Методическая статья

Градиент штамм чип для стимулирования клеточных поведения в ячейке Ладена Гидрогель

DOI:

10.3791/53715

⸱

8 августа 2017 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of NanoEngineering and MicroSystems, National Tsing Hua University, 2Department of Engineering and System, National Tsing Hua University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта статья знакомит простой подход к обеспечению непостоянного градиента статические штаммов на концентрические клеток Ладена гидрогеля регулировать выравнивание ячеек для тканевой инженерии.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Искусственные руководство для сотовых выравнивание является горячей темой в области тканевой инженерии. Большинство предыдущих исследований провела расследование одного штамма индуцированной сотовой выравнивание на клетки Ладена гидрогеля с помощью сложных процессов экспериментальных и массового управления системами, которые обычно связаны с вопросами загрязнения. Таким образом в этой статье, мы предлагаем простой подход к построению градиента статической деформации, с использованием оптимизированных чип с пластиковой крышкой PDMS и УФ прозрачной стеклянной подложке для стимуляции клеточного поведения в 3D гидрогеля. Перегрузка форполимера фото patternable клеток в зале аэрогидродинамических может генерировать выпуклой кривой PDMS мембраны на обложке. После УФ сшивки через концентрические круговые микроузор под изогнутой PDMS мембраны и буфера мытья, микроокружение для расследования ячейки поведения при различных штаммов градиента самостоятельно созданной в оптимизированных микросхема, без внешних инструментов. NIH3T3 клетки были продемонстрированы после наблюдения изменений в клеточных выравнивание тенденции под руководством геометрии, в сотрудничестве с штамм стимуляции, которая колебалась от 15-65% на гидрогели. После 3 дней инкубации гидрогеля геометрии доминировали выравнивание ячеек в низкой сжимающие напряжения, где клетки выстраиваются вдоль оси удлинения гидрогеля под высоким Сжимающее напряжение. Между этими клетки показали случайных выравнивания из-за рассеивания радикальной руководство гидрогеля удлинение и геометрии руководством узорной гидрогеля.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Качестве блок материала, который имитирует родной микроокружения, гидрогеля, содержащий внеклеточного матрикса (ECM) можно заново строить biomimetic ткани подмости для поддержки роста клеток. Обладать функции ткани, выравнивание организованные ячейки является важным требованием. Различные 2D (т.е. клетки культивировали на поверхности) и 3D (т.е. клетки, инкапсулированные в Гидрогель) рядов клеток были достигнуты путем культивирования или инкапсуляции клетки в или на гибких подложках с микро- или нано структуры1. Выравнивание ячейки 3D в микроархитектуре более привлекательной, как микроокружения ближе к родной ткани построить2,3,4. Один общий подход для выравнивания 3D клеток — геометрические подсказка гидрогеля форма2,3. Из-за ограниченного пространства для пролиферации клеток в короткой оси клетки цель для выравнивания вдоль Лонг-оси в микро узорные гидрогеля. Другой подход заключается в том, чтобы применить растяжение растяжение к гидрогели для достижения выравнивание ячейки параллельно стрейч направление4,5.

Биофизические стимуляции на ECM гидрогели, такие сжимающие напряжения или электрического поля, можно регулировать функции клеток для надлежащего ткани интеграции, распространение и дифференциации1,2,3. Много исследований было сделано для расследования сотовой поведение, применив один из деформированного состояния на время, используя несколько механического управления подразделения4,6,,78,9. Например использование механического шаговые двигатели сжал или растягивается на 3D инкапсулированных клеток коллагена гидрогеля был общий подход7,10. Однако такого контрольного оборудования требуется дополнительное пространство и сталкивается с проблемой загрязнения в инкубатор7,9,,1112. Кроме того большой инструмент не может дать точного управления окружающей среды обеспечить высокую воспроизводимость13.

Учитывая, что клетки Ладена гидрогели, как правило, работают на микро масштабе для биомедицинских приложений, это выгодно совместить MEMS технологии для создания целого ряда штамм/стрейч стимуляции одновременно расследовать поведение ячейки в 3D biomimetic конструкции в пробирке2,14,,1516,17,18. Например используя давление газа деформировать PDMS мембраны microfluidic фишек может привести к различных штаммов, вождение дифференцировки клеток различных линий9,16. Однако есть много технических проблем, таких, как процессы изготовления сложных чип в чистой комнате и интеграции программного обеспечения управления двигателей, насосов, клапанов и сжатых газов.

