Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Глаукома индуцирующего процедуры в

12.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/53831

⸱

12 марта 2016 г.

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, Western Michigan University, 2Department of Biomedical Sciences, Grand Valley State University

В этой статье

Краткое содержание

Глаукома характеризуется повреждением ганглиозных клеток сетчатки. Индуцирование глаукомы на животных моделях может дать представление об изучении этого заболевания. В этой статье мы опишем процедуру, которая вызывает потерю RGC в модели крысы in vivo и демонстрирует подготовку целой сетчатки к анализу.

Аннотация

Глаукома является заболеванием центральной нервной системы, затрагивающей ганглиозных клеток сетчатки (ГКС). RGC аксоны, составляющие зрительного нерва несут визуальный ввод в мозг для зрительного восприятия. Повреждение ГКС и их аксонов приводит к потере зрения и / или слепота. Хотя конкретная причина глаукомы неизвестна, основной фактор риска развития заболевания является повышенное внутриглазное давление. Глаукома индуцирующего процедуры на животных моделях являются ценным инструментом для исследователей, изучающих механизм смерти RGC. Такая информация может привести к разработке эффективных нейропротекторов лечения, которые могли бы помочь в предотвращении потери зрения. Протокол , используемый в данной статье описан способ индукции глаукомы - как в условиях в естественных условиях модели на крысах , где 50 мкл 2 М гипертонического раствора впрыскивается в Эписклеральные венозных сплетений. Побледнение сосудов свидетельствует об успешном окончании инъекции. Эта процедура приводит к потере ГКС для имитации глаукому. В течение месяца послеинъекции, животных умерщвляют и глаза не будут удалены. Далее, роговица, хрусталик, стекловидное тело и удаляются, чтобы сделать окуляр. Сетчатка затем отслаивается от задней части глаза и возлагали на Sylgard блюда с использованием кактус иглы. В этот момент, нейроны в сетчатке могут быть окрашены для анализа. Результаты этой лаборатории показывают, что примерно 25% РГК теряются в течение одного месяца после процедуры по сравнению с внутреннего контроля. Эта процедура позволяет для количественного анализа сетчатки смерти ганглиозных клеток в в естественных условиях модели глаукомы у крыс.

Введение

Глаукома это группа глазных болезней , влияющих на нейроны в сетчатке, в частности, ганглиозных клеток сетчатки 1-2. Аксоны этих клеток сходятся, чтобы стать зрительный нерв несущий визуальную информацию в мозг, где воспринимается видение. Повреждение ГКС и их аксонов поэтому вызывает визуальные дефекты.

Основные характеристики, связанные с нарушениями глаукомой являются ГКС вырождение и смерть, повышенное внутриглазное давление (ВГД) и оптический диск кровопускание и атрофии. Эти особенности приводят к потере зрения поля или полной, необратимой слепоте. В настоящее время глаукома привело к слепоте в 70 миллионов человек во всем мире 3. Как таковой, он является третьим по величине причиной в мире слепоты 4.

Точный механизм смерти RGC при глаукоме остается неизвестной. Много исследований было сделано, чтобы раскрыть тайну. Известно, однако, что основным фактором риска глаукомы является увеличение Iп внутриглазного давления из-за неправильной циркуляции внутриглазной жидкости (АГ) в передней камере глаза. AH действует в качестве прозрачного и бесцветного замены крови в лишенной сосудов передней камеры глаза. Она питает окружающие клетки, удаляет продукты жизнедеятельности из секретируемых обменных процессов, транспорта нейромедиаторов и позволяет циркуляцию лекарственных средств и воспалительных клеток в глаза при патологических состояниях 1.

Поддержание водного циркуляции юмора вовлекает цилиарное тело и трабекулярной сети. Водные юмора производится цилиарного тела. Затем она поступает в переднюю камеру для поддержания общего состояния здоровья глазной ткани. 75 - 80% водного оттока юмор активно секретируются через не-пигментного эпителия цилиарного когда жидкость фильтруют через три слоя губчатой ​​ткани в цилиарной мышцы. Жидкость выходит через трабекулярной сети и через канал Schlemm, который упредитьх годов в кровеносную систему 5 .The остальные 20 - 25% оттока обходит трабекулярной сети и пассивно секретируется ультрафильтрации и диффузии через uveo-склеры пути. Этот путь , как представляется, относительно не зависит от внутриглазного давления 1.

