Методическая статья

Капсульная Инфаркт Описанный Моделирование Использование фототромботического Техника

DOI:

10.3791/53281

⸱

2 июня 2016 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Science and Engineering, Gwangju Institute of Science and Technology, 2Department of Pathology, Chonnam National University Medical School, 3Departement of Neurosurgery, Presbyterian Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта рукопись описывает технику моделирования капсулярной инфарктом. Здесь мы использовали модифицированный метод фототромботического с низкой интенсивностью света после предоперационного цель отображения. Используя эту технику, мы создали вписанного капсульный инфаркта модель с постоянной двигательными нарушениями.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Недавнее увеличение частоты распространения инсульта белого вещества требует специальных исследований в этой области. Тем не менее, отсутствие подходящей животной модели для инсульта белого вещества затрудняет научные исследования. В этой статье мы описываем новый метод создания ограниченного капсулярного инфаркта, который сводит к минимуму повреждение соседних структур серого вещества. Мы использовали предоперационное нейронное отслеживание с аденоассоциированным вирус-зеленым флуоресцентным белком (AAV-GFP) для определения соматотопической организации области передней конечности внутри внутренней капсулы. Регулировка интенсивности света на основе различных оптических свойств серого и белого вещества способствует избирательному разрушению белого вещества с относительным сохранением серого вещества. Точное позиционирование оптико-нейронного интерфейса позволяет разрушать всю область передней конечности во внутренней капсуле, что приводит к выраженному и стойкому двигательному дефициту. Таким образом, этот метод приводит к высоковоспроизводимым поражениям капсулярного инфаркта со стойким двигательным дефицитом. Модель будет полезна не только для изучения инсульта белого вещества (WMS) на поведенческом, круговом и клеточном уровнях, но и для оценки ее полезности для разработки новых терапевтических и реабилитационных вмешательств.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

До недавнего времени "серого инсульта вещества (GMS) модели" не были использованы исключительно для понимания патофизиологии инсульта и направлять развитие новых методов лечения. Тем не менее, наблюдается увеличение распространенности инсульта , который влияет на подкорковые белого вещества у пожилых лиц, что составляет 15 - 25% всех инсультов 1,2. Многочисленные исследования были проведены в отношении инсульта с использованием модели GMS, в то время как есть несколько исследований, которые использовали белого вещества инсульт модели (WMS). Белое вещество на грызунах, существенно меньше, чем белого вещества в организме человека или приматы. Следовательно, более трудно селективно получать доступ и уничтожить целевых регионов в белом веществе 3. Кроме того, никакие эффективные инструменты не были разработаны на сегодняшний день, чтобы избирательно уничтожить запланированную степень целевого белого вещества. Таким образом, наблюдается отсутствие соответствующих моделей для изучения белого вещества штрихов.

ул животныхМодели Roke часто используются для контроля за ходом восстановления двигателя для разработки новых реабилитационных и терапевтических методов. Он идеально подходит для использования животной модели , которая демонстрирует долгосрочный неврологический дефицит , совпадающий с анатомическими изменениями в человеческом демонстрируемых инсульта 4,5. В связи с этим, быстрое восстановление дефицита моторного и широкого участия мозга следующих инфарктом lesioning не может быть реалистичным в погоне за исследования инсульта. Предыдущие модели капсульного инфаркта были сделаны окклюзии внутренней сонной артерии или передней хориоидеи артерий и диффузии эндотелина-1 (ET-1) во внутреннюю капсулу 6-9. Тем не менее, окклюзия артерии требует тщательного рассечение артерий, но он производит широкую область инфарктом поражения, в том числе внутренней капсулы, без стойких нарушений поведения. Кроме того, ET-1 не был рассеянным, чтобы полностью уничтожить заднюю конечность внутренней капсулы, и, следовательно, менее заметными или сохраняющихся Бехavioral дефицит.

