Методическая статья

Быстрая и конкретная оценка галогенирующего пероксидазной активности в лейкоцитами обогащается проб крови

9.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/54484

⸱

28 июля 2016 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Institute for Medical Physics and Biophysics, Medical Faculty, University of Leipzig, 2Fraunhofer Institute for Cell Therapy and Immunology (IZI) Leipzig

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает быстрое обогащение лейкоцитов из небольших образцов крови для последующего специфического определения активности галогенирующей пероксидазы в клетках. Метод может быть применен к человеческому и нечеловеческому материалу и может способствовать оценке новых маркеров воспаления.

Аннотация

В данной работе протокол для быстрого и стандартизированного обогащения лейкоцитов из небольших образцов цельной крови описана. Эта процедура основана на гипотонического лизиса эритроцитов и может быть применен к человеческому образцов, а также в крови нечеловеческого происхождения. Небольшой начальный объем пробы от около 50 до 100 мкл делает этот метод применим к рецидиву забора крови из мелких лабораторных животных. Кроме того, обогащение лейкоцитов достигается в течение нескольких минут и с низкими усилиями материалов, касающихся химических веществ и приборов, что делает этот метод применяется в нескольких лабораторных условиях.

Унифицированная очистка лейкоцитов в сочетании с высокой селективностью методом окрашивания для оценки галогенирующего пероксидазной активности гема пероксидаз, миелопероксидазы (МРО) и эозинофилов пероксидазы (ЕРО), т.е. образованием хлорноватистой и бромноватистой кислоты (HOCl и HOBr). В то время как MPO сильно выражен в NEUTrophils, самый распространенный тип клеток иммунной в крови человека, а также в моноцитах, соответствующий фермент ЭПО экспрессируется исключительно в эозинофилов. Галоидирующим активность этих ферментов решается с помощью почти HOCl- и HOBr специфичную аминофенил краситель флуоресцеин (ФПА) и первичный пероксидазы пероксид водорода субстрата. При последующем анализе проточной цитометрии все пероксидаза-положительных клеток (нейтрофилы, моноциты, эозинофилы) различимы, и их активность пероксидазы галогенирующего может быть определена количественно. Так как ПФА окрашивание можно комбинировать с применением маркеров клеточной поверхности, этот протокол может быть расширен, чтобы конкретно рассмотреть лейкоцитов подфракций. Метод применим для обнаружения HOCl и HOBr производства как в человеке и в грызунах лейкоцитах.

Учитывая широко и разнообразно обсудили иммунологическая роль этих ферментных препаратов при хронических воспалительных заболеваниях, этот протокол может способствовать лучшему пониманиюиммунологическая значимость лейкоцитарного происхождения гем пероксидазы.

Введение

Полиморфно - ядерных лейкоцитов (PMNs, называемые также гранулоциты) и моноциты представляют собой важные клеточные компоненты врожденной иммунной системы в 1,2 крови. Они способствуют лучшей защиты от патогенных микроорганизмов, а также к активации приобретенной иммунной системы и инициирования системного воспалительного ответа 2-4. Тем не менее , особенно нейтрофилы, наиболее распространенный тип гранулоцитов и моноцитов также вносят значительный вклад в регуляции и прекращения острых воспалительных явлений 5. Таким образом , эти клетки могут также играть важную роль в хронических воспалительных заболеваний , таких как ревматоидный артрит 6,7. На самом деле, астма, хроническое воспалительное заболевание дыхательных путей, характеризуется нарушением апоптоза эозинофилов, второй наиболее гранулоцитов типа в крови 8. Тем не менее, апоптозом гранулоцитов и их быстрое удаление макрофагами два основных шага в процессе клеточного прекращениявоспаления 9-11.

