Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Измерение физиологических реакций

8.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/53392

⸱

29 апреля 2016 г.

 ,  , 
1Temasek Life Sciences Laboratory, 2Department of Biological Science, National University of Singapore, 3Bioimaging and Biocomputing Facility, Temasek Life Sciences Laboratory, 4Histology and Light Microscopy Core, Gladstone Institutes, 5Pacific Biosciences Research Center, University of Hawai'i at Mānoa

В этой статье

Краткое содержание

Передние ноги и хоботок дрозофилы содержат богатый репертуар вкусовых сенсорных нейронов. В данной работе мы представляем метод с использованием визуализации кальция для измерения физиологических реакций сенсорных нейронов в передней части ноги и хоботке живых мух при экзогенном применении вкусового феромона.

Аннотация

В отличие от млекопитающих, насекомых , таких как Drosophila есть несколько органов вкуса. В хемосенсорные нейроны на ногах, хоботок, крылья и яйцеклада дрозофилы выражают вкусовых рецепторов 1,2, ионные каналы 3-6 и ионотропные рецепторы 7, которые участвуют в обнаружении летучих и нелетучих сенсорных сигналов. Эти нейроны напрямую связаться с Tastants, такие как продукты питания, вредных веществ и феромонов и, следовательно, влияют на многие сложные поведения, такие как кормление, яйцекладки и вязки. Электрод записи и визуализации кальция широко используются в насекомых для количественного определения нейронные реакции, навеянные этими Tastants. Тем не менее, электрофизиологии требует специального оборудования и получения измерений от одного вкуса сенсиллы может быть технически сложным в зависимости от клеточного типа, размера и положения. Кроме того, одной резолюции нейрон у дрозофилы может быть трудно достичь , так как вкус сенсилл хоуС.Е. более чем один тип хемосенсорной нейроне. Метод живой визуализации кальция, описанный здесь позволяет реакции отдельных нейронов вкусовыми в живых мух необходимо измерить. Этот способ особенно подходит для получения изображения нейрональных ответов на липидные феромонов и других лигандов типов, которые имеют низкую растворимость в воде на основе растворителей.

Введение

Животные полагаются на обонятельный и вкусовой информации посредничать решения, необходимые для выживания и размножения. Понимание того, как хемосенсорных сигналы обнаруживаются и обрабатываются нервной системы требует идентификации сенсорных рецепторов (ов) и соответствующих химических лигандов. Drosophila обнаружить ошеломляющее разнообразие летучих и нелетучих соединений и являются прекрасной моделью , в которой изучить физиологические механизмы, лежащие в основе chemosensation. В то время как обонятельные органы воспринимают летучие молекулы, вкусовой органы специализированы для выявления низкой летучести соединений. Здесь мы представляем метод непосредственного измерения нейронные ответы от вкусовых органов дрозофилы к низкой волатильности, липофильных лигандов.

Вкусовые органы мухи включают передних, хоботок и крылья. Распределенные на поверхности органов, вкусовыми известны как сенсиллах похожие на волосы структуры, которые отвечают на Sugars, настоек, соли, воды и феромоны 8. Сенсиллы были классифицированы морфологически на вкус щетиной и вкус колышки 9. Есть около 31 вкус щетина на labellum, которые классифицируются в длинную (L-типа), короткие (s-типа) и промежуточные (I-типа) морфологией. Сенсиллы дом 4 сенсорные нейроны 'L' и 'S' , что физиологически реагируют на сахар (Клетка S), с низким содержанием соли (клетка L1), с высоким содержанием соли и горькие соединения (ячейка L2) и воды (W клеток) 10 , 11. "Я" сенсиллах дом 2 сенсорных нейронов, один из которых реагирует как с низким содержанием соли и сахара, в то время как другие реагирует на высокой концентрации соли 12. Есть приблизительно 41 вкус сенсиллы у самцов и 26 самок сенсиллы в распределенных на каждом из передних ног. Для мужчин и женщин, есть 21 сенсиллы на midleg, и около 22 сенсиллы на задних ног 13. Нейроны вкусовым приложенные вкуса сенсиллах на ногах также свана в L1, L2, W и S типов.