Фототромботического модель миокарда широко используется для создания различных типов инфарктом поражений в коре и подкорковых структурах 10. Методика включает внутривенное введение с последующей фокальной освещения, что приводит к агрегации тромбоцитов в мелких сосудах и генерации инфарктом поражений 10. Фототромботического техника широко используется для создания GMS поражений, в то время как он редко используется для генерации WMS поражений 5,11. Для реализации этой технологии, сочетание красителя и облучения светом бенгалроза было продемонстрировано, чтобы быть полезным в разрушении структуры мишени, в результате чего соответствующие функционального дефицита. Ключевым элементом фототромботического метода является облучение светом, так как он определяет размер инфарктом поражений. Легкие облучение приводит к различным эффектам на сером веществе и белого вещества, так как рассеяние света более чем в 4 раза выше, в белом маолучатель по сравнению с серым веществом 12; Соответственно, если интенсивность света имеет достаточно низкую интенсивность излучения (<1,140 мВт / мм 2), можно ограничить расширение , к которому фототромботического поражения влияют на степень белого вещества (то есть., Внутренней капсулы). Например, свет более высокой энергии может вызывать инфаркты в сером и белом веществе, но более низкая энергия света может вызвать фототромбоза только в белом веществе. Кроме того, проникновение световой энергии было весьма ограниченным. Приблизительно 99% световой энергии было потеряно за 1 мм от источника света 13. Таким образом, ожидается, что точно ориентированы, более низкая энергия света вызывает фототромбоза только в белом веществе с минимальным вторжением соседнего серого вещества.

Здесь мы описываем новый метод для создания очагов инфаркта в области передней конечности внутренней капсулы у грызунов. Мы опишем метод идентификации области передних конечностей во внутреннем саpsule, технология светового облучения, в том числе корректировки и доставки света, и генерации поражения инфарктом. Мы также описывают поведенческие тестирование используется для оценки полноты моделирования капсульного.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры были проведены в соответствии с ведомственным руководящим принципам Кванджу института науки и технологии (GIST), и все процедуры были одобрены Институциональные уходу и использованию животных комитета по GIST.

