49-53 (1992).
- Dubbeld, J., et al. Similar liver transplantation survival with selected cardiac death donors and brain death donors. Br. J. Surg. 97 (5), 744-753 (2010).
- Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: The first clinical series. Am. J. Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).
- Henry, S. D., et al. Hypothermic machine preservation reduces molecular markers of ischemia/reperfusion injury in human liver transplantation. Am. J. Transplant. 12 (9), 2477-2486 (2012).
- Schlegel, A., Rougemont, O., Graf, R., Clavien, P. A., Dutkowski, P. Protective mechanisms of end-ischemic cold machine perfusion in DCD liver grafts. J. Hepatol. 58 (2), 278-286 (2013).
- op den Dries, S., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion prevents arteriolonecrosis of the peribiliary plexus in pig livers donated after circulatory death. PLoS. One. 9 (2), e88521(2014).
- Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20 degrees C and 30 degrees C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J. Surg. Res. 175 (1), 149-156 (2012).
- Gringeri, E., et al. Subnormothermic machine perfusion for non-heart-beating donor liver grafts preservation in a swine model: A new strategy to increase the donor pool? Transplant. Proc. 44 (7), 2026-2028 (2012).
- Bruinsma, B. G., et al. Subnormothermic machine perfusion for ex vivo preservation and recovery of the human liver for transplantation. Am. J. Transplant. 14 (6), 1400-1409 (2014).
- op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am. J. Transplant. 13 (5), 1327-1335 (2013).
- Sutton, M. E., et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion. PLoS. One. 9 (11), (2014).
- Minor, T., Efferz, P., Fox, M., Wohlschlaeger, J., Luer, B. Controlled oxygenated rewarming of cold stored liver grafts by thermally graduated machine perfusion prior to reperfusion. Am. J. Transplant. 13 (6), 1450-1460 (2013).
- Makowka, L., et al. Surgical technique of orthotopic liver transplantation. Gastroenterol. Clin. North. Am. 17 (1), 33-51 (1988).
- Hansen, T., et al. Histological examination and evaluation of donor bile ducts received during orthotopic liver transplantation--a morphological clue to ischemic-type biliary lesion? Virchows Arch. 461 (1), 41-48 (2012).
- Monbaliu, D., Brassil, J. Machine perfusion of the liver: Past, present and future. Curr. Opin. Organ. Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).
- Oldani, G., et al. Pre-retrieval reperfusion decreases cancer recurrence after rat ischemic liver graft transplantation. J. Hepatol. 61 (2), 278-285 (2014).
- Tromans, D. Temperature and pressure dependent solubility of oxygen in water: A thermodynamic analysis. Hydrometallurgy. 48 (3), 327-342 (1998).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
