Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Роман микрохирургические модели для Гетеротопическая, Собственная Блока грудной стенки, тимус, и Трансплантация сердца у мышей

9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/53442

⸱

23 января 2016 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Johns Hopkins University School of Medicine, 2Burn and Complex Wound Center, 3Section of Plastic and Reconstructive Surgery, University of Chicago Medical Center, 4Division of Plastic, Reconstructive, and Maxillofacial Surgery, R Adams Cowley Shock Trauma Center, 5Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 6Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Lab, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Для изучения комбинированной аллотрансплантации солидных органов и васкуляризированного композита мы описываем новую гетеротопическую модель трансплантации грудной стенки, тимуса и сердца en bloc у мышей с использованием техники шейной манжеты без швов.

Аннотация

Необходимо продолжить изучение новых стратегий трансплантации органов для продления выживаемости аллотрансплантатов и минимизации потребности в длительной поддерживающей иммуносупрессии. Использование васкуляризированной трансплантации костного мозга и котрансплантации тимуса показало многообещающие результаты в этом отношении на различных животных моделях. 1-11 Васкуляризированная трансплантация костного мозга позволяет обеспечить непрерывный перенос донорских клеток костного мозга в пределах сохраненного донорского микроокружения, а включение ткани тимуса при васкуляризированной трансплантации костного мозга показало увеличение химеризма Т-клеток, в конечном итоге играя вспомогательную роль в индукции иммунной регуляции. Комбинация аллотрансплантации солидных органов и васкуляризированной композитной аллотрансплантации может уникальным образом объединить эти стратегии в форме новой модели трансплантации. Мышиные модели служат отличной парадигмой для изучения механизмов острого и хронического отторжения, химеризма и индукции толерантности, тем самым обеспечивая основу для распространения превосходных стратегий выживания аллотрансплантатов для более крупных животных моделей и будущего клинического применения. В данной работе мы разработали новую гетеротопическую модель трансплантации грудной стенки, тимуса и сердца у мышей с использованием техники шейной манжеты без наложения швов. Опыт в условиях сингенной и аллогенной трансплантации описан для будущих более широких иммунологических исследований с помощью инструктивной рукописи и видеоприложения.

Введение

Трансплантация сердца является методом выбора при терминальной стадии сердечной недостаточности. Как технический прогресс, так и фармакологические инновации привели к тому, что показатель раннего приживания трансплантатов превысил 90%. 12,13 Несмотря на это, 60-80% 5-летней выживаемости трансплантата находится в тупике и хроническое отторжение, характеризующееся трансплантатной васкулопатией, остается неизбежным. 14-16 Кроме того, пациенты подвергаются многочисленным хирургическим процедурам и пожизненной иммуносупрессии, которые связаны с деформациями грудной стенки и медицинскими последствиями и токсичностью, соответственно. Потребность в инновационных подходах для увеличения выживаемости аллотрансплантатов, минимизации иммуносупрессивных требований и предложения реконструктивных вариантов при анатомических деформациях является насущной.

Васкуляризированная композитная аллотрансплантация предлагает уникальную стратегию для улучшения результатов трансплантации сердца как с иммунологической точки зрения, так и с реконструктивной точки зрения. 17 Васкуляризированные композитные аллотрансплантаты также уникальны тем, что они имеют неотъемлемый источник донорских гемопоэтических стволовых клеток, которые продемонстрировали благоприятную способность снижать иммуносупрессию и индуцировать и поддерживать смешанный химеризм. 1-8 Кроме того, было показано, что котрансплантация тимуса продлевает выживаемость как трансплантатов солидных органов, так и васкуляризированных композитных аллотрансплантатов. 2,9-11 Сочетание этих стратегий с трансплантацией сердца предлагает новое решение вышеупомянутых проблем, стоящих перед трансплантацией сердца. 18