1. Предварительно lesioning шаги

  1. Идентификация передней конечности в зоне внутренней капсулы с использованием AAV-GFP
    1. Дом и обрабатывать Sprague Dawley крыс (~ 400 г, 11 - 13 недель) в соответствии с институциональными и национальными руководящими принципами.
    2. Стерилизовать всех хирургических инструментов и электродов с использованием соответствующего стерилизатор (паровой стерилизатор или плазма). Используйте паровой стерилизатор при 121 ° С в установке 30 мин для стерилизации и 30 мин для сухой.
    3. Обезболить животное смесью кетамина гидрохлорид (100 мг / кг) и ксилазина (7 мг / кг) с помощью внутримышечной инъекции. Проверьте глубину анестезии лапой щипать. Поддерживать температуру тела при температуре 37,5 ± 0,5 ° С с помощью грелки подтело животного.
    4. Поместите животное в стереотаксической раме с помощью панели уха и держатель рта.
    5. Вымыть и продезинфицировать хирургический участок с 70% -ным спиртом и раствором повидон йода. Проникнуть 2% лидокаина гидрохлорида под кожу головы в зоне предполагаемого черепа надрез, чтобы уменьшить интраоперационную боль.
    6. Применяют ветеринара глазной мази, чтобы предотвратить высыхание глаз. Поместите стерильную драпировка над животным до оперативных участков. Поддерживать все процедуры в стерильных условиях.
    7. Выполнение средней линии черепа разрез 2 см с помощью скальпеля и втягивания кожи на двусторонней основе с проволокой преднатяжителями. Сушат череп с ватным тампоном и 30% перекиси водорода.
    8. Сделайте отверстие, используя наконечник сверло над областью передней конечности моторной коры (AP: +2,5 от темени, ML: ± 2,5 от средней линии) и очистить тракт с микро-currette для вируса-инъекции.
    9. Разморозить AAV-GFP (2 × 10 12 молекул вируса / мл) на льду и нагрузки 1 мклВирус в 10 мкл шприца. Поместите шприц на стереотаксической рамы.
    10. Переместить иглу в предварительно сделанной отверстие и опустить глубоко в твердую мозговую оболочку иглы 1 мм.
    11. Вводят вирус медленно (0,1 мкл / мин) с использованием высокой точности предлагаемого микронасоса и оставить иглу на месте в течение еще 10 мин, чтобы дать вирусу диффундировать.
    12. После очистки оперативный участок с засоленной водой, обеспечить рану 3-0 нейлоновым швом; освободить крысу от стереотаксической рамы и передать его в камере регенерации. Администрирование кетопрофен (2 мг / кг) с помощью внутримышечной инъекции для послеоперационного контроля боли.
    13. Поддержание температуры тела (37 ° С) с грелку и администрировать антибиотики Cephems класса второго поколения (0,1%, 1 мл) с помощью внутримышечной инъекции и 2% лидокаина гидрохлорида через подкожную инъекцию в случае необходимости. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточного для поддержаниягрудины лежачее. Одноместный дом животное до полного выздоровления.
    14. После 2 - 3 недели восстановления, глубоко обезболить крыса с передозировкой гидрохлорида кетамина (300 мг / кг) с помощью внутримышечной инъекции в капюшоне. Подтвердить смерть животного отсутствием пальца щипать реакции, пульса и дыхания. Поместите лежачем крысы в ​​капюшоне.
    15. Откройте брюшную полость через 'у'-образный разрез, чтобы открыть грудной полости. Плотно зажать нисходящей аорты с кровоостанавливающего и разрыв правое предсердие сердца крысы для дренажа крови. Инициирование перфузию в левый желудочек сердца с холодным 1% параформальдегидом в течение 5 мин (10 мл / мин), а затем 4% параформальдегидом в течение 30 мин (10 мл / мин).
    16. Снимите головку крысы из каркаса с помощью пары ножниц. Сделайте срединный разрез от шеи до носа и снять мышцы шеи с помощью ножниц или костными кусачками так, что череп подвергается. Осторожно рассекают кости черепа и Дюрас из головного мозга.
    17. Извлечь мозг и поместить головного мозга крыс в коническую пробирку емкостью 50 мл, заполненную 4% параформальдегид в течение ночи. На следующий день, мыть мозг с 1X PBS 3 раза и поместите его в 30% растворе сахарозы.
    18. После того, как мозг полностью опускается на дно 30% раствора сахарозы, поместить мозг в cryomold с ОКТ соединением при температуре от -20 & deg; С в замораживающий микротом. Нарезать мозг в корональной плоскости с толщиной 40 мкм и с интервалом 200 мкм.
    19. Выполните GFP иммуногистохимии окрашивания с использованием метода 14 слайдов. Применение первичных антител (1: 200 Анти-зеленого флуоресцентного белка, кролика IgG-фракции) в срезах мозга в течение ночи при температуре 4 ° С. На 2 - й день, моют с 1% фосфатно - солевом буферном с твин-20 раствором (PBST) 3 раза и применять вторичные антитела (1: 500 из козьих антител против кроличьего IgG (H + L)) в течение 1 часа. Промыть слайд с 1% PBST 3 раза. Поместите крышку стекла на срез мозга.
    20. С помощью флуоресцентного микроскопа (длина волны возбуждения470 нм, длина волны излучения 525 нм, увеличение 5X), наблюдать за AAV-GFP трансдуцированных аксоны во внутренней капсуле. Сравните расположение трансдуцированных аксонов с головной мозг крыс Atlas 15 для определения стереотаксической координаты преобразованных аксонов
  2. Pre-lesioning Регулировка интенсивности света Подходит для капсульного моделирования инфаркта
    1. Строительство оптического интерфейса Neural
      1. Отрежьте соответствующую длину (4 см) 27 калибра спинальной иглы с стилет внутрь используя режущую дрель.
        Примечание: Резка может сжимать и сокрушить спинной кончик иглы; удалите стилет и отполировать спинной кончик иглы для удаления измельченную часть спинного иглы и поддерживать внутренний калибр спинного иглы.
      2. Полоса соответствующую длину (10 см) куртки оптического волокна (125 мкм с ядром 62,5 мкм) с одной стороны соединительного шнура.
      3. Вставьте unjacked оптический FiBER в металлическую трубку (внешний диаметр: 3,8 мм, внутренний диаметр: 3,3 мм, длина: 17 мм), который затем зажимается вокруг волокна. Металлическая трубка полезно, чтобы заполнить пространство между оптическим волокном и ступицей спинного иглы. Зажать нижний 1/2 металлической трубки с прижимным устройством дважды.
      4. Нанести тепловым отверждением эпоксидной смолы на оптическое волокно, и вставить оптическое волокно в спинномозговой иглы. Нанесите дополнительный эпоксидную смолу на пустое место в ступице. Отверждения эпоксидной в течение 20 мин при 100 ° С для устойчивой фиксации.
      5. Сколите оптическое волокно, которое выступает из спинного иглы и полировать оптическое волокно на кончике спинного иглы с использованием алмазного доводочные (полировка) листов.
      6. Присоедините разъем FC / PC часть коммутационного шнура к ответвитель зеленой лазерной системы и измерения интенсивности света от кончика оптического волокна с использованием цифровой оптической мощности и счетчика энергии.

