Методическая статья

Имплантация и запись Wireless электроретинограмму и вызванный потенциал зрительного нерва в сознании крысам

DOI:

10.3791/54160

⸱

29 июня 2016 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne, 2Pfizer Neusentis

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Показано, хирургические процедуры имплантации и функцией записи для измерения визуальные электрофизиологические сигналы от глаза (электроретинограмму) и мозга (вызванный потенциал зрительного нерва) у бодрствующих крыс, что более аналогично человеческого состояния, где записи проводятся без анестезии путает.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Полного поля электроретинограмма (ЭРГ) и вызванный потенциал зрительного нерва (ВЭП) являются полезными инструментами для оценки сетчатки и целостности зрительного пути в лабораторных и клинических условиях. В настоящее время доклинические измерения ЭРГ и ЗВП выполняются с обезболиванием для обеспечения стабильных электродов размещения. Тем не менее, само присутствие анестезии было показано, загрязнять нормальные физиологические реакции. Для преодоления этих анестезии путает, мы разрабатываем новую платформу для анализа ЭРГ и ЗВП в сознании крыс. Электроды имплантируется под-conjunctivally на глаз для анализа ЭРГ и эпидурально над зрительной корой для измерения ППЭ. Диапазон амплитуды и чувствительности / временные параметры анализируют на обоих ЭРГ и ЗВП при увеличении светящихся энергии. Сигналы ЭРГ и ЗВП показаны стабильными и повторяемостью в течение по крайней мере 4 недели после хирургической имплантации. Эта способность записывать ЭРГ и ЗВП сигналы без анестезии путает в доклинических сЭттинг должен обеспечить превосходное перевод клинических данных.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ЭРГ и ЗВП минимально инвазивным в естественных условиях инструменты для оценки целостности сетчатки глаза и зрительных путей , соответственно , как в лаборатории и клинике. Полной поле ERG дает характерную форму волны , которая может быть разбита на различные компоненты, с каждым элементом , представляющих различные классы клеток сетчатки , затрагивающего пути 1,2. Классический полный ERG поле формы волны состоит из начального отрицательного наклона (а-волны), которое было показано , чтобы представить фоторецепторов активность после воздействия света 2-4. А-волна сопровождается существенной положительной волны (б-волны) , которая отражает электрическую активность средней сетчатки, преимущественно в ON-биполярные клетки 5-7. Кроме того, можно варьировать световой энергии и интер-стимул- интервал , чтобы изолировать конус из ответов стержень 8.

Вспышка ВЭП представляет электрические потенциалы зрительной коры головного мозга и ствола мозга в ответ на сетчатке световой стимуляции9,10. Этот сигнал может быть разбита на ранних и поздних компонентов, с раннего компонента , отражающего активность нейронов ретино-geniculo-стриарного пути 11-13 и позднего компонента , представляющего корковой обработки , выполняемой в различных V1 пластинками у крыс 11,13. Поэтому одновременное измерение ЭРГ и ЗВП возвращает всестороннюю оценку структур, участвующих в зрительном пути.

В настоящее время для того, чтобы записать электрофизиологии у животных, анестезия используется для того, чтобы стабильное размещение электродов. Там были попытки измерить ЭРГ и ЗВП в сознании крыс 14-16 , но эти исследования использовали проводная настройка, которая может быть обременительным и может привести к стрессу животных путем ограничения движения животных и естественное поведение 17. С учетом последних достижений в области беспроводных технологий, включая улучшение миниатюризации и срок службы батареи, теперь стало возможным реализовать телеметрическую подход к ERG А.Н.d ВЭП записи, уменьшая стресс, связанный с проводными записей и улучшения долгосрочной жизнеспособности. Полностью интернализированные стабильные имплантаций телеметрических зондов оказались успешными для хронического контроля температуры, артериального давления 18, активность 19, а также электроэнцефалографии 20. Такие достижения в области технологии также помогут воспроизводимости и стабильности сознательных записей, увеличивая полезность платформы для хронических исследований.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этика заявление: Эксперименты на животных были проведены в соответствии с австралийским Кодекса по уходу и использованию животных в научных целях (2013 г. ). утверждение животных этика была получена из Комитета по этике животных, Университет Мельбурна. Материалы в данном руководстве для лабораторных экспериментов только, и не предназначенные для медицинского или ветеринарного применения.