Один стандартный метод измерения электрической активности от отдельных нейронов использует внеклеточные или внутриклеточные электроды для записи потока ионов. Измерения электродов позволяют нейронная функции должны быть изучены в не модельных организмов , таких как виды Drosophila, мотыльков и пчел , которые не имеют обширные генетические инструменты для нервной маркировки. Тем не менее, в то время как электрофизиологические методы были обычно используются для измерения активности от Drosophila вкуса сенсиллы 4,13,14, применяя этот подход несколько технических проблем. Во-первых, вкус щетина должны быть идентифицированы на основе морфологии и пространственного расположения. После идентификации, электрофизиологических измерений может быть затруднено из-за малого размера сенсиллах, ограниченный доступ из-за позиции, а также трудности в применении контролируемых объемов химического стимула к вкусу щетиной. Кроме того, стимуляция сенсиллах может генерировать сигналы от более чем однойнейронная тип 15. Во-вторых, обнаружение электрических сигналов могут быть искажены фонового шума в результате механических вибраций и шума от электронного оборудования. В- третьих, использование заостренного электрода может привести к повреждению препарат муху, при неправильном использовании 14. И, наконец, сборке электрофизиологии буровой установки требует специализированных электронных компонентов для доставки стимула, записи сигнала и анализа данных и может быть дорогостоящим.

В D. MELANOGASTER, наличие генетически кодируемых инструментов способствовало развитию методов визуализации , которые позволяют ответы небольших популяций нейронов для изучения. Одним из таких подходов является использование репортера CaLexA 16. В этом методе, генные последовательности, кодирующие фактор транскрипции LexA-VP16 и кальций чувствительный белок NFAT сплавлены вместе. активация кальциевая белка фосфатазы кальциневрина катализирует де-фосфорилирование NFAT и, в свою очередь, facilitaTES его импорт в ядро. Внутри ядра, домен LexA связывается с мотив связывания LexAop-ДНК, которая направляет экспрессию зеленого флуоресцентного белка (GFP) репортера, что позволяет устойчивую идентификацию функционально активированных нейронов. Этот подход был успешно использован для измерения реакции специфического обонятельного клубочков в усиков доли после воздействия живых мух на одоранта 16. В последнее время физиологические реакции IR52c нейронов вкусовыми рецепторами измеряли от живых мух с использованием CaLexA 7. Тем не менее, для этого исследования, это было необходимо для мух возраста до 6 недель для повышения GFP транскрипции. В то время как иммунным окрашиванием с анти-GFP антитела могут быть использованы для усиления сигнала CaLexA, этот метод требует фиксации тканей, тем самым, исключающие возможность для живых клеток.

Генетически закодированы кальция индикатор белка GCaMP также широко используется для изучения нейрональных ответов в ряде17 видов. Белок GCaMP флуоресцирует с низкой интенсивностью до стимуляции нейронов. Применение стимула вызывает потенциал действия в нейроне, что приводит к притоку Ca 2+. GCaMP, связанный с Са 2+, претерпевает конформационные изменения, заставляя его флуоресцировать с яркой интенсивностью (рисунок 1). Недавно разработанный одним нейроном подход визуализации кальция был использован для идентификации глюкозы в качестве лиганда для передней конечности специфических нейронов вкусовыми Gr61a 18. В этом исследовании, расчлененные передние конечности от трансгенного дрозофилы , выражающие GCaMP в вкусовыми нейронов Gr61a были покрыты слоем агарозы до начала визуализации. Тем не менее, использование рассеченной ткани может привести к возможной изношенном выражения GCaMP, ограничивая тем самым время измерения и чувствительность обнаружения. Кроме того, агарозы может ограничить чувствительность из-за высоких фоновых уровней флуоресценции и его свойства рассеяния света.