В названных иммунных клеток два тесно связанных ферментов, а именно миелопероксидазы (МРО, нейтрофилы и моноциты) и эозинофилов пероксидазы (ЕРО, эозинофилов) можно найти 12,13. Эти гем пероксидазы классически связаны с гуморального иммунного ответа , как они два в электронном виде окислить (псевдо-) галогениды к соответствующему гипо (псевдо) halous кислоты , которые известны своими бактерицидными свойствами 14-16. В физиологических условиях MPO в основном формы хлорноватистой кислоты (HOCl) и hypothiocyanite (- OSCN) в то время как последний и бромноватистая кислоты (HOBr) образованы EPO 17-19. Новые результаты свидетельствуют о том, что это (псевдо-) активность фермента галогенирования может также способствовать регуляции воспалительных реакций и к прекращению иммунных реакций 20,21. На самом деле, производство HOCl МРО и полученных из них продуктов были показаны для подавления клеток на основе адаптивного иммунного ответа Т - 22-24.

Для того чтобы получить более полное представление о иммунологической роли лейкоцитов от врожденной иммунной системы при хронических воспалительных заболеваниях, а также определения вклада MPO и ЕПВ к этой физиологической функции мы разработали метод, позволяющий быстро обогащать лейкоциты из небольших образцов крови для последующего специфического определение активности галогенирующего пероксидазы в этих клетках. Для разрушения эритроцита мы выбрали стандартный метод, включая два последующих гипотонических шагов лизиса с дистиллированной водой, что приводит к быстрому обогащению лейкоцитов при низких материальных затратах. Для последующего определения галогенирующего MPO и активности ЕРО HOCl- и HOBr специфические аминофенил краситель флуоресцеин (APF) использовали 25-27. В отличие от применения методов окрашивания неспецифическое пероксидазы 28,29, этот подход позволяет избирательно обнаружение активности галогенирования пероксидазы, которая часто нарушенную при тяжелой Влиянammation 30,31.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все образцы крови человека были получены от здоровых добровольцев и приложенное протокол обогащения лейкоцитарной следует рекомендациям комиссии по этике медицинского факультета Лейпцигского университета. Эксперименты с крысиной крови были утверждены ответственным местным этическим комитетом (Landesdirektion Sachsen, Referat 24), в соответствии с немецкими руководящими принципами по уходу за животными и использованию.

1. Экспериментальная установка

Примечание: По мере того как гипотонический процедура лизиса для разрушения эритроцитов из образцов крови является процедурой , критичные по времени, подготовить все необходимое оборудование (например, буферов) для этой части протокола заранее.

  1. Добавьте один 15 мл центрифужную пробирку для гипотоническим лизисом и один 1,5 мл пробирку для последующего аминофенил флуоресцеина (ФПА) окрашивания на образце крови.
    1. Если обогащение лейкоцит будет выполняться в стерильных условиях, выполнения этой маркировки в потокекоробка.
  2. Приготовьте около 12 мл фосфатно-солевого буфера (PBS, 10 мМ) в расчете на образце. В зависимости от того, будет ли лейкоциты быть выделены в стерильных условиях или нет, готовят PBS, либо с помощью стерильного готовое решение от поставщика или путем растворения PBS таблетки в дистиллированной воде. Проверьте значение рН и, при необходимости, регулировать до рН 7,4 с помощью небольших количеств 0,1 М HCl растворов и NaOH.
    1. Растворите PBS таблетки (см Таблицу материалов) в 200 мл дистиллированной воды, чтобы получить нестерильный буферного раствора, достаточное для около 16 образцов. При желании, стерилизовать этот раствор подвергают стерильной фильтрации.
  3. Приготовьте около 1 мл раствора Хэнкса сбалансированный солевой (HBSS) с добавлением Ca 2+ на выборку.
    1. Растворить 970 мг HBSS соли в 100 мл (конечный объем) дважды дистиллированной воды. Перед заполнением до конечного объема, проверьте значение рН и отрегулировать его до рН 7,4. Благодаря низкой буферной емкости, подготовить этот буфер свеже каждого дняd выполнить корректировку рН с особой осторожностью при использовании небольших количеств 0,1 М растворов HCl и NaOH.
      Примечание: стерильный раствор может быть использован в зависимости от эксперимента. Раствор может быть стерилизована путем стерильной фильтрации.
  4. Кроме того, два буфера, этикетки и подготовить трубку (например, 50 мл центрифужную пробирку) или колбу (например, 250 мл мерный стаканчик) с дважды дистиллированной водой для гипотонического лизиса процедуры заранее. Приготовьте около 10 мл воды на образце.
  5. Подготовьте контейнер с колотым льдом для окрашивания ФПА (раздел 3), которая выполняется на льду.
  6. Подготовить аликвот APF заранее, чтобы обеспечить быструю подготовку рабочих растворов, используемых в процессе окрашивания (шаг 3.2) и во избежание неоднократно замораживания и оттаивания раствора ФПА.
    Примечание: ПФА обычно получают в виде 5 мг / мл (11,81 ммоль) раствора в метиловом эфира уксусной кислоты.
    1. Замораживание аликвот 10-100 мкл в 0,5 мл пробирки. Для НФА окрашивания окончательныйконцентрация красителя 10 мкМ используется (шаг 3.8).