1. Подготовка электродов

Примечание: передатчик три канала используется для хирургической имплантации, которая позволяет выполнять 2 эрг запись 1 ВЭП, которые будут проводиться одновременно. Три активные и неактивные три электроды должны быть предварительно вылепленный в форме кольца до имплантации, чтобы прикрепить к глазу. В целях идентификации, производитель вложил активные электроды в наполовину белый, наполовину цветные пластиковые оболочки в то время как неактивные электроды покрыты в полном объеме цветных чехлов. Заземляющий электрод (прозрачная пластиковая оболочка) остается неизменным. Для всех активных и неактивных Электроды поведение шаги 1.1, 1.2, 1.3 и 1.7.

  1. Untwist двухцепочечной нержавеющей стали электрод с двумя наконечниками из тонких плоскогубцев.
  2. Обрежьте один из нержавеющей стали нитей (примерно 1 см от кончика), оставляя единственную более прямую прядь остающуюся формировать кольцевой электрод.
  3. Сложить одиночный стальной нити из нержавеющей обратно на себя и поворот, образуя гладкие кольца на кончике электрода.
  4. Для ERG активных электродов моды этой петли ~ 0,2 - 0,5 мм в диаметре, крутя основание петли (для целей, описанных здесь, форма двух активных электродов таким образом, чтобы записывать ЭРГ от обоих глаз), а также для ЭРГ неактивны и VEP электроды делают диаметр петли диаметром ~ 0,8 мм (в данном примере это необходимо сделать для одного активного электрода ВЭП и всех трех неактивных электродов).
  5. Крючок круговой ВЭП активный электрод вокруг винта из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм), так что электрод упирается в головку винта.
  6. Hoo.ЙТ 3 неактивные электроды (2 ЭРГ, 1 ВЭП) вокруг второго винта из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм).
  7. Извлеките пластмассовую втулку вперед над острыми концами двух из нержавеющей стали нити, чтобы уменьшить раздражение.
  8. Стерилизовать телеметрический передатчик путем вымачивания в 2% глутаральдегида в течение более чем 10 ч при температуре приблизительно 25 ° С. Затем сполосните передатчик стерильным физиологическим раствором 3 раза.