В этой работе мы демонстрируем простой подход для получения самоподдерживающегося градиента статическое напряжение microfluidic чип, используя шаблон концентрические круговые гидрогеля и гибкие PDMS мембраны. В отличие от большинства существующих подходов Наша платформа является портативным и одноразовые миниатюрное устройство, которое могут быть изготовлены за пределами желтой комнате и который обладает собственной генерации градиента штаммов на концентрические инкапсулированные клетки гидрогели, без внешнего механического оборудования во время инкубации. Поведение клеток фиброцита 3T3 под влиянием сочетания формы гидрогеля и различные растяжение стрейч указания подсказки были продемонстрированы в ходе наблюдения за выравнивание ячеек внутри 3D ECM-подражательный сред в чипе градиента напряжения для 3 дней.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Синтез GelMA

  1. Взвесьте 10 г желатинового порошка и добавьте его в стеклянную колбу со 100 мл фосфатно-солевого буфера Дульбекко (DPBS). Вставьте в колбу магнитную мешалку и поставьте колбу на горячую плиту для перемешивания.
  2. Накройте колбу алюминиевой фольгой, чтобы избежать испарения воды. Установите температуру горячей плиты на 50-60 °C и мешалку на 100 об/мин в течение 1 часа, чтобы хорошо растворить желатиновый порошок.
  3. После того как желатин растворится, добавьте 8 мл метакрилового ангидрида очень медленно (по одной капле в секунду) с помощью пипетки. Дайте ему вступить в реакцию при 60 °C в течение 3 часов.
  4. Добавьте в колбу предварительно подогретый DPBS (40 °C) до конечного объема 500 мл и дайте этой смеси хорошо продержаться 15 минут, чтобы остановить реакцию.
  5. Тем временем разрежьте диализную мембрану (молекулярная масса 14 кДа) на несколько трубок длиной 25 см. Погрузите их в деионизированную (DI) воду на 15 минут и завяжите узел, чтобы закрыть один конец диализных трубок.
  6. Загрузите соответствующее количество (30 - 60 мл) полимерного раствора в диализные трубки и закройте другой конец. Поместите их в 5-литровый пластиковый стакан с деионизированной водой на неделю. Обновляйте деионизионную воду два раза в день и поддерживайте температуру раствора на уровне 40 - 50 °C в процессе диализа.
  7. Соберите раствор из пробирки в стеклянный флакон объемом 500 мл. Налейте ~450 - 500 мл раствора в фильтрующую чашку объемом 500 мл (размер пор 0,22 мкм) и подайте вакуум на фильтрующую чашку, чтобы раствор прошел через фильтрующую мембрану для стерилизации.
  8. Переложите стерилизованный полимер в несколько стерилизованных пробирок объемом 50 мл и храните их в морозильной камере при температуре -80 °C в течение 3–5 дней.
  9. Сублимационную сушку полимера при температуре -80 °C в течение 1 недели с помощью сублимационной сушилки для получения GelMA. Храните GelMA в морозильной камере при температуре -80 °C.

2. Модификация 3-(триметоксисилил)пропилметакрилата (TMSPMA)

  1. Разрежьте предметные стекла на две небольшие части (25 мм х 37,5 мм) и погрузите их в 0,5 М раствор NaOH на 4 ч. Промойте стекла большим количеством деионизированной воды.
  2. Поместите предметное стекло на решетку внутри стеклянной емкости с 95% этанолом и очистите с помощью ультразвукового аппарата на частоте 43 кГц в течение 15 мин. Высушите стеклянное предметное стекло на воздухе.
  3. Погрузите стеклянные предметные стекла в 5% TMSPMA в 99,5% этанол на 1 час.
  4. Вымойте предметные стекла в 95% этаноле, высушите их на воздухе и отжгите покрытие TMSPMA в духовке при температуре 80 °C в течение 2 часов.

3. Производство микросхем

  1. Возьмите одну пластину из полиметилметакрилата (ПММА) толщиной 2 мм и одну пластину из полиметилметакрилата (ПММА) толщиной 0,3 мм, наложите двусторонний скотч на одну сторону поверхности ПММА и отпустите вкладыш с одной стороны. Оставьте две пластины из ПММА толщиной 2 мм и одну пластину толщиной 1 мм без двустороннего скотча.
  2. Вырежьте лазером пластину из ПММА толщиной 2 мм без двустороннего скотча до 42 мм x 30 мм, чтобы получить нижнюю пластину. Отрежьте пластину из ПММА толщиной 2 мм с помощью двустороннего скотча, чтобы сделать ограничительную рамку, с внешними размерами 42 мм x 30 мм и внутренними размерами 37,5 мм x 25 мм.
  3. Вырежьте лазером пластину из ПММА толщиной 0,3 мм с помощью двустороннего скотча в центральный круг диаметром 12 мм с двумя проточными каналами шириной 2 мм и длиной 8 мм на противоположных сторонах круга (Рисунок 1a).
  4. Чтобы подготовить форму из ПММА к отливке крышки PDMS, соберите три части компонентов из ПММА из шага 3.2-3.3 (рисунок 1b) с помощью двустороннего скотча.
  5. Вырежьте лазером пластину из ПММА толщиной 2 мм с помощью двустороннего скотча на кусок размером 5 см x 5 см с массивом полых прямоугольников размером 3 x 3 x 3 8,5 мм x 8,5 мм. Отрежьте еще один кусок размером 5 см х 5 см с массивом полых кругов размером 4 мм размером 3 х 3. Вырежьте лазером пластину из ПММА толщиной 1 мм без двустороннего скотча на нижнюю пластину из ПММА размером 5 см x 5 см.
  6. Подготовьте форму из ПММА к отливке пробки PDMS, собрав три части компонентов из ПММА из шага 3.5 (Рисунок 1c) с помощью двустороннего скотча.
  7. Подготовьте крышку PDMS и пробку PDMS, тщательно смешав 30 г эластомера PDMS и 3 г отвердителя PDMS; дегазируйте смесь в вакуумной камере в течение 1 ч.
  8. Отлите 1,8-2,0 г смеси в форму из ПММА для крышки PDMS и используйте соответствующее количество для заполнения каждой полости формы из ПММА для пробки PDMS. Отлить 10 г неотвержденной смеси PDMS в чистую пластиковую пластину диаметром 10 см. Поместите эти формы в вакуумную камеру для дегазации в течение 30 минут.
  9. Отверждайте PDMS в течение 2 ч при 80 °C. После охлаждения отвержденного PDMS на пресс-форме отсоедините крышки PDMS и заглушки PDMS от пресс-форм из PMMA.
  10. Пробить два отверстия диаметром около 3 мм на концах проточных каналов крышек PDMS.
  11. Разрежьте лист PDMS, отлитый из пластиковой пластины толщиной 10 см, на множество кубиков размером 1 см x 1 см и проделайте отверстие диаметром 3 мм в каждом кубе PDMS. Приклейте два неотвержденных кубика PDMS размером 1 см x 1 см к отверстиям крышки PDMS (чтобы они служили резервуарами для среды и помогали в процессе отверждения градиентных круглых гидрогелевых узоров) и отверждайте в течение 1 часа при 80 °C.
  12. Приклейте крышки PDMS с двумя резервуарами PDMS к предметному стеклу с покрытием TMSPMA, предварительно обработав склеивающую сторону крышки PDMS и предметное стекло с покрытием TMSPMA под кислородной плазменной установкой (радиочастотная мощность 30 Вт (высокий режим) и сжатый воздух 600 мТорр) или высокочастотным электронным коронным генератором (115 В, 50/60 Гц, 0,35 А) в течение 90 с плазменной обработкиO2.
  13. Соприкоснитесь с обработанной плазмой поверхностью крышек PDMS и слайдом TMSPMA и плотно прижмите их для прочного сцепления за счет образования соединения Si-O-Si.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Помещение чипса в духовку при температуре 80 °C на 1 час может еще больше повысить прочность сцепления.
  14. После остывания погрузите чипсы в 95% этанол на 15 минут и высушите на воздухе. Затем простерилизовать стружку под воздействием ультрафиолета в течение 1 ч и хранить в коробке, завернутой в алюминиевую фольгу, в ламинарном колпаке.