2. гипотоническим лизисом в эритроцитах

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги гипотонические лизиса (за исключением стадий центрифугирования) под лавкой ламинарного потока, чтобы избежать загрязнения. Выполните всю процедуру при комнатной температуре. По мере того как гипотонический лизис является критическим процессом времени, корректировать пипетки для воды (2 мл) и PBS (5 мл) добавлением заранее и открыть воду и колб PBS перед началом процедуры. Хранить раствор PBS и дистиллированную воду при комнатной температуре перед использованием.

  1. Из каждой передачи пробы крови по 100 мкл в соответствующий 15 мл центрифужную пробирку.
    Примечание: В наших экспериментах образцы крови, как правило, содержат 10 ед / мл гепарина, чтобы избежать коагуляции. Тем не менее, из-за различных источников материала образца природы и концентрации антикоагулянта могут отличаться. Его влияние на окрашивание APF должен быть проверен ComparИнг результаты к результатам, полученным из образцов крови, дополненных другими типами или концентрации антикоагулянта.
  2. Добавляют 2 мл дистиллированной воды и смешивают образцы с использованием вихревой смеситель установлен на среднем уровне. Инкубируйте образцы в течение 60 секунд, затем добавляют 5 мл PBS на пробу и перемешать с помощью вихревой мешалки.
    Примечание: приблизительно до 5 образцов могут быть получены параллельно. Держите заказ образца то же самое для добавления воды и PBS для достижения сопоставимых времени инкубации.
  3. После регенерации изотонических условий путем PBS добавлением (этап 2.2) гранулах оставшиеся интактных клеток во всех образцах центрифугированием в течение 6 мин при комнатной температуре и 450 х г.
  4. Удалить супернатант, выливая в мусорную таблицу отходов. Удалить как можно больше жидкости, как это возможно с помощью инвертирующего центрифугировании трубки и нарезание резьбы отверстие на бумажное полотенце. Убедитесь в том, что осадок клеток является как можно более сухой.
  5. Повторите процедуру гипотонического лизиса, как описано выше (этап 2.2).
    NОТЕ: В принципе эта процедура гипотонический лизис (шаги 2,3 до 2,5) может быть повторен несколько раз, в зависимости от чистоты смешанной лейкоцитарной фракции, которые будут получены. После того, как два лизис шаги доли оставшихся Эритроциты в полученной фракции смешанной клеток составляет около 25%.
  6. Гранул интактными клетки центрифугированием в течение 6 мин при комнатной температуре и 450 х г. Удалить супернатант (этап 2.4). Добавить 500 мкл HBSS к осадку и осторожно растворить его, пока не будет получен гомогенный раствор. Передача каждого образца с соответствующим образом меченного пробирку объемом 1,5 мл.
  7. В зависимости от эксперимента непосредственно анализировать полученные образцы (например, посредством проточной цитометрии) 25, пятно с флуоресцентных-меченых антител (для идентификации отдельных типов клеток) 32, инкубировать с сотовыми раздражители (для экспериментов активации клеток) 33 или хранили на льду и использования позже. В зависимости от цели исследования, сразу же выполнить последующие эксперименты посмешанная лейкоцитарной фракции, так как гранулоциты имеют достаточно короткий период полураспада около 20 часов.
    Примечание: Это также справедливо и для окрашивания пероксидазой активность, как описано ниже.