TO решить некоторые из этих недостатков, мы опишем использование GCaMP-опосредованной визуализации кальция для записи физиологических реакций от лапе и хобота вкусовыми нейронов интактных животных. Нам показывают физиологические реакции Gr68a и ppk23 нейроны , выражающие генетически закодированы GCaMP5G 19 с липидной феромон дрозофилы (R 3, 11 Z, 19 Z) -3-ацетокси-11,19-octacosadien-1-ол (CH503) 20, 21. Нейронные ответа измеряется путем количественного увеличения флуоресценции сигнала GCaMP5G во время стимуляции феромонов. В этом протоколе нейроны изображаются на общей продолжительностью 120 сек, что вполне достаточно, чтобы дифференцировать паттерны нейрональной активации в отдельных клетках.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Подготовка образцов

  1. Крест драйвер линии Gal4 3,22 к UAS-GCaMP5G 19 мух (вес 1118, P {20XUAS-IVS-GCaMP5G} attP40). Дайте кросс расти при 25 ° С.
    Примечание: Генерация мух с несколькими копиями трансгенов Gal4 или UAS-GCaMP может способствовать повышению интенсивности флуоресцентного сигнала. Более ранняя версия UAS-GCaMP трансгена (UAS-GCaMP3) показал очень слабую интенсивность флуоресценции при экспрессии под контролем водителя Gr68a-Gal4.
    1. Сбор и отдельно по полу вновь eclosed взрослых мух и поднимают при 25 ° C.
      Примечание: Базовый уровень GCaMP5G цветении является оптимальным у мух в возрасте от 14-28 дней. Разделительный мух по полу исключает возможность социальных взаимодействий, которые могут влиять на нервные реакции.
  2. Обезболить муху под мягким потоком CO 2.
  3. Прикрепите пLY к покровного стекла, предварительно поместив небольшую каплю лака для ногтей в центре 0,17 мм покровным. Аккуратно муху на своей стороне на каплю прозрачного лака для ногтей и убедитесь, что вся капля покрыта лету.
  4. Выполните шаги 1.5 и 1.6 под рассекает стереомикроскопа, используемого при 8х.
  5. Используйте влажную кисть, чтобы расширить переднюю ногу мухи. Закрепите переднюю ногу в положении, помещая две тонкие полоски ленты над первой и пятой предплюсны сегментов (рис 2А). Это подвергнет члеников лапок T2-T4 для визуализации (рис 2В).
  6. Для нейронов изображения на хоботка, поместите тонкую полоску ленты на трибуну хоботка разоблачить labellum (рис 2C, D).
  7. Нарисуйте гидрофобный барьер вокруг лету с PAP ручкой, чтобы предотвратить протекание раствора по поверхности покровного. Проводите измерения в течение 30 мин монтажа.

2. Получение СтимулРешение

  1. Развести липофильные лиганды (например, CH503, используемые в данном исследовании) в растворе PBST: 137 мМ NaCl, 2,7 мМ KCl, 10 мМ Na 2 HPO 4, 1,8 мМ KH 2 PO 4, 0,1% Тритон Х-100 (об / об ); рН 7,4.
    1. Сделать 1 мг / мл исходного раствора лиганда с использованием PBST с. Приготовьте все последующие разведени исходного раствора с использованием PBST.
      Примечание: В зависимости от растворимости интересующих лигандов, различные растворители могут быть необходимы, чтобы растворить лиганд. Растворимость CH503 в различных растворителях описана в таблице 1. В отличие от других растворителей, PBST , не приводят к увеличению флуоресценции.

3. Стимулирование вкусовой Нейроны и Image Acquisition

  1. Использование 10 мкл пипетки поместите 10 мкл PBST на члеников лапок.
    Примечание: Этот шаг смачивает ногу и предотвращает члеников лапок с дрейфующих.
  2. С помощью оптической системы, которая имеет камеру суfficient скорость и чувствительность для достижения хорошего сигнала флуоресценции при высоким временным разрешением.
    Примечание: Для этого исследования мы использовали вращающийся диск конфокальной микроскопии и камеру sCMOS (см список материалов).
  3. Выберите конкретный членик и нейроны, которые будут отображены. Приобретать три предварительной стимуляции конфокальной Z-стеки.
    1. В идеале, параметры сбора данных использования, которые достаточно быстро, чтобы обеспечить максимальное разрешение по времени при этом захватив весь объем клеток. Пример настроек сбора являются: 200 мс экспозиции, бинирование 2 х 2 и 6 х 0,5 мкм 2 оптических секций, захваченные каждые 2 секунды.
      Примечание: Иммобилизованные ножки были успешно отображены в течение до 10 мин, при 30-секундными интервалами, без заметной отбеливания сигнала GCaMP. Для увеличения времени записи, убедитесь, что ноги удерживаются очень твердо на месте на покровное.
    2. Оптимизация мощности лазера для высокий сигнал-шум достижимой с минимальными фотообесцвечиванию в течение всего IMAПеренять режим. Для экспериментов, описанных здесь, используют диодный лазер 491 нм (100 мВт) при передаче 30% для работы с изображениями как Gr68a и ppk23 вкусовыми нейроны на ногах и хобота. Используйте 2 х 2 биннинга, чтобы в течение более короткого времени экспозиции в то же время достижения достаточного пространственного разрешения.
      Примечание: Установки лазерные мощности были оптимизированы, чтобы обнаружить флуоресцентной изменения в диапазоне от 1,2- до 4,5-кратного увеличения.
  4. Пипетка 10 мкл раствора стимула на предплюсны сегментов. Для контрольных экспериментов, добавить еще 10 мкл PBST. Сразу получить 117 после стимуляции изображений.
    Примечание: Число после стимуляции изображений, полученных на основе количества времени, в котором было достигнуто максимальное изменение флуоресценции (приблизительно 2 мин).
    1. ШАГ КРИТИЧЕСКОЕ: В то время как пипеткой решение по подготовке, не прикасаться к лету кончиком пипетки, так как это приведет к тому, передняя лапа, чтобы выйти из положения.
      Примечание: В качестве альтернативы, используйтемикроманипулятор точно позиционировать стеклянный капилляр, содержащий стимул близко к предплюсневому сегмента быть отображены. Deliver контролируемые объемы стимула, используя внутриклеточный микроинъекции дозатор в соответствии с инструкциями изготовителя.

4. Обработка изображений и анализ: Количественное Ответе

  1. Открыть серию конфокальной Z-стеки с помощью Фиджи ( http://fiji.sc/Fiji ) 23 или ImageJ ( http://imagej.nih.gov/ij/ ) анализа и обработки изображений 24 программного обеспечения.
  2. Сделать сумма интенсивности проекции всех шести Z срезах для каждого из 120 временных точек.
    1. Выберите опцию "Stack" под "Image". Далее, выберите опцию "проекцию Z" и введите "1" в качестве начального фрагмента и "4" в качестве стоп-среза. Для проекционного типа, выберите R20; сумма ломтики "из выпадающего меню и выберите" Все временные рамки ".
  3. Определить области интереса (ROI) с помощью инструмента выбора руки, чтобы нарисовать границу вокруг тела клетки или нейронного проекции. Нажмите на этикетке "Analyze" и выберите опцию "менеджер ROI" в разделе "Инструменты".
  4. Количественная флуоресценции ROI, выбрав опцию "Set измерения", в меню "Анализ" и установив флажки для интегральной плотности, площади, среднее и максимальное значение серого и этикетки. Затем выберите "Дополнительно" опцию в меню менеджера ROI, и далее выберите опцию "Multi меру".
    Примечание: При этом генерируется всплывающее окно со значениями для каждого из выбранных параметров.
  5. Проверьте максимальные значения серого , чтобы гарантировать , что ни один из пикселей не достиг насыщения (например, 65535 для 16-разрядной камерой).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для экспериментов приведены в тего бумаги, ответы были измерены либо из клеточных тел или нейрональных проекций, в зависимости от того, где наблюдалось максимальное увеличение; F / F.
  6. Вычислить максимальное относительное изменение флуоресценции ( ; F / F) в момент времени Т следующим образом :
    figure-protocol-1
    1. Вычтите фоновой флуоресценции от каждого значения F (ячейки). Для количественной оценки фоновой флуоресценции, измерения интегральной плотности в ROI эквивалентного размера и формы из области передней конечности (или хоботка), лишенной обнаруживаемых нейронов.
    2. Для количественной оценки после стимуляции флуоресценции, F (ячейка) T, измерить интегральную плотность ROI тела клетки или процесса в момент времени "т" после стимуляции.
    3. Для количественной оценки предварительной стимуляции флуоресценции F (ячейка) T = 0, анализировать предварительно стимула изображения тела клетки или процесса таким же образом , как ипост-стимуляции сигнала. Используйте среднюю интегрированную плотность 3 изображений для определения F (клеток) т = 0.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Был генетически Высказывалось показатель кальция GCaMP использованием Gr68a-GAL4 или драйверы ppk23-GAL4. Четкие популяции нейронов передней конечности и не-нейронных клеток поддержки помечены каждым драйвером (рис 3A-C). Лигандом конкретные ответы на липофильной феромона CH503 наблюдались в Gr68a-Gal4 и ppk23-Gal4 клетки , экспрессирующие GCaMP (рис 3D). Относительное изменение интенсивности флуоресценции сигнала GCaMP5G ( ; F / F) и увеличи...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Мы опишем здесь метод для выполнения живого изображения кальция дрозофилы периферических нейронов в 2 -х различных органов чувств. Ca 2+ -evoked ответов флуоресцентных GCaMP в Gr68a-нейронов , вызванных феромона лиганда CH503 были дозозависимое и количественный. Также можно было различить различные модели нейронных реагирования, такие как фазическими и тонических реакций.

Нейроны, показывающие ответы фазовые Считается, что позволяет быстро адаптироваться к непрерывным раз...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным исследовательским фондом Сингапура (грант NRF-RF2010-06 для J.Y.Y.).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Gr68a-Gal4Подарок от H. Amrein (Texas A& M Health Science Center, Техас, США) и J. Carlson (Йельский университет, Коннектикут, США)
ppk23-Gal4Подарок от К. Скотта (Калифорнийский университет, Беркли, Калифорния, США)
UAS-GCaMP5 42037Блумингтон Дрозофила  Покровный лист Stock Center
0,17 мм (покровный лист Gold-Seal)Услуги электронной микроскопии63790-10
Лак для ногтей, "Твердый, как гвозди прозрачный" Салли Хансен
ПАП-ручкаSigma-Aldrich 
Малярная кистьтонким наконечником
Tape Скотч марки
Triton X-100Sigma-Aldrich 13021
Этанол, лабораторный классMerck10094
Гексан, ВЭЖХ классаSigma-Aldrich H303SK-4
ДМСОСигма-Олдрич 
PBSTописан в разделе протокола
CH503Synthesis описан в Mori et al., 2010
sCMOS Camera (ORCA Flash4.0)Hamamatsu C11578-22U
Микроскоп (Ti-Eclipse)NikonNi-E
вращающимся диском Программное обеспечение YokogawaCSU-X1-A1 Aquistion
(MetaMorph Premier)Molecular Devices40002
Программное обеспечение Фиджис открытым исходным кодомhttp://fiji.sc/Fiji
Z377821 с 472301РецептСканирующая головка с

Ссылки

  1. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287, 1830-1834 (2000).
  2. Dunipace, L., Meister, S., McNealy, C., Amrein, H. Spatially restricted expression of candidate taste receptors in the Drosophila gustatory system. Curr. Biol. 11, 822-835 (2001).
  3. Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship. Cell. 149, 1140-1151 (2012).
  4. Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior. Cell Rep. 1, 599-607 (2012).
  5. Vijayan, V., Thistle, R., Liu, T., Starostina, E., Pikielny, C. W. Drosophila pheromone-sensing neurons expressing the ppk25 ion channel subunit stimulate male courtship and female receptivity. PLoS Genet. 10, 1004238(2014).
  6. Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster. PLoS Genet. 8, e1002587(2012).
  7. Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a Clade of Ionotropic Receptors Are Candidate Taste and Pheromone Receptors. Neuron. 83, 850-865 (2014).
  8. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Curr. Opin. Neurobiol. 19, 345-353 (2009).
  9. Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304, 423-437 (2001).
  10. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J. Neurobiol. 56, 139-152 (2003).
  11. Rodrigues, V., Siddiqi, O. A gustatory mutant of Drosophila defective in pyranose receptors. Mol. Genet. Genomics. 181, 406-408 (1981).
  12. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J. Neurobiol. 61, 333-342 (2004).
  13. Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J. Neurosci. 34, 7148-7164 (2014).
  14. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J. Vis. Exp. , e51355(2014).
  15. Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode. Chem. Senses. 28, 671-679 (2003).
  16. Masuyama, K., Zhang, Y., Rao, Y., Wang, J. W. Mapping neural circuits with activity-dependent nuclear import of a transcription factor. J. Neurogenet. 26, 89-102 (2012).
  17. Akerboom, J., et al. Crystal structures of the GCaMP calcium sensor reveal the mechanism of fluorescence signal change and aid rational design. J. Biol. Chem. 284, 6455-6464 (2009).
  18. Miyamoto, T., Chen, Y., Slone, J., Amrein, H. Identification of a Drosophila glucose receptor using Ca2+ imaging of single chemosensory neurons. PloS One. 8, e56304(2013).
  19. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging. J. Neurosci. 32, 13819-13840 (2012).
  20. Shikichi, Y., et al. Pheromone synthesis. Part 250: Determination of the stereostructure of CH503 a sex pheromone of male Drosophila melanogaster, as (3R,11Z,19Z)-3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol by synthesis and chromatographic analysis of its eight isomers. Tetrahedron. 68, 3750-3760 (2012).
  21. Yew, J. Y., et al. A new male sex pheromone and novel cuticular cues for chemical communication in Drosophila. Curr. Biol. 19, 1245-1254 (2009).
  22. Bray, S., Amrein, H. A putative Drosophila pheromone receptor expressed in male-specific taste neurons is required for efficient courtship. Neuron. 39, 1019-1029 (2003).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).
  24. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).
  25. Kaissling, K. E., Zack Strausfeld, C., Rumbo, E. R. Adaptation processes in insect olfactory receptors. Mechanisms and behavioral significance. Ann. N. Y. Acad. Sci. 510, 104-112 (1987).
  26. Marder, E., Bucher, D. Central pattern generators and the control of rhythmic movements. Curr. Biol. 11, 986-996 (2001).
  27. Koepsell, K., Wang, X., Hirsch, J. A., Sommer, F. T. Exploring the function of neural oscillations in early sensory systems. Front Neurosci. 4, 53(2010).
  28. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling. Nature. 361, 315-325 (1993).
  29. Busch, K. E., et al. Tonic signaling from O(2) sensors sets neural circuit activity and behavioral state. Nat Neurosci. 15, 581-591 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Вкусовые нейроны Drosophilaдетектирование липидных феромоновконфокальная микроскопия с дисковым сканеромкальциевый индикатор GCaMPанализ вкусовых рецептороввизуализация сегментов лапкиколичественное определение флуоресценциихемосенсорная биологияизмерение нейронного ответа
Измерение физиологических реакций
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.