Когда водный юмор производство и отток из равновесия, нарастает давление внутри глаза. Как было указано, это увеличение внутриглазного давления является основным фактором риска в развитии глаукомы. Такое давление приводит к повреждению запутанных слоев нейронов в сетчатке в задней части глаза. Повреждение сетчатки ганглиозных клеток аксонов зрительного нерва заставляет мозг больше не получать точную визуальную информацию. В результате, восприятие зрения теряется и полная слепота может произойти.

На сегодняшний день, нет никакого лечения глаукомы. Различные методы лечения существуют, которые в первую очередь направлены на снижение внутриглазного давления. К ним относятся местноеКлассы препараты, такие как блокаторы рецепторов бета1-адренорецепторов или местного аналогов простагландинов. Бета - блокаторы снижают внутриглазное давление за счет уменьшения производства водянистой влаге 7. Простагландины функции для снижения ВГД за счет увеличения оттока водянистой влаги 8-14. Альфа-адренергические агонисты и ингибиторы карбоангидразы также используются в качестве вторичных методов лечения. Альфа - адренергические агонисты увеличивают отток через увеосклерального пути 15-17. Ингибиторы карбоангидразы уменьшают выработку АГ путем ферментативного торможения 18. Гораздо более инвазивных процедур, также используются для лечения глаукомы. Лазер трабекулопластика используется для увеличения оттока водянистой влаги 19. Еще одна хирургическая терапия, называемая трабекулэктомия, создает альтернативный дренажный узел для фильтрации AH , когда традиционный трабекулярная путь заблокирован 20-21.

Эти варианты лечения, как известно, эффectively снизить ВГД. Тем не менее, до 40% пациентов с глаукомой показывают нормальный уровень ВГД , указывающие на необходимость более полных терапевтических методов. 22,23 Кроме того, смерть сетчатки ганглиозных клеток видно при глаукоме является необратимым , как только она начинается и современные методы лечения не останавливают прогрессирование заболевания 24-28. Это подчеркивает необходимость принятия эффективных нейропротекторов терапии, которые нацелены на выживание самих нейронов. Разработка моделей глаукомой имеет решающее значение для этого развития.

В данном исследовании мы демонстрируем способ индукции глаукомы-подобных эффектов у взрослых крыс Long Evans с помощью модифицированной методики , описанной первоначально Моррисоном 29. В этой процедуре, инъекции 2 М гипертонического раствора в Эписклеральные в венозных сплетений индуцирует Глаукома как условия рубцами ткани, чтобы уменьшить оттоку юмор в трабекулярной сети, приводящей к повышению внутриглазного давления и значительной потере ГКС шithin один месяц процедуры 30-31. Глаукома индуцирующего процедуры, такие, как описанный здесь, может быть ключом к открытию новых разработок при глаукоме лечения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры с использованием предметов животного происхождения были в соответствии со стандартами Института уходу и использованию животных комитета (IACUC) в Университете Западного Мичигана.

1. Животные

  1. Используйте самцов и самок крыс 3-месячного возраста в данном исследовании.
  2. Держите животных в 12-часовом цикле свет / темнота со свободным доступом к пище и воде.

2. Приготовление Kax Коктейль для наркоза животных

  1. Растворите 50 мг ксилазина (20 мг / мл) в 5 мл кетамина (100 мг / мл) с 1 мл ацепромазина (10 мг / мл) и 3 мл дистиллированной воды. Тщательно перемешать.
  2. Стерилизация с шприцевой фильтр и хранить этот раствор в бутылку сыворотки на 10 мл.

3. Kax Инъекции

  1. Взвешивание животных (г) и для возврата в клетке до готовности к инъекции.
  2. Вводят 0,1 мл Kax / 100 г массы тела животного внутрибрюшинно, с помощью шприца 1 мл инсулина с иглой 28 G.
  3. Позволятьдля животных, чтобы стать в бессознательном состоянии. Проверить рефлексы, зажимая ноги и хвост.
  4. Хранить всех животных безопасно в лаборатории на время операции.
  5. Послеоперационный, заменить животных в их клетки и держать комфортно в РТ, пока сознание не восстанавливается. Только вернуть животных в виварии, когда животные пробуждаются и возобновить нормальное поведение.

4. Подготовка к хирургии и микроиглы Ассамблеи

  1. Сделать стерильный раствор 2 М NaCl.
  2. Используйте микроэлектродного съемника (рис 1C) , чтобы потянуть за одну 0,86 мм внутренний диаметр , тяжелый отполированный стандарт и тонкостенную боросиликатного трубки на две мелко конусообразных стеклянных микроиглы (рис 1D, 1E рис).
  3. Засыпка один микроиглы из предыдущего шага с 2 М раствор соли с помощью засыпки иглу шприца и 1 мл шприц (рис 1B). Вытряхнуть пузырьки воздуха от кончика электрода.
  4. Заполните вторую 1 мл шприц с 2 МNaCl. Подключите 18 G иглу , а затем прикрепить длину (около 10 дюймов) из полиэтиленовых труб (рисунок 1А). С помощью шприца для заполнения полиэтиленовой трубки с физиологическим раствором через иглу.
  5. Когда оба микроиглы и трубки заполнены солевым раствором, тщательно соединить два. Устранить любой воздух в связи между ними (рисунок 2).
  6. Мелко скос кончик микроиглы, очищая его очень легко против зерна конечно бумажным полотенцем.
  7. Проверьте сопротивление микроиглы, осторожно надавив на поршень шприца до тех пор, тонкую струю жидкости можно увидеть на бумажное полотенце. Поток жидкости должен быть не шире, чем на 0,5 мм.

5. Подготовка животных

  1. Применяют 1 - 2 капли местный анестетик к роговице (пропаракаина гидрохлорид офтальмологических решение, USP, 0,5%). Подождите, пока не происходит рефлекс.
  2. Обрезка усов с ножницами.
  3. Saturate ватного наконечника аппликатора с раствором бетадин и области тампоном вокруг экспериментального глаза.
  4. С помощью микроскопа, приложите кровоостанавливающего зажимать нижнюю веко выпуклость глаз, подвергать эписклеральная вены и ограничивают движение глаз. (Рисунок 3, стрелолист)

6. Глаукома индуцирующего физиологический раствор для инъекций

  1. Когда узел микроиглы и животное готовят, начинают инъекции.
  2. Когда животное подтверждается не реагирует на ноги / хвост крайнем случае, осторожно прокалывают вену эписклеральная с микроиглы, придя под небольшим углом от 10 до 20 градусов по отношению к вене (рисунок 3, белая стрелка). Успешный прокол в вену проявляется , когда кровь поступает в наконечник микроиглы (рис 3, черная стрелка).
  3. Медленно и вручную вводят около 50 мкл физиологического раствора в вену. Это должно занять около 10 сек. Жилы будет бланшируют белыми, как соль циркулирует беспересадочныйтьфу сосудистая сеть (рис 4, стрелолист). Некоторые регионы могут поддерживать кроваво - красный внешний вид (рисунок 4, стрелка).
    1. Выполните вторую инъекцию в вену, напротив того места первого, чтобы обеспечить полное повреждение сетчатки полного слоя ганглиозных клеток сетчатки глаза.
      Примечание: В течение нескольких минут, следует увидеть отчетливую мутный вид через радужку глаза в виде соли циркулирует через сосудистую систему.
  4. Оставьте противоположный глаз без лечения для использования в качестве внутреннего контроля.

7. Восстановление животных

  1. Удалите кровоостанавливающего.
  2. Используйте ватный аппликатор для применения тройной мазь с антибиотиком (Bacitracin цинк, неомицина сульфат, polymysin B сульфат) на сайт зажали кровоостанавливающего и местах инъекций. Повреждение тканей вокруг глаз не происходит с помощью кровоостанавливающего.
  3. > Место под наркозом животных в их клетках на циркулирующей теплой воды одеяло к предлор гипотермии. Держите животных под наблюдением, пока сознание и нормальное поведение не восстанавливается. Транспорт будите животных обратно к животному колонии. Животные остаются в колонии до времени жертвы.

8. жертвоприношение животных и Retina для удаления

  1. В течение месяца после процедуры , чтобы вызвать глаукому, животных умерщвляли СО 2 удушья и вторичной грудном пункции.
    1. Поместите животное в камере и поставить крышку надежно.
    2. Откройте CO 2 и регулятор газа клапаны , чтобы объем 20% / мин СО 2 смещение кислорода в камере.
    3. Разрешить четыре до 5 мин для животных истекает.
    4. Выключите оба клапана.
    5. Удалить животное из камеры и выполняют вторичную торакальной пункцию с стерильным скальпелем.
  2. После эвтаназии, использовать скальпель, чтобы разрезать соединительную ткань в глазницы, окружающие глаз, Beiнг осторожны, чтобы не врезаться в самой глазного яблока.
  3. Осторожно использовать изогнутый край ножницы, чтобы вырезать зрительный нерв и оставшуюся ткань для того чтобы извлечь неповрежденный глазного яблока. Поместите извлеченный глазного яблока в стерильную 60 мм х 15 мм располагаемого чашку Петри, содержащую свежий PBS.
  4. Сделать окуляр из глазного яблока. Чтобы сделать это, сделайте небольшой надрез скальпелем только позади границы между радужной оболочкой и склеры. Выполните этот надрез по окружности глаза с небольшими пружинными ножницами, чтобы удалить роговой полушарие из глазного яблока. Полусфера подключен к зрительному нерву остается.
  5. Найти очень тонкий розовый / бежевый сетчатку внутри окуляра от эвтаназии животного. Удерживая пигментный слой сетчатки с затупленных щипцов для стабилизации наглазник. Используйте другую пару закрытых щипцов очень осторожно дразнить всю неповрежденную сетчатку от задней части глаза. Избегайте щипать, тянуть или дергать сетчатку непосредственно.
  6. Используйте маленькие пружинные ножницы, чтобы вырезатьобласть, где зрительный нерв все еще прикреплен к сетчатке.
  7. Обязательно срезаны все остатки пигментный эпителий или склеры ткани от сетчатки.
  8. С помощью пипетки передачи, очень мягко перевести изолированный сетчатку на чистую Sylgard покрытием 35 мм х 10 мм чашку Петри, содержащую свежий PBS.

9. Всего-Mount Retina Подготовка

  1. После того, как в Sylgard блюдо, используйте щипцы и один кактус иглу, чтобы прикрепить сетчатку на место. Держите сетчатке слой ганглиозных клеток вверх и вниз зрительного нерва. полусферической формы сетчатки глаза является заметным даже после фиксации. Кривизна сетчатки будет скручиваться к потолку, когда сетчатки слой ганглиозных клеток находится в нужной ориентации.
  2. Используйте маленькие ножницы, чтобы разрезать сетчатку на четыре квадранта, что делает форму четыре листа клевера, расходящихся от головки зрительного нерва.
  3. Pin квадранты сетчатки с дополнительными иглами кактуса, чтобы сделать сетчатка как можно более плоскими withoут растяжения (рис 5).
  4. Закрепить возлагали сетчатку в Sylgard блюдо с 3 мл 4% параформальдегида O / N при комнатной температуре.

10. Антитело Окрашивание Retina

Примечание: Пятно фиксированные сетчатку с первичными и вторичными антителами для просмотра нейронов в сетчатке (рисунок 6).

  1. Полоскание фиксированы, плоские монтажа сетчатке три раза в течение 2 мин каждый раз в PBS.
  2. Проницаемыми сетчатку с добавлением 1% Тритон Х-100 с 1% фетальной телячьей сыворотки в PBS в течение 60 мин.
  3. Полоскание сетчатке три раза, 2 мин каждый, в PBS.
  4. Промыть два раза с 0,1% Тритон Х-100 в PBS, 5 мин на каждую промывку.
  5. Промыть два раза с PBS, 5 мин на каждую промывку.
  6. Инкубируйте с 1% Тритон Х-100 и 1% фетальной телячьей сыворотки в PBS при комнатной температуре в течение 45 мин.
  7. Промыть два раза с 0,1% Тритон Х-100 в PBS, 5 мин на каждую промывку.
  8. Промыть два раза с PBS, 5 мин на каждую промывку.
  9. Инкубируют каждый сетчатку в 3 мл 1% фетальной телячьей сыворотки в PBSочищенным мышиным анти-CD90 крысы / мыши CD90.1 (1: 300 разведение) O / N при комнатной температуре.
  10. Полоскание сетчатку один раз с 0,1% Тритон Х-100 в PBS в течение 5 мин.
  11. Промыть два раза с PBS, 5 мин на каждую промывку.
  12. Инкубируют каждый сетчатку в 3 мл PBS (без FBS) с вторичным Alexa Fluor 594 козьего анти-мышиного IgG (1: 300) O / N при комнатной температуре.
  13. Вымойте сетчатку с PBS обильно.
  14. Использование рассекает микроскоп, тщательно удалить кактус иглы от сетчатки.
  15. Аккуратно перенести сетчатку на предметные стекла микроскопа с пипетки передачи. Обязательно поддерживать ориентацию с сетчатке ганглиозных клеток слой был обращен к потолку. полусферической формы сетчатки глаза является заметным даже после фиксации. Кривизна сетчатки будет скручиваться к потолку, когда сетчатки слой ганглиозных клеток находится в нужной ориентации.
  16. Поглощенный любой избыток PBS с Kimwipe или другого такого поглощающего материала. Будьте осторожны, чтобы не впитывать сетчатку.
  17. Добавьте 5 капель глицерина и ½ ½ PBS по массе в качестве часовounting СМИ.
  18. Накройте сетчатку с покровное, избегая пузырьков воздуха.
  19. Безопасный покровное с использованием четких лак для ногтей, клей или другой клей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В этом разделе показаны компоненты оборудования и процедуры , используемые для индукции глаукомы подобных условиях в естественных условиях в модели глаукомы у крыс. Показано, отдельные инструменты и оборудование, используемые для выполнения гипертонического раствора для инъекций, которые вызывает увеличение внутриглазного давления. Мы показываем инъекции в Эписклеральные венозных сплетений с характерным эффектом бланшировки и облачный внешний вид передней камеры, что приводит. М...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол описывает способ индукции глаукомы подобных условиях в естественных условиях в модели крысы. Эта процедура использует инъекцию гипертонического раствора , чтобы вызвать образование рубцов в трабекулярной сети 29, 32. Развитие рубцовой ткани закупоривает оттока водянистой влаги , что увеличивает давление в передней камере. В результате снижения оттока и повышения давления, объектив приостановлено эластичными связками отодвигает в стекловидное тело камеры. Стекловидное тело затем применяе...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликтующих или конкурирующих интересов, которые они могли бы раскрыть.

Благодарности

C. Линн поддерживается грантом NIH (NIH NEI EY022795).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Ксилазина гидрохлорид, минимум 99%сигма, Life ScienceX1251-1G
Кетамина гидрохлорид для инъекций, USP, 100 мг/мл Putney, IncNDC 26637-411-01флакон 10 мл
Ацепромазина малеат, 10 мг/млPhoenix Pharmaceutical, IncNDC 57319-447-04, 670008L-03-0408флакон 50 мл Бутылка
сыворотки, 10 млVWR16171319боросиликатный стакан
1 мл инсулиновый шприц Игла VWRBD32941028 G 
Хлорид натрияSigma S76532 М Решение 
Съемник микроэлектродов Narishige GroupPP-830
Тяжело полированные стандартные и тонкостенные боросиликатные трубки Sutter InstrumentsB150-86-10HPбез нити, 0,86 мм
Игла для шприца Microfil для наполнения микропипетокWorld Precision Instruments, IncMF28G
18 калибр Игла Luer-Lock ИглаFisher Scientific1130421игла для шприца
гибкая полиэтиленовая трубкаFisher Scientific22046941диаметром 0,034 дюйма, примерно 10 дюймов;
Пропаракаина гидрохлорид офтальмологический раствор, USP, 0,5%Akorn, IncNDC 17478-263-1215 мл  стерильный флакон 
Изогнутые ножницыFine Science Tools14061-11
МикроскопLeica Зажим StereoZoom 4
Hemostat Fine Science Tools1310912мазь с тройным антибиотиком с изогнутым краем
 РучкаNC0664481
Fine Science Tools 10004-13
Лезвие скальпеля #11Fine Science Tools 10011-00
Одноразовая чашка Петри 60 мм x 15 ммVWR351007
фосфатный буферный солевой раствор 10x концентратSigma, Life Science P7059-1L1x разбавление 
Весенние ножницыFine Science Tools 15009-08
Щипцы (2), Dumont # 5Fine Science Tools11251-30
3 мл Переносные пипетки, полиэтилен, нестерильныеBD Biosciences357524 или 52947-9481 и 2 мл градуировки
35 мм x 10 мм Easy Grip Чашка Петри BD Biosciences351008
Sylgard 184VWR102092-312
Иглы
ПараформальдегидEMD Millipore PX0055-3 или 818715.0100Превращен в 4% раствор 
Тритон Х-100Сигма T9284-100 млПроизводится в виде 1% и 0,1% раствора 
Фетальная сыворотка крупного рогатого скота Atlanta BiologicalS11150500 мл
Очищенный Мышиный Противокрысиный CD90/мышь CD90.1BD PharmingenCat 5548921:300 разбавление
Alexa Fluor 594 козий анти-мыши Технологии жизни A110051:300 разбавление 
Предметные стекла для микроскопаCorning 2948-75x25
Глицерин Сигма G5516-100 млОт 50% глицерина до 50% PBS, по весу 
Покровное стекло Corning 2975-225Толщина 1 22 x 50 мм 
Конфокальный микроскопNikon C2 Eclipse Ti
для шприца скальпеля Fisher Scientific кактуса

Ссылки

  1. Goel, M., Picciani, R. G., Lee, R. K., Bhattacharya, S. K. Aqueous Humor Dynamics: A Review. Open Ophthalmol. J. 4, 52-59 (2010).
  2. Thylefors, B., Negrel, A. D. The global impact of glaucoma. Bull. World Health Organ. 72 (3), 323-326 (1994).
  3. Thylefors, B., Negrel, A. D., Pararajasegaram, R., Dadzie, K. Y. Global data on blindness. Bull. World Health Organ. 73 (1), 115-121 (1995).
  4. Roodhooft, J. M. Leading causes of blindness worldwide. Bull Soc. Belge. Ophtalmol. 283, 19-25 (2002).
  5. Sacca, S., Pulliero, A., Izzotti, A. The Dysfunction of the Trabecular Meshwork During Glaucoma Course. J. Cell. Physiol. 230 (3), 510-525 (2014).
  6. McKinnon, S. J., Goldberg, L. D., Peeple, P., Walt, J. G., Bramley, T. J. Current Management of Glaucoma and the Need for Complete Therapy. Am. J. Manag. Care. 14 (1 Suppl), S20-S27 (2008).
  7. Lee, D. A., Higginbotham, E. J. Glaucoma and its treatment: a review. Am. J. Health Syst. Pharm. 62, 691-699 (2005).
  8. Brandt, J. D., Vandenburgh, A. M., Chen, K., Whitcup, S. M. Bimatoprost Study Group. Comparison of once- or twice-daily bimatoprost with twice-daily timolol in patients with elevated IOP: a 3-month clinical trial. Ophthalmology. 108, 1023-1031 (2001).
  9. Camras, C. B. Comparison of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension and glaucoma: a six-month masked, multicenter trial in the United States. The United States Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 138-147 (1996).
  10. Netland, P. A., et al. Travoprost compared with latanoprost and timolol in patients with open-angle glaucoma or ocular hypertension. Am. J. Ophthalmol. 132, 472-484 (2001).
  11. Sherwood, M., Brandt, J. Bimatoprost Study Groups 1 and 2. Six-month comparison of bimatoprost once-daily and twice-daily with timolol twice-daily in patients with elevated intraocular pressure. Surv. Ophthalmol. 45 (Suppl 4), S361-S368 (2001).
  12. Watson, P., Stjernschantz, J. A six-month, randomized, double-masked study comparing latanoprost with timolol in open-angle glaucoma and ocular hypertension. The Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 126-137 (1996).
  13. Hedman, K., Alm, A., Gross, R. L. Pooled-data analysis of three randomized double-masked, six-month studies comparing intraocular pressure-reducing effects of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension. J. Glaucoma. 12 (6), 463-465 (2003).
  14. Schumer, R. A., Podos, S. M. The nerve of glaucoma! Arch. Ophthalmol. 112, 37-44 (1994).
  15. Tsai, J. C., Chang, H. W. Comparison of the effects of brimonidine 0.2% and timolol 0.5% on retinal nerve fiber layer thickness in ocular hypertensive patients: a prospective, unmasked study. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 21 (6), 475-482 (2005).
  16. Wilhelm, B., Ludtke, H., Wilhelm, H. The BRAION Study Group. Efficacy and tolerability of 0.2% brimonidine tartrate for the treatment of acute non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION): a 3-month, double-masked, randomised, placebo-controlled trial. Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 244, 551-558 (2006).
  17. Fazzone, H. E., Kupersmith, M. J., Leibmann, J. Does topical brimonidine tartrate help NAION? Br. J. Ophthalmol. 87, 1193-1194 (2003).
  18. Harris, A., Arend, O., Kagemann, L., Garrett, M., Chung, H. S., Martin, B. Dorzolamide, visual function and ocular hemodynamics in normal-tension glaucoma. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 15, 189-197 (1999).
  19. Leahy, K. E., White, A. J. Selective laser trabeculoplasty: current perspectives. Clin. Ophthalmol. 11 (9), 833-841 (2015).