3. галогенирующим пероксидазной активности Окрашивание

Примечание: HOCl- и HOBr производство по крови, полученных гем пероксидазы MPO и ЕРО количественно с помощью APF, который окисляется до флуоресцеина названными гипогалогеновую кислот. Поэтому, если мечения клеток с флуоресцентно-меченного антитела проводят в комбинации с ФПА окрашиванием, избежать флуорофоры, которые мешают сигнала эмиссии флуоресцеина.

  1. Выполните APF окрашивание при 4 ° С на льду.
  2. Для приготовления рабочего раствора APF оттаивать соответствующий аликвоты красителя (например, 10 мкл, 11,81 ммоль) и разбавить его с HBSS точно 1 мМ (например, добавляют 108,1 мкл буфера в 10 мкл).
    1. Для каждого образца (500 мкл раствора клеток) подготовить 5 мкмл описанного рабочего раствора ФПА. Соответственно, использование одного 10 мкл аликвоты ФПА (11,81 мМ), что дает 118,1 мкл рабочего раствора АТФ (1 мМ), чтобы подготовить около 20 образцов. Из-за потери во время подготовки пипеткой примерно на 10% больше APF рабочего раствора, чем рассчитанное.
  3. Для того , чтобы проверить пероксидазной специфичность окрашивания ФПА, подготовить контрольные образцы с ингибитором пероксидазы гема гидразида 4-аминобензойной кислоты (4-Abah) 35.
    1. Приготовьте 1 М маточного раствора 4-ABAH (151,17 г / моль) в диметилсульфоксиде (ДМСО), путем разбавления 75,6 мг 4-ABAH в 500 мкл растворителя. Далее разведите 4-Abah 1/10 в HBSS.
  4. Для получения метки H 2 O 2 рабочего раствора два 1,5 мл центрифужные пробирки с "70 мм H 2 O 2" и "7 мМ H 2 O 2" соответственно.
    1. В трубке с надписью "70 мМ H 2 O 2", свеже разбавленных 10 мкл30% -ного раствора (8,8 мМ) H 2 O 2 , используя 990 мкл дистиллированной воды , чтобы получить концентрацию около 88 мМ. Хранить на льду и использовать в течение 4 часов.
      Примечание: H 2 O 2 , как правило , поставляется в виде 30% раствора поставщиками. При хранении при 4 ° С, она стабильна в течение 3 лет. Выполните разведений H 2 O 2 в дистиллированной воде , чтобы избежать разложения. H 2 O 2 разведений также могут быть получены в 0,1 М растворе NaOH.
    2. Для определения точной H концентрации 2 O 2 , подготовить еще 1 до 10 разбавление от первого H 2 O 2 маточного раствора (около 88 мм) путем добавления 100 мкл из этого раствора до 900 мкл дистиллированной воды в 1,5 мл пробирку "7 мМ H 2 O 2".
    3. Запись спектра в диапазоне вблизи УФ (например, 200-300 нм) с использованием UV-VIS photospectrometer и использовать оптическую плотность при длине волны 240 нм (49; 240 = 34 М -1 см -1) , для определения фактической концентрации H 2 O 2 во втором H 2 O 2 исходного раствора 34. Убедитесь в том, что ссылка кювета содержит только дистиллированную воду. Для измерения использования кварцевых кюветах как спектр в УФ-диапазоне записывается.
    4. Из этого результата, рассчитать точные концентрации обоих H 2 O 2 растворов. Отрегулируйте концентрацию первого маточного раствора в "70 мМ H 2 O 2" пробирку ровно 70 мМ путем добавления соответствующего количества дистиллированной воды. Хранить полученный рабочий раствор на льду и использовать в течение одного часа.
  5. Добавьте 5 мкл рабочего раствора 4-ABAH (100 мМ) к соответствующим образцам для конечной концентрации 1 мМ. Инкубируйте образцы в течение 15 мин при 37 ° С в инкубаторе перед ФПА того.
  6. Добавьте 5 мкл рабочего раствора APF (1 мМ), чтобы каждый500 мкл образца, чтобы получить конечную концентрацию красителя 10 мкМ. Смешайте образцы осторожно (например, с помощью вихревой мешалки на среднем уровне) и инкубируют в течение 30 мин при 37 ° С.
  7. Добавьте 5 мкл H 2 O 2 рабочего раствора (70 мМ) для каждого образца 500 мкл для конечной концентрации 700 мкМ. Аккуратно перемешать образцы и инкубировать их в течение 60 мин при 37 ° С. Выполните соответствующие контрольные измерения параллельно.
    Примечание: Контрольные измерения показали , что 700 мкМ H 2 O 2, не токсичны для клеток. любые существенные клеточные реакции также не наблюдалось.
    Примечание: Окрашивание ПФА также может быть выполнена путем исключения добавления H 2 O 2, в зависимости от научного вопроса. При отсутствии перекиси водорода только базальный хлорирование МРО и активность ЕРО определяют в то время как добавление H 2 O 2 позволяет детектировать максимальной HOCl и HOBr производства клетками. Tон последний означает значительно более высокий флуоресцентного сигнала.
