Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Долгосрочный Измерение артериального давления у свободно передвигающихся мышей с использованием Телеметрия

20.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/53991

⸱

17 мая 2016 г.

 ,  , 
1Department of Physiology, University of Tennessee Health Sciences Center

В этой статье

Краткое содержание

Целью этого протокола является оценка системного артериального давления у свободно движущихся мышей, находящихся в сознании, с использованием имплантируемых радиотелеметрических устройств.

Аннотация

В процессе разработки новых вазоактивных препаратов, артериальная мониторинг артериального давления имеет решающее значение для оценки эффективности предлагаемых новых лекарственных средств. Действительно, исследование сосредоточив внимание на открытие новых потенциальных терапевтических мишеней с использованием генетически измененных мышей, требует надежной, долгосрочной оценки системного изменения артериального давления. В настоящее время золотым стандартом для получения долгосрочных измерения артериального давления в амбулаторных мышей использует имплантируемые радио-передатчики, которые требуют катетеризацию артерии. Этот метод избавляет от необходимости привязывать, сдерживая или обезболивающее животных, которые вводят стресс и артефакты во время выборки данных. Тем не менее, артериальный мониторинг артериального давления у мышей через катетеризацией может быть довольно сложной задачей из-за малого размера артерий. Здесь мы представляем руководство шаг за шагом, чтобы проиллюстрировать важнейшие ключевые проходы для успешной подкожной имплантации радиопередатчиков и сонной артерии Cкольчатость у мышей. Мы также включаем примеры долгосрочной деятельности артериального давления, взятых из свободно движущихся мышей после периода восстановления после операции. После этой процедуры позволит надежные записи прямого кровяного давления из одновременно нескольких животных.

Введение

Гипертония является одним из основных факторов риска развития сердечно - сосудистых заболеваний, возможно , это является одной из основных проблем общественного здравоохранения как в развитых , так и развивающихся странах 1. Существует несколько моделей на животных экспериментальной гипертензией, были разработаны , чтобы имитировать гипертензивные реакции , как те , наблюдается у людей 2. Среди прочего, амбулаторная мышь представляет собой отличную модель для изучения генезиса и прогрессирования артериальной гипертензии , позволяющий в естественных условиях анализа последствий хронического воздействия гипертонии.

Артериальное давление (АД) мониторинг у мышей помогло исследователей распутать несколько механизмов , участвующих в физиологии и патофизиологии заболеваний , таких как гипертония и сердечная недостаточность 3, 4. Действительно, манипулирование мышиного генома позволила поколение трансгенных или моделей ген-направленных подходящей для изучения гипертонии 5, 6. Тем не менее, даже нежные манипуляцииосознанного мышей индуцирует волнениями , которые потенциально могут ввести артефакты во время сбора данных, в то время как использование седативных препаратов или транквилизаторов сильно влияют на кровяное давление 7. Эти аспекты являются особенно важными и должны быть приняты во внимание при попытке долгосрочного мониторинга АД.

Есть несколько способов для записи BP у мышей, и сравнение наиболее распространенных методов , доступных в настоящее время обсуждается в другом месте 8, 9. Тем не менее, рекомендации AHA для измерения артериального давления к выводу , что внутриартериальное измерение АД обычно являются предпочтительными из - за их способности непосредственно измерить АД в течение длительного периода времени 10. Радио-телеметрия в сочетании с прямым измерением артериального давления является метод внедренный для мониторинга физиологических функций в сознании и свободно движущихся лабораторных животных при минимизации стресса и экологически связанных артефактов 9, 11.Радио-телеметрия предлагает возможность автоматического сбора артериального давления, частоты сердечных сокращений, температуры тела и активности животных из нескольких сознательных животных.

Хотя эта методика становится очень популярным во многих лабораториях, радио-телеметрической имплантации у мышей может быть технически сложной задачей. Здесь мы покажем протокол шаг за шагом, который показывает, как имплантировать датчик давления у мышей. Методика включает подкожное введение зонда в корпусе мыши, канал катетера до шеи и вперед вблизи дуги аорты, через левую сонную артерию. Удаленно захваченные данные показаны в прямом эфире на мониторе компьютера. Данные также сохраняются для анализа "офф-лайн".