2. PhotothromBotič Инфаркт Lesioning во внутренней капсуле

  1. Стерилизовать всех хирургических инструментов и электродов с использованием соответствующего стерилизатор (паровой стерилизатор или плазма). Используйте паровой стерилизатор при 121 ° С в установке 30 мин для стерилизации и 30 мин для сухой.
  2. Обезболить животное (~ 400 г, 11 - 13 недель) со смесью гидрохлорида кетамина (100 мг / кг) и ксилазина (7 мг / кг) через внутримышечные инъекции. Проверьте глубину анестезии лапой щипать. Поддерживать температуру тела при температуре 37,5 ± 0,5 ° С с помощью грелки под тела животного.
  3. Поместите животное в стереотаксической раме с помощью панели уха и держатель рта.
  4. Вымыть и продезинфицировать хирургический участок с 70% -ным спиртом и раствором повидон йода. Проникнуть 2% лидокаина гидрохлорида под кожу головы в зоне предполагаемого черепа надрез, чтобы уменьшить интраоперационную боль. Применяют ветеринара глазной мази, чтобы предотвратить высыхание глаз.
  5. Нанесите стерильную драпировка над апIMAL и разоблачить оперативные сайты. Поддерживать все процедуры в стерильных условиях.
  6. Выполнение средней линии черепа разрез 2 см и убрать кожу на двусторонней основе с проволокой преднатяжителями. Сушат череп с хлопковых свопы и перекиси водорода.
  7. Высоту зажима носа до темени и лямбда не выровнены на том же уровне. Важным шагом: Это выравнивание очень важно правильно подойти к более глубокую, например, при выполнении поражения инфарктом в внутренней капсулы в основном эксперименте.
  8. Сделайте отверстие (диаметр: 2 мм; AP: -2.04 от темени; ML: ± 3,0 от средней линии), используя дрель, чтобы побудить фототромбоза.
  9. Польский и очистить оптический наконечник волокна оптического интерфейса. Закрепить ONI к стереотаксической рамы без изгиба. Проверьте кончик НПУ и уничтожить его ясно перед и после вставки оптического интерфейса.
  10. Измеряют интенсивность лазерного излучения от кончика оптического волокна до введения Opticaл интерфейс к целевому участку головного мозга крысы. Регулировка интенсивности лазерного до 3,5 мВт, что подтверждается шагами перед операцией, на конце оптического волокна.
  11. Вставьте НПУ в целевой области внутренней капсулы (-7.8 мм подтверждено из стадии предварительной операции) через просверленное отверстие.
  12. Поддерживать температуру тела при температуре 37,5 ± 0,5 ° C в течение фототромбоза. Более низкая температура тела может не дать ожидаемого степени инфаркта. Вводят бенгалроза (2 мл / кг) через хвостовую вену.
  13. Включите 532 нм зеленый лазер в течение 90 сек 1 мин после инъекции бенгалроза. После облучения, осторожно удалите ONI из головного мозга. После очистки операционного участка, обеспечить рану обеспечить рану 3-0 нейлоновой нити; освободить крысу от стереотаксической рамы и передать его в камере регенерации.
  14. Для ложнооперированными группы (ГСК), выполняют идентичную процедуру поражения решений, для инъекции физиологического раствора (0,2 мл / 100 г) вместо Rose-Bengal за исключением того.
  15. Поддержание температуры тела (37 ° С) с грелку после операции и администрировать антибиотики (второго поколения цефалоспорин, 0,1%, 1 мл) с помощью внутримышечной инъекции. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее. Не возвращайте послеоперационные животных в клетке, занятой другими животными, пока полностью не выздоровел.
    Примечание: Предварительный эксперимент проводили в тех же процедур, чтобы найти оптимальную интенсивность света от 1 мВт до 5 мВт и процедура может потребоваться для получения удовлетворительной степени поражения в различных условиях.