  8. Для дражирования клетки, Центрифуга образцов в течение 10 мин при комнатной температуре и 400 х г. Тщательно удалите супернатант без разрушения гранул и добавьте 250 мкл HBSS для ресуспендирования клеток.
    Примечание: Образцы теперь готовы для анализа с помощью проточной цитометрии 25.
  9. Храните образцы в темноте до анализа, чтобы избежать отбеливания. После возбуждения при 480-490 нм обнаружить излучение флуоресцеина при приблизительно 525 нм 37.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Как сообщалось ранее описанный выше метод оказался применим как к человеку , и к материалу , не являющегося человеком 32. Кроме того, как показано на мышах с астматическими симптомами окрашивание APF может быть подходящим инструментом для определения различий в системном провоспалительного статуса. Поэтому в последующем исследовании мы использовали этот протокол повторно оценить галогенирующего активность MPO (EPO) и у самок крыс Dark агути с пристаном индуцированного...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Поскольку нейтрофилы являются наиболее распространенными лейкоциты в крови человека выделение пероксидаза-положительных клеток , фокусирует часто только на этих клетках , и включает в себя отделение нейтрофилы от других лейкоцитах путем центрифугирования в градиенте плотности 38. Тем не менее , как нейтрофилы гораздо менее распространены в мышиных образцах крови 39 для последних более сложные методы должны быть использованы 40. Кроме того , оба метода также приводит к удалению пероксидаз...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа стала возможной благодаря финансированию Федерального министерства образования и исследований Германии (BMBF, 1315883), а также проекту Sächsische Aufbaubank (SAB) 100116526 финансированию Европейского фонда регионального развития (ERDF).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Materials/Equipment
15 мл центрифугирующие пробиркиVWR/Corning734-0451-1,5
мл пробиркидля образцов VWR/Eppendorf211-2130DE-Дозаторы
для объемов до 5 млEppendorfнапример, 3120000070Мы используем дозаторы Eppendorf Resarch plus с регулируемым объемом в диапазоне 1-10 и микро; л, 10-100 и микро; л, 100-1 000 & микро; 500-5 000 & микро; l
ламинарный стендThermo Electron CorperationHeraSafe-Vortex
смесительBender & Hobein AGVortex Genie2-столовая
центрифугаKendro Лабораторные продуктыLaborfuge 400RЦентрифуга должна быть пригодна для использования при 450 x g
Малая центрифугаEppendorf5415DЦентрифуга должна быть способна использоваться при 400 x g
ИнкубаторHeraeuscytoperm 2Настройки: 37 ° C, 95% влажности, 5% CO2 Необходимо
УФ-Вид спектрофотометрVarianCary 50 bioНеобходимо регистрировать спектр от 200 до 300 нм. Таким образом, кварцевые кюветы должны быть применены
Проточный цитометрBecton, DickinsonBD Facs CaliburМожет быть использован любой проточный цитометр, который оснащен лазером, подходящим для возбуждения флуоресцеина (например, аргоновый лазер 488 нм)
NameCompanyКаталожный номерКомментарии
Chemicals
Phosphate Buffered Salt Buffered (PBS)amrescoK812стерильный раствор, готовый к применению
Фосфатный буферный раствор (PBS)Sigma-AldrichP4417таблетки для растворения в 200 мл миллипористой воды
Hanks сбалансированный солевой раствор (HBSS) с Ca2+Sigma-AldrichH1387970 мг/100 мл, тщательно проверьте и отрегулируйте значение pH до 7,4
Соляная кислотаMerck Millipore1.09057.10001 М раствор
гидроксида натрияRiedel-deHaë n30620Твердые пеллеты. Для 1 М раствора растворите 4 г/100 мл Millipore water
AminophenylfluoresceinCayman101575 мг/мл раствор (11,81 мМ) в метилацетате, аликвоты (e. 100 &; м) должен быть подготовлен и храниться при температуре -20°С; C
Перекись водородаSigma-AldrichH1009Этот 30% исходный раствор соответствует концентрации около 8,8 М. Дальнейшие разведения должны быть свежеприготовлены в дистиллированной воде непосредственно перед использованием и количественно определены с помощью измерений абсорбции
4-гидразид аминобензойной кислоты (4-ABAH)Sigma-AldrichA41909Первый исходный раствор 1 М должен быть приготовлен в ДМСО, второй раствор 100 мМ путем разведения 1:10 в реагентах HBSS
DMSOVWR23500.26-
регистрировать