Мышиные модели служат отличными платформами для механистических исследований in vivo из-за доступности антител и четко определенных инбредных и нокаутных штаммов. 19-21 Несмотря на то, что трансплантация сердца у мышей обычно изучается с использованием модели гетеротопической внутрибрюшной микрохирургической трансплантации швов22-25, модель гетеротопической, шейной, бесшовной манжеты показала себя чрезвычайно воспроизводимой, надежной и несущей меньшую частоту тромбоза. 19,26,27 Целью данного исследования является разработка гетеротопической методики трансплантации костно-кожной стенки грудной клетки, тимуса и сердца у мышей для изучения иммунологических механизмов комбинированной аллотрансплантации солидных органов и васкуляризированных композитных аллотрансплантаций с использованием метода шейной манжеты без швов. Этот кластерный аллотрансплантат перфузируется через анастомоз донорской нисходящей аорты в правую общую сонную артерию и донорской легочной артерии в правую наружную яремную вену. Сохранение внутренних грудных сосудов и связанных с ними ветвей тимуса имеет первостепенное значение для перфозии грудной стенки (грудины, ребер, мышц и кожи) и тимуса.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все оперативные процедуры были завершены в соответствии с Университета Джонса Хопкинса и Соединенных Штатов департамента сельского хозяйства и требований системы общественного здравоохранения. Этот протокол следует университет комитет Джонса Хопкинса уходу и использованию животных, Экспертный совет утвердил руководящие (номер протокола M013M490). Данные выживаемости Окончательное был записан для хирургических процедур, описанных ниже. Оба доноров и получателей животные получают преимущественные анестезией бупренорфин в дозе 0,1 мг / кг подкожно один час до операции и в животного-реципиента бупренорфина повторно вводят в той же дозе после трансплантации и повторно дозируют при необходимости в течение первых 48 часов после операции.

1. Донор аллотрансплантата Восстановление

Примечание: Начните доноров часть трансплантата 40 мин раньше, чем пересадки получателя, чтобы свести к минимуму время получатель анестезии и для облегчения одновременной время окончания или слегка ухолжец время окончания против подготовки реципиента.