3. Оценка капсульного Lesioning инфаркта

  1. Поведенческий тест и группирование животных
    1. Выполнение одной гранулы , достигающего задачи , как описано Уайшав и др. 14 , чтобы оценить моторный дефицит передней лапы каждый день в течение 1 недели после того, как при моделировании инсульта. Выполните одну таблетку, достигающего задачу(ЭПТС) в пищевых ограничено животных (90% от контрольной массы тела) с помощью прозрачного плексигласа (30 х 15 х 35 см высота) с шириной 1 см и щелью пищевой полке в передней части средней части передней стенки.
    2. Поместите шарик на пищевой полке наклонно контралатеральной с предпочтительным передних конечностей. Администрирование 20 таблеток на каждую сессию в течение 3-х недель.
      Примечание: Успешное количество SPRTs определяется как рядом, в котором животное схватывает шарик пищи и помещает его в рот, не уронить.
    3. Рассчитывают счет как процент от успешных течении, которое определяется по следующей формуле:
      figure-protocol-1
      Примечание: Мы делим животных на 3 группы: ложнооперированными группа (СОГ), умеренное восстановление группы (МРГ), и бедные группы восстановления (PRG). Если оценка ЭПТС после инсульта> 50%, мы классифицируем крыс как MRG, что указывает на наличие значительного поражения, но не полное разрушение таrget. Если после инсульта оценка ЭПТС составляет <50% по сравнению с предтактового счетом ЭПТС, мы классифицируем группу в качестве PRG, что указывает на полную lesioning в мишени.
  2. Neurohistological Подтверждение инфаркта Lesioning
    1. Выполнение сердечной перфузии 4% параформальдегида, как описано ранее. После того, как мозг полностью погружается в 30% растворе сахарозы, выполняют корональной секционирования при толщине 10 мкм и с интервалом 200 мкм с использованием микротома или замораживающий микротом 4.
    2. Пятно с H & E, Нисслю, Luxol быстрой сине-PAS, нейрофиламентов белок-L или глиальных белок фибриллярный кислоты окрашивания и наблюдать гистологические результаты для определения оптимальной интенсивности света, который может охватить всю ширину внутренней капсулы в целевой области для наблюдения окрашивания 4,17.
    3. С помощью программного обеспечения ImageJ, измеряют объем фототромботического площади инфаркта внутренней капсулы на слайдах мозга.
      1. Для измерения объема зоны инфаркта, запустите программное обеспечение 'ImageJ'. Чтобы открыть файлы для штабелирования, выберите 'Изображение в стеки' ( 'Image' → 'стеки' → 'Изображения для стеков'). имя файла Edit и выберите "Установить Scale '(' Analyze '→' установить масштаб ') для редактирования масштаба.
      2. В разделе "Плагины", выберите "Мера стеки ', чтобы вычислить объем или площадь изображения. Вставьте расстояние интервал 2 изображения в "Кусочек Spacing". Сделайте чертеж ROI (область интереса) всех изображений и нажмите 'Measure'.
        Примечание: Программное обеспечение 'ImageJ' автоматически вычисляет площадь и объем каждого изображения и общий объем их.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Метод, представленный здесь, предназначен для создания очерченной капсульный миокарда с постоянным двигательным дефицитом. Следовательно, крайне важно, чтобы правильно определить цели в пределах внутренней капсулы на стадии предварительной операции. Somatotopic отображение пирамидальных волокон во внутренней капсуле не решен до сих пор. Для того, чтобы правильно определить цели в пределах внутренней капсулы, область передней конечности должны быть разграничены. Инъекции AAV-GFP в области...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Модель инфаркте капсульного представленная здесь демонстрирует целенаправленную поражения с выраженным и стойким нарушением двигательной функции в передней конечности. Предыдущие модели подкорковых инсульта капсульного показали недостаточную степень двигательных нарушений и быстрого 6,8,9 процесса восстановления. В этом смысле, эта модель напоминает клинические случаи капсульный инфаркта, которые проявляют долгосрочное функциональное нарушение.