Ссылки

  1. Cline, M. J. Monocytes, macrophages, and their diseases in man. J Invest Dermatol. 71 (1), 56-58 (1978).
  2. Wright, H. L., Moots, R. J., Bucknall, R. C., Edwards, S. W. Neutrophil function in inflammation and inflammatory diseases. Rheumatology. 49, 1618-1631 (2010).
  3. Brinkmann, V., et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 303 (5663), 1532-1535 (2004).
  4. Ishihara, K., Yamaguchi, Y., Okabe, K., Ogawa, M. Neutrophil elastase enhances macrophage production of chemokines in receptor-mediated reaction. Res Commun Mol Pathol Pharmacol. 103 (2), 139-147 (1999).
  5. Henson, P. M. Resolution of inflammation. A perspective. Chest. 99 (3 Suppl), 2S-6S (1991).
  6. Lefkowitz, D. L., Lefkowitz, S. S. Macrophage-neutrophil interaction: a paradigm for chronic inflammation revisited. Immunol Cell Biol. 79 (5), 502-506 (2001).
  7. Wright, H. L., Moots, R. J., Edwards, S. W. The multifactorial role of neutrophils in rheumatoid arthritis. Nat Rev Rheumatol. 10 (10), 593-601 (2014).
  8. Kankaanranta, H., et al. Delayed eosinophil apoptosis in asthma. J Allergy Clin Immunol. 106 (1 Pt 1), 77-83 (2000).
  9. Peng, S. L. Neutrophil apoptosis in autoimmunity. J Mol Med. 84 (2), 122-125 (2006).
  10. Simon, H. U. Neutrophil apoptosis pathways and their modifications in inflammation. Immunol Rev. 193, 101-110 (2003).
  11. Vandivier, R. W., Henson, P. M., Douglas, I. S. Burying the dead: the impact of failed apoptotic cell removal (efferocytosis) on chronic inflammatory lung disease. Chest. 129 (6), 1673-1682 (2006).
  12. Loughran, N. B., O'Connor, B., O'Fagain, C., O'Connell, M. J. The phylogeny of the mammalian heme peroxidases and the evolution of their diverse functions. BMC Evol Biol. 8, 101-115 (2008).
  13. Zámocký, M., Obinger, C. Ch. 2. Biocatalysis based on heme peroxidases. Torres, E., Ayala, E. M. , Springer. 7-35 (2010).
  14. Klebanoff, S. J. Myeloperoxidase-halide-hydrogen peroxide antibacterial system. J Bacteriol. 95 (6), 2131-2138 (1968).
  15. Klebanoff, S. J. Myeloperoxidase: friend and foe. J Leukoc Biol. 77 (5), 598-625 (2005).
  16. Wang, J., Slungaard, A. Role of eosinophil peroxidase in host defense and disease pathology. Arch Biochem Biophys. 445 (2), 256-260 (2006).
  17. Arnhold, J., Furtmuller, P. G., Regelsberger, G., Obinger, C. Redox properties of the couple compound I/native enzyme of myeloperoxidase and eosinophil peroxidase. Eur J Biochem. 268 (19), 5142-5148 (2001).
  18. Bafort, F., Parisi, O., Perraudin, J. P., Jijakli, M. H. Mode of action of lactoperoxidase as related to its antimicrobial activity: a review. Enzyme Res. , 1-13 (2014).
  19. van Dalen, C. J., Whitehouse, M. W., Winterbourn, C. C., Kettle, A. J. Thiocyanate and chloride as competing substrates for myeloperoxidase. Biochem J. 327 (Pt 2), 487-492 (1997).
  20. Arnhold, J., Flemmig, J. Human myeloperoxidase in innate and acquired immunity. Arch Biochem Biophys. 500 (1), 92-106 (2010).