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Этика заявление: Все процедуры на животных, упомянутые в этом видео-статьи были рассмотрены и утверждены по уходу и использованию комитета животных (IACUC) в Университете штата Теннесси Научного центра здоровья с помощью.

Примечание: Используйте стерильные микрохирургические инструменты по всей хирургической процедуры. Хирургические инструменты могут быть стерилизованы с использованием инфракрасного стерилизатора при оптимальной температуре стерилизацию 1500 ° F (815,6 ° C). Дальномеры могут быть повторно использованы, однако, прежде чем вставить его в животное убедитесь, чтобы стерилизовать весь передатчик в соответствии с инструкциями производителя и, что кончик катетера был пополнен специальным гелем, предоставленного производителем.

1. Экспериментальные животные

  1. Получить одобрение IACUC для всех экспериментов, которые будут выполнены. Консультации с институциональными IACUC настоятельно рекомендуется в отношении требований, предъявляемых к послеоперационным анальгетиков после этой процедуры.
  2. Держите животных в Climate контролируемые комнаты, имеющие температуру окружающей среды 21 ° С, относительной влажности 60%, и 12-часовом цикле свет-темнота со свободным доступом к пище и воде.
    Примечание: Поскольку тело мышь для размещения телеметрического зонда (аппроксимативно 1 см диаметр х 2 см в длину), то предпочтительно использовать мышей весом 20 г или более.

2. Анестезия и оперативной подготовки

  1. Взвесьте мышь, используя точный масштаб и записать его вес. Убедитесь в том, чтобы обращаться с животным мягко и тихо.
  2. Поместите животное в индукционную камеру и закрыть его. Установить расход кислорода на уровне 0,5 л / мин и установить изофлуран концентрации в 4 - 5%.
  3. Когда мышь теряет сознание, поместить его на согревающего тело пластины поддерживается на уровне 36 - 37 ° C. Поддержание анестезии через головная часть с множеством изофлурановым на 2% (держать расход в 0,5 л / мин).
  4. Готовят Операцию регионов путем удаления волос из задней части шеи и тон вентральной шеи путем применения крема для удаления волос.
  5. Лечить сайт надреза с 3-мя приложениями хирургического скраб (бетадин раствор) чередуются с 70% изопропилового спирта.