  1. Используйте стандартные стерильные микрохирургических инструментов и стерильных перчаток для процедуры. Наша лаборатория использует автоклав стерилизации микрохирургических инструментов.
  2. Обезболить доноров мыши (мужской), используя ИФ индукции испаритель на 4%. Использование атравматичные механические машинки для стрижки удалить волосы с шейки матки, грудной и брюшной области. Поместите животное в положении лежа на спине и поддерживать изофлурана на 1-2% через носовой конус. Обеспечить достаточную анестезию всей процедуры периодически оценке ОО щепотка снятие рефлекс.
  3. До рассечения кожи, широко подготовить оперативным путем применения повидон йод антисептическим последующим изопропилового спирта с использованием стерильного ватного тампона.
  4. Начните с поверхностной поперечной разрез кожи с помощью ножниц по всей шейного и кожи живота. Соедините оба разрезы на двусторонней основе по линии midaxillary.
  5. Использование микрохирургических щипцырассекать шейном отделе на двусторонней основе, чтобы определить, перевязывать и разделить внешние яремной вены с 6-0 шелковой нити и ножницы. Затем, используя электрокоагуляция разделить кивательной мышцы, чтобы выставить внутренние яремные вены и общих сонных артерий, на двусторонней основе. Пройдите 6-0 шелковой нити под левосторонний и правосторонний общей сонной и внутренней яремной вены в объемной моды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Они будут привязаны и разделен позже в шаге 1.9.
  6. Резко разделить ремешок мышцы и связанных с ними свободную рыхлой соединительной ткани, расположенные кпереди от трахеи, используя ножницы, чтобы освободить оставшиеся вложения в шейном отделе.
  7. Использование биполярного электрокоагуляции и резкое рассечение, разделить большой грудной мышцы и ключицы, чтобы разоблачить подключичной сосуды и перевязывать (6-0 шелковой нити) и разделить проксимально.
  8. Далее, аккуратно, понять и вывести пенис животного. По спинке полового члена визуализировать спинной вены полового члена и продезинфицироватьрегион с изопропилового спирта. С помощью иглы 30 G, вводят 30000 единиц гепарина внутривенно через заднюю вену и позволяют пенису отдачи обратно в исходное положение. Частичное утечки раствора гепарина в окружающие ткани могут возникнуть.
  9. Используя ранее размещенные сыпучих связей по всему общей сонной артерии и внутренней яремной вены, перевязывать и разделить структуры, на двусторонней основе.
  10. Следующая ножницы использовать, чтобы сделать поперечную intrabdominal разрез. Eviscerate кишечник, чтобы разоблачить infrahepatic нижнюю полую вену и вводят 2 мл холодной кардиоплегии раствором Евро-Коллинз в infrahepatic нижней полой вены. Обеспечить надлежащее инъекции по визуализации обесцвечивание печени и прекращение сердцебиения до продвижения к следующему шагу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: решение Евро-Коллинз подготовлен в нашей лаборатории, см таблицу специфических реагентов и приборов.
  11. Использование ножницы доступ внутригрудное полость с помощью двусторонней diaphragmatic разрез с открытой брюшной полости. Расширьте разрез медиальнее через межреберных мышц и ребер. Отражение грудной стенки подвергая сердце, тимус и большие сосуды одновременно обеспечивая сохранение внутренних грудных сосудов вдоль стенки грудной клетки.
  12. Внедрить suprahepatic нижнюю полую вену с 4 мл холодной кардиоплегии раствором Евро-Коллинз.
  13. Определить корень аорты и проследить дистальнее нисходящей аорты. Резко сократить нисходящей аорты (сохраняя максимальную длину).
  14. Определить легочный ствол и разделить только ближний к его точке ветвления (сохраняя максимальную длину). Затем с помощью 2 мл холодного раствора кардиоплегии Евро-Коллинз, промыть легочного ствола и сердце путем размещения мягкую пластиковую кончика катетера в просвет легочного ствола.
  15. Использование 6-0 шелковой нити, перевязывать и разделить нижнюю полую вену, слияния легочных вен и аксессуаров ветви двустороннего верхней полой вены. Затем поднятьи анализировать сердечную краниально от привязанностей вдоль главного стебля бронхов и трахеи с осторожностью, чтобы не войти в дыхательные пути. Использование острый и биполярного электрокоагуляции рассекать грудная стенка, тимус, и сердце полностью высвобождая его из мыши-донора.
  16. Наконец, обрезать аллотрансплантата грудной стенки Экс Vivo до меньшего размера, с помощью ножниц, вдоль грудины и боковой ребрышками, с осторожностью, чтобы не нарушить внутренней грудной сосуды (рис 1а). Чтобы свести к минимуму кровотечение после реваскуляризации, использовать биполярный электрокаутеризации вдоль границ osteomusculocutaneous грудины.
  17. Поместите аллотрансплантата в 10 мл холодной (4 O Цельсия) решение Евро-Collins, если получатель не готов к вставке. Однако, если получатель готов к вставке, передать аллотрансплантата прямо получателя операционного поля.

2. Получатель Подготовка

Примечание: Для того, чтобы свести к минимуму время получатель анестезии,начать подготовку получатель на отдельном оперативного станции примерно 40 мин до завершения уборки донор трансплантата.