  21. Flemmig, J., Lessig, J., Reibetanz, U., Dautel, P., Arnhold, J. Non-vital polymorphonuclear leukocytes express myeloperoxidase on their surface. Cell Physiol Biochem. 21 (4), 287-296 (2008).
  22. Odobasic, D., Kitching, A. R., Semple, T. J., Holdsworth, S. R. Endogenous myeloperoxidase promotes neutrophil-mediated renal injury, but attenuates T cell immunity inducing crescentic glomerulonephritis. J Am Soc Nephrol. 18 (3), 760-770 (2007).
  23. Odobasic, D., et al. Neutrophil myeloperoxidase regulates T-cell-driven tissue inflammation in mice by inhibiting dendritic cell function. Blood. 121 (20), 4195-4204 (2013).
  24. Ogino, T., et al. Oxidative modification of IkappaB by monochloramine inhibits tumor necrosis factor alpha-induced NF-kappaB activation. Biochim Biophys Acta. 1746 (2), 135-142 (2005).
  25. Flemmig, J., Remmler, J., Zschaler, J., Arnhold, J. Detection of the halogenating activity of heme peroxidases in leukocytes by aminophenyl fluorescein. Free Radic Res. 49 (6), 768-776 (2015).
  26. Flemmig, J., Zschaler, J., Remmler, J., Arnhold, J. The fluorescein-derived dye aminophenyl fluorescein is a suitable tool to detect hypobromous acid (HOBr)-producing activity in eosinophils. J Biol Chem. 287 (33), 27913-27923 (2012).
  27. Setsukinai, K., Urano, Y., Kakinuma, K., Majima, H. J., Nagano, T. Development of novel fluorescence probes that can reliably detect reactive oxygen species and distinguish specific species. J Biol Chem. 278 (5), 3170-3175 (2003).
  28. Presentey, B., Szapiro, L. Heriditary deficiency of peroxidase and phospholipids in eosinophil granulocytes. Acta Haematol. 41, 359-362 (1969).
  29. Undritz, E. The Alius-Grignaschi anomaly: the hereditary constitutional peroxidase defect of the neutrophils and monocytes. Blut. 14 (3), 129-136 (1966).
  30. Kutter, D. Prevalence of myeloperoxidase deficiency: population studies using Bayer-Technicon automated hematology. J Mol Med.(Berl). 76 (10), 669-675 (1998).
  31. Lanza, F. Clinical manifestation of myeloperoxidase deficiency. J Mol Med. 76 (10), 676-681 (1998).
  32. Flemmig, J., et al. Rapid and reliable determination of the halogenating peroxidase activity in blood samples. J Immunol Methods. 415, 46-56 (2014).
  33. Flemmig, J., Remmler, J., Rohring, F., Arnhold, J. (-)-Epicatechin regenerates the chlorinating activity of myeloperoxidase in vitro and in neutrophil granulocytes. J Inorg Biochem. 130, 84-91 (2014).
  34. Beers, R. F., Sizer, I. W. A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase. J Biol Chem. 195 (1), 133-140 (1952).
  35. Kettle, A. J., Gedye, C. A., Winterbourn, C. C. Mechanism of inactivation of myeloperoxidase by 4-aminobenzoic acid hydrazide. Biochem J. 321 (2), 503-508 (1997).
  36. Nakazato, T., et al. Myeloperoxidase is a key regulator of oxidative stress mediated apoptosis in myeloid leukemic cells. Clin Cancer Res. 13 (18), 5436-5445 (2007).
  37. Machwe, M. K. Effect of concentration on fluorescence spectrum of fluorescein. Curr Sci. 39 (18), 412-413 (1970).
  38. Hu, Y. Ch. 7. Leucocytes: Methods and Protocols. Ashman, R. B. , Methods in Molecular Biology. Springer. 101-113 (2012).