4. Статическая градиентная деформация на гидрогеле, нагруженном клетками

  1. Распечатайте и вырежьте кусок фотошаблона размером 25 мм x 37,5 мм, распечатав макет в формате Рисунок 2b на прозрачной пленке. Отрегулируйте напечатанный размер Рисунок 2b, чтобы он соответствовал размеру в Рисунок 2a.
  2. Приготовьте 100 мл среды DMEM с 10% FBS, 1% Pen-Strep и 250 мл DPBS на водяной бане при температуре 37 °C для использования в качестве среды для культивирования клеток.
  3. Свесьте 25 мг лиофилизированного GelMA в 0,3 мл предварительно подогретой (37 °C) среды для клеточных культур в черной микроцентрифужной пробирке объемом 1,5 мл. Поместите микроцентрифужную пробирку на лабораторную мешалку/горячую плиту до тех пор, пока GelMA не растворится в среде.
  4. Взвесьте 50 мг фотоинициатора на 1 мл DPBS в микроцентрифужной пробирке и поместите в духовку при температуре 80 °C на 15 минут или до тех пор, пока фотоинициатор не растворится.
  5. Возьмите 25 мкл 10% фотоинициатора из этапа 4.4 и добавьте его в микроцентрифужную пробирку из этапа 4.3. Пипеткой несколько раз хорошо перемешать.
  6. Подсчитайте 3 x 106 клеток NIH 3T3 с помощью автоматического счетчика клеток. Центрифугируйте суспензию при давлении 200 x g в течение 5 мин, выбросьте надосадочную жидкость и повторно суспендируйте клетки в 175 мкл среды для культивирования клеток.
  7. Добавьте раствор ячейки из шага 4.6 в микроцентрифужную пробирку из шага 4.5, чтобы получить раствор преполимерной ячейки из 5% GelMA, 0,5% фотоинициатора и ~6 x 106 3T3 клеток/мл. После смешивания загрузите 100 мкл клеточного преполимера в микрошприц объемом 100 мкл.
  8. Вручную совместите (см. Рисунок 3a) кусок фотомаски на нижнем слайде стерилизованного градиентного штаммового чипа и просто зафиксируйте положение с помощью небольшой капли DI-воды между ними. Подсоедините микрошприц объемом 100 мкл с раствором преполимерной ячейки к входному отверстию чипа.
  9. Поместите (см. рисунок 3b) 50 μл раствора преполимерной ячейки в проточный канал с помощью микрошприца, а затем закупорьте выходное отверстие с помощью пробки PDMS. Введите дополнительные 40 мкл раствора, чтобы создать выпуклую выпуклость в круглой мембране PDMS.
  10. Переместите чип с фотошаблоном (внизу), микрошприцем (входное отверстие) и пробкой PDMS (выход) с шага 4.9 под УФ-лампу (365 нм, 9 мВт/см2) и выдержите его на 30 - 45 с для сшивания концентрического круглого гидрогеля в жидкостной камере.
  11. Снимите пробку PDMS и микрошприц, чтобы сбросить давление жидкости (см. Рисунок 3c). С помощью шприца объемом 1 мл с предварительно подогретым DPBS смойте несшитые смолы 3 раза путем промывки от входа к выходу.
  12. Заполните проточный канал примерно 100 мкл среды для культивирования клеток.
  13. Поместите чип в стерилизованную чашку для культивирования и закваливайте в атмосфере с 5% содержаниемCO2 при температуре 37 °C в течение недели. Обновляйте средство каждый день.
  14. Сделайте снимки трех чипов на 0-й день после 4 ч инкубации в качестве контрольной группы и трех чипов на 3-й день в качестве экспериментального набора с помощью микроскопа с 20-кратным объективом. Измерьте ширину линии каждого гидрогеля от линии 1 до строки 12 с помощью программного обеспечения (например, ImageJ) для расчета деформаций сжатия ( Рисунок 4).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Процент удлинения рассчитывается путем деления значения разницы в ширине линии между 40 μL и 0 μL на ширину линии в 40 μL.

5. Окрашивание клеток для анализа выравнивания

  1. С помощью шприца введите 4% параформальдегид (PFA) в DPBS в RT в проточный чип в течение 15 мин для фиксации гидрогеля, содержащего клетки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внимание. PFA токсичен, и с ним следует обращаться осторожно.
  2. Замените раствор 0,5% раствором для проникновения клеточной мембраны в DPBS на 10 мин для проникновения клеточной мембраны при РТ.
  3. PBS промывают образцы 3 раза с интервалом от 5 до 10 минут между промывками (с помощью загруженного шприца, как в шаге 5.1).
  4. Загрузите 1% раствор БСА в жидкостный канал на 45-60 мин в режиме РТ (с помощью загруженного шприца через впускной порт).
  5. Добавьте 1,5 мл метанола во флакон с фаллоидином Alexa Fluor 488 до получения конечной концентрации 6,6 мкМ исходного раствора.
  6. Возьмите 5 мкл фаллоидина Alexa Fluor 488 из стадии 5,5 и разведите его в 200 мкл DPBS с 0,1% BSA до получения конечной концентрации 0,165 мкМ Alexa Fluor 488 фаллоидина.
  7. Добавьте 200 μл раствора смеси в жидкостный канал с помощью микропипетки и инкубируйте чип при 37 °C в течение 45 - 60 минут для окрашивания актином. PBS промыть (как указано выше) образцы 3 раза.
  8. Приготовьте DAPI в PBS в концентрации 1 г/мл, пропустите его через чип и окрашивайте ядра клеток при температуре 37 °C в течение 5 минут.
  9. Пипетка DPBS вводится в жидкостный канал для вымывания окрашивающего раствора и повторно заполняет жидкостную камеру раствором PBS для получения изображений с помощью флуоресцентного микроскопа.
  10. Получение флуоресцентных изображений клеток 3T3 в гидрогелях с помощью инвертированного флуоресцентного микроскопа с 40-кратным увеличением с помощью ПЗС-детектора и наборов фильтров ex/em на длинах волн 488/520 нм и 358/461 нм для фаллоидина (актина) и DAPI (ядра) Alexa Fluor 488 соответственно.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Чтобы сравнить механические различия между каждой круговой гидрогеля на чипе стимуляции завершенных градиента напряжения, мы измерили ширину линии каждого круговой Гидрогель в двух же фишки, с объемами впрыска 0 мкл (рис. 4a) и 40 мкл (рис. 4b), соответственно. Процент растяжении на каждом круге были рассчитаны путем деления растяжении в 40 мкл вводят чип ширины линии соответствующего гидрогелей в 0 мкл вводят чип (

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье мы сообщаем о простой подход для сравнения характеристик выравнивания ячеек после гидрогеля форма руководства и растяжение растяжение. Гибкие PDMS мембраны создает куполообразная кривизны для генерации различных высот концентрические круговые гидрогелей. После выпуска давление, PDMS мембраны автоматически применяет силу для микро узорные гидрогели сформировать градиента напряжения/удлинение, в центре максимум и минимум на внешней границе. Как формирование градиента штамм разработан гибкий PDMS мембраны и об...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот проект был поддержан, выпускник Студенческие исследования за рубежом программа (NSC-101-2917-I-007-010); Биомедицинская инженерия программа (NSC-101-2221-E-007-032-MY3); и нанотехнологии национальной программы (NSC-101-2120-M-007-001-), национального научного Совета РПЦ, Тайвань. Авторы хотели бы поблагодарить профессора Али Khademhosseini, Gulden Джамчи-Унал, Arghya пол и Ronglih Liao Гарвардской медицинской школы для совместного использования технологии инкапсуляции гидрогеля и клеток.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1,5 мл черная микроцентрифужная пробиркаArgos Technologies 03-391-161Этот можно заменить на нейтральный цвет тюбик 1,5 мл, покрытый алюминиевой фольгой
10x DPBSSigma-Aldrich56064C
Alexa Fluor 488 фаллоидин ИнвитрогенА12379 
BSASigmaA1595
CalceinMolecular ProbeC1430Для мечения жизнеспособных клеток
CCDPCO. ImagingPixelfly qe
Раствор для проникновения клеточной мембраныSigma-AldrichX1000,5% Triton X-100 для проникновения в клеточную мембрану
DAPISigma-AldrichD8417Окрашивание ядра клетки
Диализная мембранаSigma-AldrichD9527Отсечка молекулярной массы = 14 000
DMEMGibco11995-065
Двухсторонняя лента3M8003
FBSHycloneSH30071.03
ЖелатинSigma-AldrichG2500сила геля 300, тип А, из свиной кожи
Высокочастотный электронный генераторкороны Электротехнические изделияМОДЕЛЬ BD-20
Метакриловый ангидридSigma-Aldrich276685
Микро шприцГамильтон8050150 μ Л 
МикроскопOlympusIX71В комплекте два комплекта фильтров: LF405/LP-B-000 и LF488/LP-C-000 от Semrock
Кислородная плазменная машинаHarrickПлазма PDC-001
ПараформальдегидSigma-AldrichP6148Для фиксации ячейки
PDMSDOW CORNINGSylgard 184Смесь для PDMS чип литье-формование
изготовление Pen-StrepGibco10378-016пенициллин/стрептомицин
ФотоинициаторCIBAIrgacure 2959
Пропидиум йодидSigma-AldrichP4170Для мечения мертвых клеток
Стерильная фильтрующая чашкаMilliporeSCGPT05RE
TMSPMASigma-Aldrich440159Для иммобилизации гидрогелем
Ультразвуковой аппаратDeltaD150H150 Вт, 43 кГц
УФ-излучениеDAIHANWUV-L10
Сублимационная сушилкаFIRSTEK150311025
NIH3T3(фибробласты)Институт исследований и разработок пищевой промышленности (FIRDI)08C0011
MOXI Z Мини-автоматический счетчик ячеекORFLOMXZ001