  20. Nesaratnam, N., Sarkies, N., Martin, K. R., Shahid, H. Pre-operative intraocular pressure does not influence outcome of trabeculectomy surgery: a retrospective cohort study. BMC Ophthalmol. 15 (1), 17(2015).
  21. Cairns, J. E. Trabeculectomy. Preliminary report of a new method. Am. J. Ophthalmol. 66 (4), 673-679 (1968).
  22. Cheng, J. W., Cai, J. P., Wei, R. L. Meta-analysis of medical intervention for normal tension glaucoma. Ophthalomology. 116 (7), 1243-1249 (2009).
  23. Dielmans, I., Vingerling, J. R., Wolfs, R. C. W., Hofman, A., Grobbee, D. E., deJong, P. T. V. M. The prevalence of primary open-angle glaucoma in a population based study in The Netherlands: the Rotterdam Study. Ophthalmology. 101, 1851-1855 (1994).
  24. Lichter, P. R., et al. Interim clinical outcomes in the Collaborative Initial Glaucoma Treatment Study comparing initial treatment randomized to medications or surgery. Ophthalmology. 108 (11), 1943-1953 (2001).
  25. Heijl, A., et al. Reduction of intraocular pressure and glaucoma progression: results from the Early Manifest Glaucoma Trial. Arch. Ophthalmol. 120 (10), 1268-1279 (2002).
  26. Kass, M. A., et al. The Ocular Hypertension Treatment Study: a randomized trial determines that topical ocular hypotensive medication delays or prevents the onset of primary open-angle glaucoma. Arch. Ophthalmol. 120 (6), 701-713 (2002).
  27. Beidoe, G., Mousa, S. A. Current primary open-angle glaucoma treatments and future directions. Clin. Ophthalmol. 6, 1699-1707 (2012).
  28. Jeong, J. H., Park, K. H., Jeoung, J. W., Kim, D. M. Preperimetric normal tension glaucoma study: long-term clinical course and effect of therapeutic lowering of intraocular pressure. Acta. Ophthalmol. 92 (3), e185-e193 (2014).
  29. Morrison, J. C., Moore, C. G., Deppmeier, L. M., Gold, B. G., Meshul, C. K., Johnson, E. C. A Rat Model of Chronic Pressure-Induced Optic Nerve Damage. Exp. Eye Res. 64 (1), 85-96 (1997).
  30. Morrison, J. C., Johnson, E., Cepurna, W. O. Rat Models for Glaucoma Research. Prog. Brain Res. 173, 285-301 (2008).
  31. Iwamoto, K., Birkholz, P., Schipper, A., Mata, D., Linn, D. M., Linn, C. L. A Nicotinic Acetylcholine Receptor Agonist Prevents Loss of Retinal Ganglion Cells in a Glaucoma Model. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 55 (2), 1078-1087 (2014).
  32. Morrison, J. C., Fraunfelder, F. W., Milne, S. T., Moore, C. G. Limbal Microvasculature of the Rat Eye. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 36 (3), 751-756 (1995).
  33. McKinnon, S. J., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Mouse Models of Retinal Ganglion Cell Death and Glaucoma. Exp. Eye Res. 88 (4), 816-824 (2009).
  34. Maass, A., et al. Assessment of Rat and Mouse RGC Apoptosis Imaging in Vivo with Different Scanning Laser Ophthalmoscopes. Curr. Eye Res. 32 (10), 851-861 (2007).
  35. Li, Y., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Experimental induction of retinal ganglion cell death in adult mice. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 40 (5), 1004-1008 (1999).
  36. Gross, R. L., et al. A mouse model of elevated intraocular pressure: retina and optic nerve findings. Trans. Am. Ophthalmol. Soc. 101, 163-171 (2003).
  37. Cenni, M. C., Bonfanti, L., Martinou, J. C., Ratto, G. M., Strettoi, E., Maffei, L. Long-term survival of retinal ganglion cells following optic nerve section in adult bcl-2 transgenic mice. Eur. J. Neurosci. 8 (8), 1735-1745 (1996).
  38. Templeton, J. P., Geisert, E. E. A practical approach to optic nerve crush in the mouse. Mol. Vis. 18, 2147-2152 (2012).
  39. Schlamp, C. L., Johnson, E. C., Li, Y., Morrison, J. C., Nickells, R. W. Changes in Thy1 gene expression associated with damaged retinal ganglion cells. Mol. Vis. 7, 192-201 (2001).