  39. Zschaler, J., Schlorke, D., Arnhold, J. Differences in innate immune response between man and mouse. Crit Rev Immunol. 34 (5), 433-454 (2014).
  40. Hasenberg, M., et al. Rapid immunomagnetic negative enrichment of neutrophil granulocytes from murine bone marrow for functional studies in vitro and in vivo. PLoS One. 6 (2), e17314(2011).
  41. Mendez-David, I., et al. A method for biomarker measurements in peripheral blood mononuclear cells isolated from anxious and depressed mice: beta-arrestin 1 protein levels in depression and treatment. Front Pharmacol. 4 (124), 1-8 (2013).
  42. Cotter, M. J., Norman, K. E., Hellewell, P. G., Ridger, V. C. A novel method for isolation of neutrophils from murine blood using negative immunomagnetic separation. Am J Pathol. 159 (2), 473-481 (2001).
  43. Dorward, D. A., et al. Technical advance: autofluorescence-based sorting: rapid and nonperturbing isolation of ultrapure neutrophils to determine cytokine production. J Leukoc Biol. 94 (1), 193-202 (2013).
  44. Freitas, M., Lima, J. L., Fernandes, E. Optical probes for detection and quantification of neutrophils' oxidative burst. A review. Anal Chim Acta. 649 (1), 8-23 (2009).
  45. Winterbourn, C. C. The challenges of using fluorescent probes to detect and quantify specific reactive oxygen species in living cells. Biochim Biophys Acta. 1840 (2), 730-738 (2014).
  46. Kusenbach, G., Rister, M. Myeloperoxidase deficiency as a cause of recurrent infections. Klin Padiatr. 197 (5), 443-445 (1985).
  47. Zipfel, M., Carmine, T. C., Gerber, C., Niethammer, D., Bruchelt, G. Evidence for the activation of myeloperoxidase by f-Meth-Leu-Phe prior to its release from neutrophil granulocytes. Biochem Biophys Res Commun. 232 (1), 209-212 (1997).
  48. Whiteman, M., Spencer, J. P. Loss of 3-chlorotyrosine by inflammatory oxidants: implications for the use of 3-chlorotyrosine as a bio-marker in vivo. Biochem Biophys Res Commun. 371 (1), 50-53 (2008).
  49. Gerber, C. E., Kuci, S., Zipfel, M., Niethammer, D., Bruchelt, G. Phagocytic activity and oxidative burst of granulocytes in persons with myeloperoxidase deficiency. Eur J Clin Chem Clin Biochem. 34 (11), 901-908 (1996).
  50. Maghzal, G. J., et al. Assessment of myeloperoxidase activity by the conversion of hydroethidine to 2-chloroethidium. J Biol Chem. 289 (9), 5580-5595 (2014).
  51. Shepherd, J., et al. A fluorescent probe for the detection of myeloperoxidase activity in atherosclerosis-associated macrophages. Chem Biol. 14 (11), 1221-1231 (2007).
  52. Sun, Z. -N., Liu, F. -Q., Chen, Y., Tam, P. K. H., Yang, D. A highly specific BODIPY-based fluorescent probe for the detection of hypochlorous acid. J Am Chem Soc. 10 (11), 2171-2174 (2008).
  53. Kirchner, T., Flemmig, J., Furtmuller, P. G., Obinger, C., Arnhold, J. (-)Epicatechin enhances the chlorinating activity of human myeloperoxidase. Arch Biochem Biophys. 495 (1), 21-27 (2010).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

APF

Похожие статьи