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Simmons, C. S., Petzold, B. C., Pruitt, B. L. Microsystems for biomimetic stimulation of cardiac cells. Lab Chip. 12 (18), 3235-3248 (2012).
  2. Aubin, H., et al. Directed 3D cell alignment and elongation in microengineered hydrogels. Biomaterials. 31 (27), 6941-6951 (2010).
  3. Guan, J., et al. The stimulation of the cardiac differentiation of mesenchymal stem cells in tissue constructs that mimic myocardium structure and biomechanics. Biomaterials. 32 (24), 5568-5580 (2011).
  4. Wan, C. R., Chung, S., Kamm, R. D. Differentiation of embryonic stem cells into cardiomyocytes in a compliant microfluidic system. Ann Biomed Eng. 39 (6), 1840-1847 (2011).
  5. Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  6. Li, X., Chu, J. S., Yang, L., Li, S. Anisotropic effects of mechanical strain on neural crest stem cells. Ann. Biomed. Eng. 40 (3), 598-605 (2012).
  7. Butcher, J. T., Barrett, B. C., Nerem, R. M. Equibiaxial strain stimulates fibroblastic phenotype shift in smooth muscle cells in an engineered tissue model of the aortic wall. Biomaterials. 27 (30), 5252-5258 (2006).
  8. Ramon-Azcon, J., et al. Gelatin methacrylate as a promising hydrogel for 3D microscale organization and proliferation of dielectrophoretically patterned cells. Lab Chip. 12 (16), 2959-2969 (2012).
  9. Park, S. H., Sim, W. Y., Min, B. H., Yang, S. S., Khademhosseini, A., Kaplan, D. L. Chip-Based Comparison of the Osteogenesis of Human Bone Marrow- and Adipose Tissue-Derived Mesenchymal Stem Cells under Mechanical Stimulation. PLoS One. 7 (9), e46689(2012).
  10. Gould, R. A., et al. Cyclic Strain Anisotropy Regulates Valvular Interstitial Cell Phenotype and Tissue Remodeling in 3D Culture. Acta Biomater. 8 (5), 1710-1719 (2012).
  11. Kurpinski, K., Chu, J., Hashi, C., Li, S. Proc Anisotropic mechanosensing by mesenchymal stemcells. Natl Acad Sci USA. 103 (44), 16095-16100 (2006).
  12. Sim, W. Y., Park, S. W., Park, S. H., Min, B. H., Park, S. R., Yang, S. S. A pneumatic micro cell chip for the differentiation of human mesenchymal stem cells under mechanical stimulation. Lab Chip. 7 (12), 1775-1782 (2007).
  13. Vader, D., Kabla, A., Weitz, D., Mahadevan, L. Strain-Induced Alignment in Collagen Gels. PLoS One. 4 (6), e5902(2009).
  14. Aguado, B. A., Mulyasasmita, W., Su, J., Lampe, K. J., Heilshorn, S. C. Improving viability of stem cells during syringe needle flow through the design of hydrogel cell carriers. Tissue Eng Part A. 18 (7-8), 806-815 (2012).
  15. Wan, J. Microfluidic-Based Synthesis of Hydrogel Particles for Cell Microencapsulation and Cell-Based Drug Delivery. Polymers. 4 (2), 1084-1108 (2012).
  16. Moraes, C., Wang, G., Sun, Y., Simmons, C. A. A microfabricated platform for high-throughput unconfined compression of micropatterned biomaterial arrays. Biomaterials. 31 (3), 577-584 (2010).
  17. Keung, A. J., Kumar, S., Schaffer, D. V. Presentation Counts: Microenvironmental Regulation of Stem Cells by Biophysical and Material. Cues. Annu Rev Cell Dev Biol. 26, 533-556 (2010).
  18. Segers, V. F., Lee, R. T. Stem-cell therapy for cardiac disease. Nature. 451 (7181), 937-942 (2008).
  19. Hsieh, H. Y., et al. Gradient static-strain stimulation in a microfluidic chip for 3D cellular alignment. Lab Chip. 14 (3), 482-493 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

3DGelMAPDMSNIH3T3

Похожие статьи