3. хирургия

  1. Поместите мышь в положении лежа на спине. Проверьте наличие рефлексов, зажимая ногу, и регулировать обезболивание до тех пор, пока нет ответа. Сделать приблизительно 1 см срединный разрез ниже горлышка мыши с скальпелем. В левой части разреза создают подкожное пространство, тщательно отделяя кожу от подлежащей соединительной ткани.
  2. Переверните мышь, и использовать скальпель, чтобы сделать кожу надрез приблизительно 1,5 см в спинном левой стороне позади лопаткой. Создание подкожный карман вдоль фланг животного, достаточно большой, чтобы приспособить устройство. Вставьте передатчик в карман.
  3. Вставьте небольшую кровоостанавливающего зажима в заднем надрез и маневрировать подкожно по направлению к переднейшея открытие. Используя зажим вставляется-кровоостанавливающего, осторожно схватить нетоксичного полиэтилена трубку (4 см длина х 1 мм ID).
    1. Потяните кровоостанавливающего обратно через туннель из боковой разрез на спине, пока трубка не будет выступать как от брюшной и спинной разрез, выпустите трубку из кровоостанавливающего. От задней части, вставьте датчик катетера в трубку, чтобы туннель кончик чувствительного давления катетера через шейку. Из передней поверхности шеи, потяните и снимите полиэтиленовую трубку и закройте спинной разрез с помощью металлических хомутов.
  4. Осторожно отделить нижнечелюстной железы с помощью стерильного ватного наконечника аппликаторов и спрячьте левую нижнечелюстной железы с помощью эластичного пребывания крюк. Используя остроконечный изогнутых щипцов, местонахождение сонной артерии вдоль левой части трахеи. Держите хирургический стерильный сайт путем размещения и закрепления стерильную драпировку.
    1. Тщательно изолировать сосуд от окружающей ткани и аккуратно отделитьблуждающий нерв (беловатые), который находится вдоль сонной артерии от артерии. Будьте осторожны, чтобы не порезать или повредить нерв или артерию.
  5. Проходят три части нерассасывающегося 7-0 швом под разделом изолированной сонной артерии. Свяжите черепной шов, чтобы закрыть поток крови. Потянуть шов, который находится ближе всего к грудине временно закупорить кровоток от аорты.
  6. Сделать свободный узел, используя средний шов. Это будет использоваться для фиксации катетера в сосуде. Вырезать небольшой разрез в артерии между черепной и грудины швами с помощью микро-ножниц.
  7. Возьмите катетер со специальными катетеризация сосуда щипцами, стараясь не выдавить катетер, чтобы предотвратить потерю геля от зонда. Осторожно, возьмите артерия с тонкой кончик пинцетом изогнутыми щипцами, извлечь катетер, и вставить его в сосуд через небольшой разрез.
  8. Затянуть средний узел шовного вокруг артерии и осторожно продвигаться вперед кошкуheter. Стравить шов, который проксимально по отношению к грудине и продолжают продвигать катетер к поперечной аорты.
    1. Обратите внимание на метку на катетере, который дает приближенное показатель того, насколько катетер должен быть вставлен. После того, как точка будет достигнута, аккуратно затянуть как нижний и верхний шов вокруг катетера. Катетер прикрепляется к сонной артерии с помощью шовных узлов.
  9. Закройте разрез кожи с нерассасывающегося 5-0 швом. После того, как закрытое, запечатать разрез с тканевым клеем.

4. Хирургические восстановления и BP Измерения

  1. Монитор животных близко для возвращения нормальных позы и поведения. В течение 24 ч после операции период администрировать обезболивание по указанию ветеринара персонала.
  2. После того, как животные выздоровели (5 - 7 дней после операции), их размещение по отдельности в обычной клетке мыши, размещенной на верхней части телеметрический приемник пластины.
  3. Включите имплантированный трansmitters "на" и "выключено" с помощью магнитного устройства на короткое время расположены близко к животному с внешней стороны клетки.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Данные могут быть получены удаленно посредством приемника; следы визуализируются на экране компьютера для контроля качества (Рисунок 1a). Детали , такие как животное ID, диастолического артериального давления и систолического артериального давления также показаны (рис 1b). Артериальное ВР может непрерывно (24/7) , записанные или для коротких запрограммированных интервалов (то есть, 60 сек приобретение каждый час). Данные могут быть автоматически...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Имплантируемые радио-телеметрической значительно улучшилось за последнее десятилетие; меньший размер зонда делает имплантат менее травматично для животного, длительное время работы от батарей позволяет снизить затраты, а также независимые частоты телеметрических устранения перекрестных помех между приемниками. Телеметрия считается метод внедренный для сбора широкий спектр физиологических параметров свободно движущихся животных без артефактов , связанных с применением ограничений, человеческого взаимодействия, или анесте...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальными институтами здравоохранения (NIH/NHLBI) [Грант No. HL114869] и поддержка со стороны UTHSC для SM.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Система для анестезии мелких животныхKent Scientific Corp, Торрингтон, Коннектикут, СШАсистема для анестезии мелких животных с низким потоком
Подогреватель прокладок и термометр для мышиKent Scientific Corp, Торрингтон, Коннектикут, СШАпозволяет контролировать температуру тела и гомеотермический контроль у мелких животных
Бинокулярный микроскопKent Scientific Corp, Торрингтон, Коннектикут, СШАКорпус бинокля KSCXTS-1121со стрелой стойки и верхним светодиодным
щипцом HemostatKent Scientific Corp, Торрингтон, Коннектикут,США INS750451используется для зажима кровеносных сосудов или наложения швов
Small metal Clips, 7 мм, нержавеющая стальKent Scientific Corp, Торрингтон, Коннектикут, СШАINS750344используется для закрытия кожи
раствор Betadine PurdueProducts L.P., Stamford, CT, СШАNDC-67618-150-0110% раствор повидон-йода для местного применения
Обычный физиологический растворAbott Laboratories04930-04-10необходим для предотвращения высыхания тканей.
Наир (лосьон для снятия волос)необходим для удаления шерсти с места разреза/операции
Шелковый шов для косTeleflex Medical OEM, Ковентри, Коннектикут, СШАРазмер 5.0, 6.0, 7.0
Этанол271670% этанол для дезинфекции
Пружинные ножницы Fine Science Tool15000-10для малого рассечения
Ножницы (под углом в сторону)Fine Science Tool14063-011No3 рукоятка
Лезвие2976-0No10
Щипцы (изогнутые)Fine Science Tool11150-10для удержания тканей
Щипцы (прямые)Fine Science Tool11151-10для удержания тканей
Иглодержатель Fine Science Tool12002-12для наложения швов
Тонкоигольные щипцы для носаFine Science Tool
IsofluraneHenry Schein  Animal Health, Мелвилл, Нью-Йорк, СШАобщий ингаляционный анестетик
Стерилизатор BenchmarkScientific, 116 Corporate Blvd, Саут-Плейнфилд, Нью-Джерси, СШАB1000стерилизовать хирургические инструменты  за 5-10 секунд с помощью инфракрасного нагрева
марлевых салфетокJohnson & Джонсон, Нью-Брансуик, Нью-Джерси, СШАJJ8513для использования для очистки ран, подготовки, чистки или перевязки
Телеметрическое устройствоData Sciences International, Сент-Пол, Миннесота, СШАDSI-PA-C10для регистрации артериального давления у свободно движущихся мышей
Система приемника телеметрии   в сочетании с ПКData Sciences International, Сент-Пол, Миннесота, США
ТрубкиInstech Laboratories, Плимут Встреча, Пенсильвания СШАBTPE-90
Щипцы для канюляции сосудов, 13 см, 0,5 мм ODWorld Precision Instruments503374специальные щипцы для канюляции сосудов
Тканевый клей3M Animal Care Products, Сент-Пол, Миннесота, СШАNAC No:  11380041использовать для закрытия мелких ран, часто избавляя от необходимости наложения швов и/или повязок
Весы для взвешивания Прецизионные аналитические лабораторные весыBB300
скальпеля

Ссылки

  1. Danaei, G., et al. The preventable causes of death in the United States: comparative risk assessment of dietary, lifestyle, and metabolic risk factors. PLoS Med. 6 (4), e1000058(2009).
  2. Dornas, W. C., Silva, M. E. Animal models for the study of arterial hypertension. J Biosci. 36 (4), 731-737 (2011).
  3. Henze, M., et al. Persistent alterations in heart rate variability, baroreflex sensitivity, and anxiety-like behaviors during development of heart failure in the rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (1), H29-H38 (2008).
  4. Hoffmann, D. S., et al. Chronic tempol prevents hypertension, proteinuria, and poor feto-placental outcomes in BPH/5 mouse model of preeclampsia. Hypertension. 51 (4), 1058-1065 (2008).
  5. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. J Lab Clin Med. 146 (3), 160-173 (2005).
  6. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).
  7. Vatner, S. F., Braunwald, E. Cardiovascular control mechanisms in the conscious state. N Engl J Med. 293 (19), 970-976 (1975).
  8. Zhao, X., et al. Arterial Pressure Monitoring in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 105-122 (2011).
  9. Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (6), H2408-H2415 (2004).
  10. Kurtz, T. W., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals. Part 2: Blood pressure measurement in experimental animals: a statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association council on high blood pressure research. Hypertension. 45 (2), 299-310 (2005).
  11. Kurtz, T. W., et al. Recommendations for blood pressure measurement in animals: summary of an AHA scientific statement from the Council on High Blood Pressure Research, Professional and Public Education Subcommittee. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Долгосрочный Измерение артериального давления у свободно передвигающихся мышей с использованием Телеметрия
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.