Наиболее важные шаги в разработке вп...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана грантом Института медицинской системотехники (Imse) и GIST-Caltech Collaborative фонда (K04592) из ​​GIST и Программой развития фундаментальной науки исследований на основе СИФ Корея, финансируемого Министерством науки, ИКТ и будущего планирования (СРН-2013R1A2A2A01067890).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Регулятор температуры постоянного токаWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC.
Цифровые стереотаксические инструментыSTOELTING CO.51900
ЭлектростимуляторCyberMedic Corp.EMGFES 2000
Эпоксидная смола Прецизионная волокнистая продукция, ИНК.PFP-353ND1Соотношение смеси:
10(A):1(B-отвердитель) по весу  <чел/> График отверждения:<чел/> 1 мин @150 ° C
2 ~ 5 мин @120 ° C
5 ~ 10 мин @100 ° C
15 ~ 30 мин @80 ° C
Волоконно-оптический писец THORLABS, INCS90R
Оптоволоконный патч-кабельKOREA OPTRON Corp.Внешний диаметр: 3 мм
и Oslash; 200 &микро; m
0,39 NA
FC/PC-FC/PC
1 м
Источник питаниялазера CHANGCHUN NEW INDUSTRIES OPTOELECTRONICS TECH. CO., LTD.MGL-FN-532nm-200mW-14010196
Обжимное кольцо DAWOOTECH CO., LTD.Длина: 19 мм<бр/> Внутренний диаметр: 3 мм<бр/> Внешний диаметр: 3,8 мм<бр/> Материал: SUS
Micro4-микро контроллер шприцевого насосаWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC95100
Измеритель оптической мощностиTHOLABS, INCPM100D
Алмазный притирочный (полировочный) листTHORLABS, INCLF3DЗернистость: 3 & микро; m
Алмазный притирочный (полировальный) листTHORLABS, INCLF6DЗернистость: 6 & микро; м
Роуз БенгалСИГМА-ОЛДРИЧ КО. ЛЛК.330000
Игла для спинальной анестезии с наконечником карандаша (Spinal needle) B.BRAUN MELSUNGEN AG 4502027Размер: 27 г<бр/> Длина: 88 мм<бр/> Игла: 0,40 мм
Водостойкая наждачная бумага DEERFOS CO.,LTDCC261Зернистость: 1,000 &микро; m
Нанофил 10  &микро; l шприцWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNANOFIL
Nanofil 33  G BVLD иглаWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNF33BV-2
AAV-GFP вирусUNC Vector CoreAAV2-CamKIIa-eYFP2 x 1012 молекулы вируса/мл
Анти-зеленый флуоресцентный белок, Rabbit IgG фракцияLife Technologies, INCA11122первичное антитело (1:200)
Goat Anti-rabbit IgG (H + L)Life Technologies, INCA11034вторичное антитела (1:500)
ЦефтезолGUJU Pharma CO., LTD.A278027410,1%, 1 мл
лидокаина гидрохлорида для инъекцийJEIL PHARMACEUTICAL CO., LTD.A049002712%, 1 мл
Ручная дрельSeshin
Цифровой измеритель оптической мощности и энергииTHORLABS, INCPM100D
KetoprofenUNIBIOTech
ATC1000