  40. Libby, R. T., et al. Susceptibility to neurodegeneration in a glaucoma is modified by Bax gene dosage. PLoS Genet. 1, 17-26 (2005).
  41. Yang, Z., et al. Changes in gene expression in experimental glaucoma and optic nerve transection: the equilibrium between protective and detrimental mechanisms. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 48 (12), 5539-5548 (2007).
  42. Huang, W., Fileta, J., Guo, Y., Grosskreutz, C. L. Downregulation of Thy1 in retinal ganglion cells in experimental glaucoma. Curr. Eye Res. 31 (3), 265-271 (2006).
  43. Smedowski, A., Pietrucha-Dutczak, M., Kaarniranta, K., Lewin-Kowalik, J. A rat experimental model of glaucoma incorporating rapid-onset elevation of intraocular pressure. Sci. Rep. 4, 1-11 (2014).
  44. Cone, F. E., Gelman, S. E., Son, J. L., Pease, M. E., Quigley, H. A. Differential susceptibility to experimental glaucoma among 3 mouse strains using bead and viscoelastic injection. Exp. Eye Res. 91 (3), 415-424 (2010).
  45. Pease, M. E., Cone, F. E., Gelman, S., Son, J. L., Quigley, H. A. Calibration of the TonoLab tonometer in mice with spontaneous or experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (2), 858-864 (2011).
  46. Cone, F. E., et al. The effects of anesthesia, mouse strain and age on intraocular pressure and an improved murine model of experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 99, 27-35 (2012).
  47. Frankfort, B. J., et al. Elevated intraocular pressure causes inner retinal dysfunction before cell loss in a mouse model of experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54 (1), 762-770 (2013).
  48. Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 51 (1), 207-216 (2010).
  49. Kalesnykas, G., et al. Retinal ganglion cell morphology after optic nerve crush and experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53 (7), 3847-3857 (2012).
  50. Cone-Kimball, E., et al. Scleral structural alterations associated with chronic experimental intraocular pressure elevation in mice. Mol. Vis. 19, 2023-2039 (2013).
  51. Samsel, P. A., Kisiswa, L., Erichsen, J. T., Cross, S. D., Morgan, J. E. A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (3), 1671-1675 (2011).
  52. WoldeMussie, E., Ruiz, G., Wijono, M., Wheeler, L. A. Neuroprotection of retinal ganglion cells by brimonidine in rats with laser-induced chronic ocular hypertension. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 42 (12), 2849-2855 (2001).
  53. Garcia-Valenzuela, E., Shareef, S., Walsh, J., Sharma, S. C. Programmed cell death of retinal ganglion cells during experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 61 (1), 33-44 (1995).
  54. Aihara, M., Lindsey, J. D., Weinreb, R. N. Experimental mouse ocular hypertension: establishment of the model. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 44 (10), 4314-4320 (2003).
  55. Ji, J., et al. Effects of elevated intraocular pressure on mouse retinal ganglion cells. Vision Res. 45 (2), 169-179 (2005).
  56. Flammer, J., et al. The eye and the heart. Eur. Heart J. 34 (17), 1270-1278 (2013).
  57. Gugleta, K., et al. Association between risk factors and glaucomatous damage in untreated primary open-angle glaucoma. J. Glaucoma. 22 (6), 501-505 (2013).
  58. Mozaffarieh, M., Flammer, J. New insights in the pathogenesis and treatment of normal tension glaucoma. Curr. Opin. Pharmacol. 13 (1), 43-49 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Модель глаукомыганглионарные клетки сетчаткиинъекция в эписклеральную венугипертонический раствор солианализ потери ГКСподготовка микроиглывыделение глазного куполафиксация сетчаткииммуноцитохимическое окрашивание
Глаукома индуцирующего процедуры в
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.