2. Передатчик Имплантация

  1. Подготовка животных
    1. Лечить хирургическую область до эксперимента путем очистки с 70% этанола. Автоклав все хирургическое оборудование перед использованием и поддержания оборудования в хлоргексидин, когда он не используется во время операции. Накройте животное с хирургической салфетке во время операции, чтобы поддерживать стерильную среду. Убедитесь, что все экспериментаторы носить хирургические маски, стерильные перчатки и халаты.
    2. Индуцировать анестезию с 1,5 - 2% изофлуран, при скорости потока 3 л / мин и maintaiопределены на уровне 1,5 - 2%, при 2 л / мин в течение всего хирургического вмешательства. Подтвердите достаточную глубину анестезии отсутствием рефлекса педали при зажимая мышцы между пальцами.
    3. Бритье 40 мм площадь х 30 мм на животе сверху паховой области к грудине.
    4. Бритье 30 мм площадь х 20 мм на лоб, кзади от глаза и впереди ушей.
    5. Лечить две выбритые зоны. Для области лба дезинфицируют 10% повидон-йода в три раза (избегать употребления алкоголя на основе антисептиков для области возле глаз, будучи в соответствии со стандартом практики изложены Ассоциацией хирургических Technologists). Над брюшной полости дезинфицируют 10% повидон-йода и 70% этанола.
    6. Применить 1 каплю proxymetacaine к роговице для дополнительной местной анестезии.
    7. Нанести 1 каплю натрийкарбоксиметилцеллюлоза к роговице, чтобы предотвратить высыхание глаз.
  2. Хирургическая имплантация
    1. Сделайте 10 мм разрез сна голове вдоль вертикальной средней линии между ушами с хирургическим скальпелем.
    2. Сделайте 5 мм разрез на животе через слой кожи вдоль средней линии ниже грудины.
    3. Туннель 5 мм канюля диаметром подкожно от живота разрез в головной разрез.
    4. Поток электродов провода (3 активные и неактивные 3) передатчика через канюлю от живота к голове.
    5. Оставьте электрод сравнения с базой передатчика и покрывают кончик электрода с асептическим марлю.
    6. Накройте электродные насадки (3 активные и неактивные 3) с асептической марли.
    7. Зафиксируйте голову крысы к стереотаксической платформе.
    8. Продлить лоб надрез до 30 мм в длину с хирургическими ножницами.
    9. Expose хирургическую область стягиванием дряблая кожа с 2-мя швами (3 - 0) в ~ 3 и 9 часов.
    10. Соскребите надкостницы, перекрывающую череп, используя стерилизованную марлю, чтобы выставить темени, лямбда и средней линии наложения швов.
    11. Просверлите два отверстия через череп в ППЭ активной (7 мм вентрально брегмы 3 мм сбоку от средней линии) и неактивные (5 мм ростральной брегмы по средней линии) стереотаксических координат.
    12. Приложить ВЭП активные и неактивные электроды с предварительно прикреплены винтами из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм) до черепа с небольшой отвертки до ~ 1 мм в глубину в предварительно сделанных отверстий. Этот якорь винт к кости без повреждения основной ткани коры.
    13. Имплантировать электроды активные ERG используют 8 - 0 шовный временно убрать верхнее веко.
    14. Вставьте 16 до 21 G полой иглы подкожно из-за глаз через вышестоящему конъюнктивы своде.
    15. Снимите направляющую иглу.
    16. Поток активный электрод через укороченный пластиковый катетер от лба к глазу. Затем снимите пластиковый катетер.
    17. Использовать временный шовный материал (8 - 0), который продет через петли электрода, чтобы предотвратить Elecрастоптал от втягивания обратно в туннель.
    18. Сделать 0,5 мм разрез на верхней конъюнктивы в 12 часов, 1 мм позади лимба. Используйте тупым, чтобы выставить основной склеры.
    19. Имплантировать 8 - 0 или 9 - 0 шовный материал сразу за лимба на половину толщины склеры.
    20. Удалить временный шов от ERG активного электрода.
    21. Якорь активный электрод ЭРГ на половину толщины склеры шва, связывая 3 последовательных узлов, обеспечивающих кончик электрода находится в непосредственной близости к лимба.
    22. Закройте конъюнктивальный лоскут, используя от 1 до 2 швами (8 - от 0 до 9 - 0). Убедитесь в том, что конъюнктива полностью покрывает электрод ERG, чтобы улучшить комфорт.
    23. Удалите веко втягивания швом.
    24. Повторите эту процедуру для второго глаза.
    25. Нанесите гель цианакрилатный по черепу, чтобы обеспечить безопасность всех нержавеющих винтов и электродные провода. Убедитесь, что активные электроды ERG не растянуты слишком плотно прежде, чем обеспечить, чтобы анспособные движения глаз.
    26. Закройте рану головы, используя нерассасывающегося 3 - 0 шовный материал.
    27. Поворотом грызуна подвергать брюшной области. Удлиняет брюшной кожный надрез до 40 мм вдоль белой линии с хирургическими ножницами.
    28. Сделайте 35 мм разрез с помощью внутренней стенки мышц, чтобы обнажить внутреннюю брюшную полость.
    29. С помощью двух швов (3 - 0) прикрепить корпус датчика к правой стороне внутренней брюшной стенки животного. Избегать попадания в печень.
    30. Loop заземляющий электрод и безопасности в этой форме с швом (3 - 0). Поместите это свободно плавающие в брюшной полости.
    31. Закрыть брюшины с помощью непрерывного шва (3 - 0).
    32. Закройте разрез кожи с помощью швами (3 - 0).
  3. Послеоперационный уход
    1. Монитор животное, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее. Дом животное однократно после операции.
    2. Администрирование carprOfen подкожно для аналгезии (5 мг / кг) один раз в день в течение 4-х дней.
    3. Добавить профилактические пероральные антибиотики (Enrofloxin, 5 мг / кг) в питьевой воде в течение 7 дней после операции.
    4. Применяют противовоспалительную мазь для рассечения кожи сайтов, чтобы уменьшить раздражение в течение первых 7 дней после операции.