  1. Используйте отдельный набор стандартных стерильных инструментов и микрохирургических стерильные перчатки для процедуры.
  2. Обезболить мышь получатель (мужчина или женщина), используя ИФ индукции испаритель на 4%. Использование атравматичные механические ножницы удалить волосы с правой шейного и грудного региона.
  3. Наведите в положении лежа на спине и угла правой руке слегка книзу, образуя угол 110 градусов между головой и правой верхней конечности. Поддержание анестезии на 1-2% изофлуран через носовой конус.
  4. Поместите нефтяной глазной мази на глазах мыши, используя хлопка аппликатора. До разрез кожи, широко подготовить место операции с помощью йодповидон антисептическое последующим изопропилового спирта.
  5. Используя ножницы, сделать разрез кожи от средней линии вдоль правой нижней Бордер нижней челюсти и расширить разрез InFero-сбоку от правой грудной области. Использование тупым пинцетом с микрососудистых, мобилизовать внешние яремной вены по окружности свободного судна из мягкой ткани и адвентиции. Разделите все ветви, используя электрокоагуляции, и снимите правую мочку подчелюстной слюнной железы с использованием резкого рассечение и электрокоагуляции, чтобы освободить место для аллотрансплантата.
  6. Обеспечить достаточную длину наружной яремной вены выворачивания над манжету, и лигировать вену внешнего использованием яремную вену 6-0 шелковой нити. Вставьте вену через просвет нарезанные полиимидной манжеты и использовать бульдожьего микрососудистой зажим для фиксации сосуда манжеты комплекс на месте. Затем, используя ножницы, проксимально разделить внешний яремную вену, Эверт на манжете, и закрепить в месте с 10-0 нейлона шва в. (1В)
  7. Разделите правильный кивательной мышцы с биполярным электрокоагуляции, чтобы выставить общую сонную артерию. По окружности мобilize артерии медиальнее дистальной большей точки в шейном отделе. Это достигается с помощью тупой диссекции сосуда щипцами для удаления мягких тканей и окружающей адвентиции.
  8. Использование 6-0 шелковой нити, перевязывать и разделить общую сонную артерию. Пропустите через артерию в просвет нарезанные полиимидной манжеты и закрепить его на месте с бульдогом микрососудов зажима как можно ближе к грудной входе, как это возможно. Разделите судно дистально, мягко расширяются судно, используя микрохирургической расширитель, Эверт на манжете, и закрепить в месте с 10-0 нейлона шва в. (1В)
    ПРИМЕЧАНИЕ: Конкретная микрохирургическая расширитель описано в таблице конкретных реагентов и приборов.

3. Врезка Аллотрансплантат

  1. Поддержание стандартного стерильного инструментария и стерильные перчатки, чтобы разместить аллотрансплантата в течение получателя шейного отдела в перевернутом положении и наклонном.
  2. Далее, поместите донор нисходящую AORтик просвет над артериальной манжеты конструкции получателя и зафиксируйте его в месте, которое он с 10-0 нейлона шва в (рис 1С и 1D).
  3. Моды же анастомоза, как в шаге 3.2 между донорами легочной артерии и вывернутой внешней яремной вены манжеты конструкции мыши-реципиента (рис 1С и 1D).
  4. Сначала удалите венозный зажим капилляров (наружная яремная вена) зажим, а затем отпустите артериальной зажим (зажим общей сонной артерии). Во время реперфузии артериальной осмотрите полноту аллотрансплантата для решения любой кровоизлияния. Если кровоизлияние визуализируется, повторно артериальное зажим, чтобы минимизировать потери крови и смягчить источника кровотечения с помощью электрокоагуляции биполярного.
  5. Осмотрите трансплантата и обеспечить гемостаз. Отпустите и полностью удалить артериальной микрососудов зажим. Соблюдайте сердце, чтобы показать признаки реперфузии, которые будут мгновенно очевидно с быстрым расширением объема камер сердца, и ждать беды, чтобы начать в течение 0,5-1 мин. Используйте теплую солевой раствор (35 ° по Цельсию), чтобы увлажнить сердце.
  6. Накройте грудной стенки в анатомическом положении, чтобы не вызвать каких-либо перегибов или напряженности на анастомозов. Закройте кожу хирургической раны, используя 6-0 в непрерывных швов нейлон (рис 1E).

4. Послеоперационный

  1. Администрирование 0,3 мл физиологического раствора внутрибрюшинно болюс жидкости немедленно после операции по замене жидкости.
  2. Затем подкожно вводят бупренорфин (0,1 мг / кг) и энрофлоксацин (5 мг / кг) за боль и инфекции профилактики, соответственно.
  3. Поместите животное под тепловой лампой до пробуждения от наркоза и вернуться к грудины лежачее положение. Во время восстановления, проверьте шею визуализировать фибрилляцию сердцебиение аллотрансплантата обеспечения адекватного трансплантата перфузии.
  4. После того, как проснулся и в лежачем положении, вернуться мыши отдельной клетке (без компании других мышей), Где он может получить пищу и воду без ограничений. Из любого временного незначительной ограничительного движения правой верхней конечности, оставить источник пищевой желатин на полу клетки.
  5. Соблюдайте мышь получатель в течение 1 часа после операции, а затем вернуть его в клетку, где ей можно получить пищу и воду без ограничений и проверяемого три раза в день в течение первых 24 ч для деятельности и потребления питания. Монитор мышей на наличие признаков боли и страданий и повторной дозы бупренорфина с 0,1 мг (кг /) подкожно два раза в день по мере необходимости для первого 72 ч. Изучите животных ежедневно после этого и взвесить их каждую неделю.
  6. Проконсультируйтесь с ветеринарным сотрудника, если какие-либо мыши обнаруживают признаки боли, бедствия или снижение потребления корма. Рассмотрим раннее эвтаназии (в нашем протоколе метод эвтаназии использует СО 2 передозировки в течение 7 минут, после чего цервикальной дислокации).
  7. Прекращение аллотрансплантата сердцебиения определяется как конкретной конечной точки наведении мыши, чтобы быть сacrificed.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Сингенная C57BL / 6 трансплантации достигается долгосрочное выживание. Дизайн аллотрансплантата (рис 1) оказался успешным с точки зрения выживания животных и способность оценивать текущую выживание трансплантата. Это было продемонстрировано через вышележащие кожи оставаясь жизнеспособным, активный рост волос продолжается аллотрансплантата, и пульс были в состоянии быть оценены с визуализацией и пальцем пальпации. Данные по выживаемости представлена ​​на рисунке 2 для сингенным пересадил...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Есть множество явлений, фактор в иммунологическом исследовании аллотрансплантации, которые включают, но не ограничиваются ими механизмов острой и хронической отторжение, прямых и косвенных презентации антигена, получатель сенсибилизации, или индукции смешанной химеризма. 19 Животные модели стали золотой стандарт для изучения трансплантации иммунологии и мышиные модели народе реализованы из-за их низкой стоимости, доступности трансгенных и ген мышей с, коммерчески доступных моноклональных антител, относительна...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не могут декларировать какие-либо конфликты интересов или раскрытие финансовой информации.

Благодарности

Эта работа была профинансирована премией академического ученого Американской ассоциации пластических хирургов 2014 года.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Euro-CollinsРаствор не приобретается в коммерческих целях, а готовится в лаборатории. Чтобы приготовить раствор объемом 500 мл, добавьте указанный ниже ингредиент в 330 мл дважды дистиллированной воды. Хорошо перемешайте, а затем добавьте в раствор оставшиеся 170 мл дважды дистиллированной воды до конечного объема 500 мл.<бр/> Ингредиенты: 1,02 г KH2PO4, 3,66 г K2HPO4, 0,56 г KCl, 0,42 г NaHCO3 и 17,52 г глюкозы.
Шовный материалEthilonMWI 726676-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)
Полиимидная манжетная вена (21G)Vention Medical141-0043http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Полиимидная манжетная артерия (24G)Vention Medical141-0027http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Катетер с мягким пластиковым наконечником TerumoSR*OX2419CA24G x 3/4" 
Микрохирургический расширительS& TD-5a.1Расширитель, 11 см, FH, 0,1 мм AT10d
Раствор

Ссылки

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19 (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57 (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56 (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115 (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75 (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32 (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11 (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81 (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103 (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4 (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355 (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27 (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32 (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53 (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104 (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73 (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, , (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753(2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22 (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2 (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5 (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26 (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346 (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90 (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4 (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86 (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27 (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198(2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8 (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133 (2), 133e(2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129 (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022(2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93 (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11 (1), 571-577 (1979).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Гетеротопическая эн-блок трансплантацияваскуляризированная композитная аллотрансплантациятрансплантация сердца мышикомплекс грудной стенкитимуса и сердцабесшовная манжетная техникамикрохирургический сосудистый анастомоздонорская гемопоэтическая тканьтрансплантация первичной лимфоидной тканииндуцирование иммунной толерантностимодель выживаемости аллотрансплантата
Роман микрохирургические модели для Гетеротопическая, Собственная Блока грудной стенки, тимус, и Трансплантация сердца у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.