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 125, 2-220 (2012).
  2. Debette, S., Markus, H. S. The clinical importance of white matter hyperintensities on brain magnetic resonance imaging: systematic review and meta-analysis. Bmj. 341, 3666(2010).
  3. Zhang, K., Sejnowski, T. A universal scaling law between gray matter and white matter of cerebral cortex. PNAS. 97 (10), 5621-5626 (2000).
  4. Kim, H. S., et al. A rat model of photothrombotic capsular infarct with a marked motor deficit: a behavioral, histologic, and microPET study. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 683-689 (2014).
  5. Kleim, J. A., Boychuk, J. A., Adkins, D. L. Rat models of upper extremity impairment in stroke. ILAR J. 48 (4), 374-384 (2007).
  6. Frost, S. B., Barbay, S., Mumert, M. L., Stowe, A. M., Nudo, R. J. An animal model of capsular infarct: endothelin-1 injections in the rat. Behav Brain Res. 169 (2), 206-211 (2006).
  7. He, Z., et al. Definition of the anterior choroidal artery territory in rats using intraluminal occluding technique. J Neurol Sci. 182 (1), 16-28 (2000).
  8. Tanaka, Y., et al. Experimental model of lacunar infarction in the gyrencephalic brain of the miniature pig: neurological assessment and histological, immunohistochemical, and physiological evaluation of dynamic corticospinal tract deformation. Stroke. 39 (1), 205-212 (2008).
  9. Shibata, M., Ohtani, R., Ihara, M., Tomimoto, H. White matter lesions and glial activation in a novel mouse model of chronic cerebral hypoperfusion. Stroke. 35 (11), 2598-2603 (2004).
  10. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Ann Neurol. 17 (5), 497-504 (1985).
  11. Kuroiwa, T., et al. Development of a rat model of photothrombotic ischemia and infarction within the caudoputamen. Stroke. 40 (1), 248-253 (2009).
  12. Bashkatov, A. N., Genina, E. A., Tuchin, V. V. Handbook of biomedical optics. 83, CRC Press. Boca Raton, Fl. (2011).
  13. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  14. Whishaw, I. Q., Whishaw, P., Gorny, B. The structure of skilled forelimb reaching in the rat: a movement rating scale. J Vis Exp. (18), e816(2008).
  15. Jang, S. H. A review of corticospinal tract location at corona radiata and posterior limb of the internal capsule in human brain. NeuroRehabilitation. 24 (3), 279-283 (2009).
  16. Kim, D., et al. Longitudinal changes in resting-state brain activity in a capsular infarct model. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (1), 11-119 (2014).
  17. Blasi, F., Whalen, M. J., Ayata, C. Lasting pure-motor deficits after focal posterior internal capsule white-matter infarcts in rats. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (6), 977-984 (2015).
  18. Metz, G. A., Antonow-Schlorke, I., Witte, O. W. Motor improvements after focal cortical ischemia in adult rats are mediated by compensatory mechanisms. Behavioural brain research. 162 (1), 71-82 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Internal CapsuleAAV GFP TracingStereotaxic CoordinatesRose Bengal InjectionGreen Laser SystemOptical Neural InterfaceMotor Deficit ModelWhite Matter Stroke

Похожие статьи