3. Проведение ЭРГ и ЗВП Записи в сознании крысам

  1. Темный адаптировать животное в течение 12 ч до ЭРГ и ЗВП записей
  2. Провести все экспериментальные манипуляции при тусклом освещении красным (17,4 cd.m -2, X макс = 600 нм)
  3. Применение местной анестезией (0,5% proxymetacaine) и расширения (0,5% тропикамид) падает на роговицу.
  4. Руководство сознательное грызуна в выполненное на заказ, ясный фиксатор.
    Примечание: Длина этой пластиковой трубки можно регулировать, чтобы приспособить крыс разного размера с общим диаметром зафиксирована на уровне 60 мм. Передняя часть устройства имеет коническую форму, чтобы свести к минимуму головную моvement и содержит перфорационные отверстия для того, чтобы нормальное дыхание. Этот конический передний позволяет выравнивание и стабилизацию головы и глаз крысы к открытию Ganzfeld сферы. Обратите внимание, что грызун акклиматизированы в фиксатор (от 3 до 5 случаи) до операции.
  5. Поместите грызуна перед миской Ganzfeld с глаз совмещен с отверстием чаши.
  6. Включите рентгеноконтрастных передатчик, передавая магнит в пределах ~ 5 см от передатчика. Убедитесь в том, что передатчик включен, проверяя свет индикатор состояния на базе приемника.
  7. Сбор сигналов в диапазоне световых энергий (т.е. -5,6 до 1,52 журнал cd.sm -2) , как описано ранее 21. Если коротко, то в среднем больше сигналов на тусклых световых уровней (~ 80 повторов) и в меньшей степени на более яркую светящихся энергий (~ 1 повтор). Постепенно удлинять интервал межстимульный от 1 до 180 секунд от тусклой до самого яркого уровня освещенности.
  8. Для того, чтобы изолировать стержень ERGи ответы конуса используют двойной вспышки парадигмы 8. Например, инициировать две вспышки на 1,52 журнала cd.sm -2 с 500 мс интервал между раздражителем между ними.
  9. Для записи ВЭП сигналов, в среднем 20 повторений на яркие светящиеся энергии (т.е. 1,52 журнал cd.sm -2, 5 сек интервал между раздражителем).
  10. Для оценки стабильности имплантата, который оценивается по вариабельности сигнала с течением времени, проводить ЭРГ и ЗВП записям 7, 10, 14, 21 и 28 дней после операции.
  11. После экспериментального периода, эвтаназии крыс через внутрисердечной инъекции pentobarbiturate (1,5 мл / кг) после кетамина: ксилазина анестезии (12: 1 мг / кг).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ответ фоторецепторов анализируется путем подгонки задержанную гауссовой к передней кромке начальной нисходящей лимбе реакции ЭРГ на 2 верхних светящихся энергий (1,20, 1,52 лог CSM -2) для каждого животного, основанный на модели Lamb и Pugh 22, сформулированный Гуда и Birch 23. Эта формула возвращает амплитуду и параметр чувствительности, (фиг.1С и 1D, соответственно). Гиперболической функции была установлена ​​на светово...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В связи с минимально инвазивной природы зрительного электрофизиологию, ERG и ЗВП записи у больных людей проводятся при преднамеренном условиях и только требуют использования местных анестетиков для размещения электродов. В противоположность этому, визуальная электрофизиологии на животных моделях обычно проводится под общим наркозом, чтобы позволить стабильное размещение электрода за счет устранения добровольных глаз и движений тела. Тем не менее, обычно используемые общие анестетики изменяют ответы ЭРГ и ЗВП , как показ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

RG и RF являются сотрудниками коммерческого спонсора этого исследования (Pfizer Neusentis и Pfizer Global Research). Во время этого исследования Ми был сотрудником Pfizer Global Research, а в настоящее время является сотрудником Proteostasis Therapeutics (Кембридж, США).

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JC выражает благодарность Мемориальному фонду Дэвида Хэя, Мельбурнский университет, за финансовую поддержку в написании этой рукописи. Финансирование данного проекта было предоставлено за счет гранта ARC Linkage 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
БиоусилительADInstrumentsML 135Усиливает сигналы ERG и VEP
Карбоксиметилцеллюлоза натрия 1,0%AllerganCAS 0009000-11-7Поддерживает гидратацию роговицы во время операции
Карпрофен 0,5%Pfizer Animal Health GroupCAS 53716-49-7Послеоперационная анальгезия с инъекционным физиологическим раствором для восполнения жидкости
Хлоргексадин 0,5%Orion Laboratories27411, 80085Дезинфекция хирургического инструмента
Цианоакрилатный гель активаторRS компоненты473-439Быстро высыхает цианоакрилатный гель
Цианоакрилатный гель Компоненты RS473-423Крепление нержавеющих винтов к черепу
Стоматологический борStorz Instruments, Bausch and LombE0824AМиниатюрная сверлильная головка диаметром ~ 0,7 мм для проделывания небольшого отверстия в черепе над каждой полусферой для вживления винтов VEP
СверлоBoschDremel серии 300Автоматическая дрель для трепанации
EnrofloxinTroy LaboratoriesПрофилактический пост антибиотиков surgey
Ganzfeld интегрирующая сфераPhotometric Solutions InternationalСпециально разработанный светостимулятор: диаметр 36 мм, размер апертуры 13 см
Марлевые тампоныMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BСушки хирургический разрез и открытая поверхность черепа во время операции
Изофлуран 99,9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Фирменное наименование: Изофло (ТМ) Ингаляционный анестетик. Фармацевтический ингаляционный анестетик, смешанный с газообразным кислородом, для имплантации электродов VEP
Мазь KenacombAspen Pharma Pty LtdДля уменьшения раздражения кожи и зуда после операции
Luxeon LEDsPhillips Lighting Co.Для световой стимуляции, двадцать светодиодов мощностью 5 Вт и один светодиод мощностью 1 Вт, управляемые программным обеспечением
Scope Игла (макрохирургия)World Precision Instruments501959для наложения швов на брюшную полость и голову, используется со швом 3 - 0, иглой с ушком, режущей кромкой 5/16 круга Размер 1, 15 мм
Иглодержатель (макрохирургия)World Precision Instruments500224Для удержания иглы во время операций
на брюшной полости и головеИглодержатель (микрохирургия)World Precision Instruments555419NTДля удержания иглы во время глазной хирургии
Optiva катетерSmiths Medical International LTD16 или 21 GGuide роговичные активные электроды от черепа до конъюнктивы
Повидон-йод 10%Санофи-АвентисCAS 25655-41-8Фирменное название: Бетадин, Антисептик для подготовки выбритой кожи к операции 10%, 500 мл
Система сбора данных PowerlabADInstrumentsML 785Прием сигнала от телеметрического передатчика, сопряженного с преобразователем телеметрических данных
Proxymetacaine 0.5%Alcon Laboratories CAS 5875-06-9Местная глазная анальгезия
ОграничительизготовленПередняя часть ограничителя сужается для минимизации движений головы, длина может быть отрегулирована в соответствии с разной длиной крысы, общий диаметр составляет 60 мм.
Лезвие ScapelR.G. Medical SuppliesSNSM0206Для хирургических разрезов
Ножницы (макрохирургия)World Precision Instruments501225для резки ткани на ягодицах и лбу
Ножницы (микрохирургия)World Precision Instruments501232Для рассечения конъюнктивы для крепления электродов
Программное обеспечениеScopeNstrumentsверсия 3.7.6Одновременно запускает стимул через систему ADI Powerlab и собирает данные
ShaverOsterGolden A5Shave Мех из хирургических зон
Нержавеющие стреэльные винты МикрокрепежL001.003CS304диаметр вала 0,7 мм, длина 3 мм 
Стереотаксическая рамаDavid KopfModel 900Стереотаксический инструмент для небольших животных для определения местоположения имплантационных ориентиров на черепе
Хирургическая простыняVital Medical SuppliesGM29-612EEОбеспечение стерильной среды во время операции
Шовный материал (макрохирургия)Медицинские иглы Ninbo3-0для наложения швов на брюшную полость и голову, стерильная шелковая оплетка, 60 см
шовная игла ( микрохирургия)Медицинские иглы Ninbo8-0 или 9-0для глазной хирургии, в том числе, наложение швов электрода на склеру и закрытие конъюнктивальной раны, нейлоновый шов, 3/8 круга 1 & раз; 5, 30 см
Преобразователь телеметрических данных DataSciences InternationalR08позволяет передавать телеметрический сигнал на взаимодействие с программным обеспечением для сбора данных
Матрица обмена телеметрическими данными DataSciencesInternationalСобирает данные с передатчиков, сопрягается с приемником
Приемник телеметрических данныхDataSciences InternationalRPC-1Получает телеметрические данные от передатчика
Телеметрический передатчикDataSciences МеждународныйF50-EEE3-канальный передатчик телеметрии
Тропикамид 0,5%Alcon Laboratories Пинцет для расширения радужки
(макрохирургия)World Precision Instruments500092манипулирования тканями во время абдоминальной и головной хирургии
Пинцет (микрохирургия)World Precision Instruments500342манипуляций с тканями во время глазной хирургии

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Frishman, L. J. Origins of the Electroretinogram. , The MIT Press. (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172(2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W. Jr, Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи