Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Получение Косой спинного мозга Ломтики для вентральных корешков стимуляции

9.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/54525

⸱

13 октября 2016 г.

 , 
1Centre National de la Recherche Scientifique (UMR 8119), Centre de Neurophysique, Physiologie et Pathologie, Université Paris Descartes

В этой статье

Краткое содержание

Мы покажем, как подготовить косые срезы спинного мозга у молодых мышей. Этот препарат позволяет для стимуляции брюшных корней.

Аннотация

Электрофизиологические записи из спинного мозга срезов оказались ценным техникой, чтобы исследовать широкий круг вопросов, от сотовой сети к свойствам. Мы покажем, как подготовить жизнеспособные косые срезы спинного мозга молодых мышей (P2 - P11). В этом препарате, мотонейронов сохраняют свои аксоны выходят из вентральных корешков спинного мозга. Стимуляция этих аксонов вызывает обратно распространяющихся потенциалов действия агрессора мотонейроного Somas и захватывающие мотонейроного коллатерали в спинном мозге. Возможность записи Антидромные потенциалов действия является непосредственным, окончательным и элегантный способ охарактеризовать личность мотонейроном, которая превосходит другие методы идентификации. Кроме того, стимулируя мотонейроного коллатерали является простым и надежным способом для возбуждения залога целей мотонейронов в спинном мозге, такие как другие мотонейронов или Renshaw клетки. В этом протоколе, мы представляем антидромным записи с мотонейроного СОСМ, а также клеточного возбуждения Реншоу, в результате чего из вентральных корешков стимуляции.

Введение

Исторически сложилось так , мотонейронов записи с помощью острых электрода сравнения были проведены в естественных условиях на крупных животных , таких как кошки или крысы 1 или на изолированном всего спинного мозга у мышей 2. Появление метода записи патч-зажим в течение 1980-х годов, называемый прямой доступ к мотонейроном СОСМ в качестве герметизирующего необходимо достичь под визуальным руководством. Таким образом, спинной мозг препарат срез был легко достигнут с начала 1990 - х годов 3. Тем не менее, в начале подготовки срез часто не позволяли для стимуляции брюшных корней. Насколько нам известно, только два исследования сообщили об успешном стимуляцию брюшных корней в поперечных срезах, и никто не был получен от мышей 4,5.

В этой статье мы представляем технику для достижения жизнеспособных спинного мозга ломтиков неонатального мышей (P2 - P11), в котором мотонейрон бассейн сохраняет свои вентральных корешков отходя аксонов. вентиляционныйКорневой стимуляция RAL вызывает Антидромные потенциал действия обратно в РРОС из мотонейроного бассейна, выходящего из того же корня вентральной. Он также возбуждает цели залога мотонейроном, другие мотонейронов 6-10 и клетки Реншоу 11-13. Так как только мотонейроны послать свои аксоны вниз вентральной корни, мы используем запись Антидромные потенциалов действия в качестве простого и окончательного способа physiologicaly идентифицировать мотонейроны 10.

В дополнение к использованию потенциально не включено или вводящие в заблуждение электрофизиологические и морфологические критерии для подтверждения личности мотонейроном, недавние исследования по мотонейронов спинного мозга также опирался на утомительно и отнимает много времени постфактум 16 окрашивания. Такая идентификация обычно выполняется только на образце записанных клеток. Другие стратегии идентификации полагаются на линии мышей, в которых мотонейроны выражающих эндогенной флуоресценции 17-19. Тем не менее, с помощью генетически кодируемых маркеров может быть затруднено в молодом возрасте, когда выражение маркера еще переменная или если исследование уже требует использования трансгенной линии мыши. В качестве альтернативы, Антидромная потенциала действия записи может быть выполнена обычно на всех мышей от начала записи клеток. Экспериментаторы , работающие на интактных препаратах спинного мозга у кошки, крысы и мыши, которые надежно используются такие методы идентификации с 1950 - х 1,2,20,21. В оптимальных условиях, мы смогли выявить Антидромные потенциалы действия практически из всех записанных мотонейронов.

Кроме того, вентральной корень стимуляция может быть использована для надежного возбуждения других мотонейронов 22,23 или их цели. клетки Реншоу 10,24,25. Мы представляем здесь приложения вентральной корня стимуляции в виде Антидромная потенциала действия записей из мотонейроного РРОС, а также возбуждение клеток Реншоу.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Эксперименты проводились в соответствии с европейскими директивами (86/609 / CEE и 2010-63-UE) и французского законодательства, и были одобрены комитетом по этике университета Париж Декарт.

1. спинного мозга Кусочек Приготовление

  1. Подготовьте следующие решения ежедневно или за один день. Если выдерживают в течение ночи, пузырь с 95% O 2 и 5% СО 2 и хранить в холодильнике в плотно закрытой посуде.
    1. Приготовьте низкий Na + искусственную спинномозговую жидкость (ACSF): 3 мМ KCl, 1 мМ NaH 2 PO 4, 230 мМ сахарозы, 26 мМ NaHCO 3, 0,8 мМ CaCl 2, 8 мМ MgCl 2, 25 мМ глюкозы, 0,4 мМ аскорбиновой кислоты, 1 мМ Na-kynurenate, 2 мМ Na-пируват. Пузырь с 95% O 2 и 5% CO 2 (рН 7,4). Так как Na-kynurenate часто бывает трудно распустить, убедитесь, чтобы купить один из перечисленных в таблице материалов.
    2. Подготовка К-глюконат Солуции: 130 мМ К-глюконат, 15 мМ КСl, 0,05 мМ EGTA, 20 мМ HEPES, 25 мМ глюкозы, 1 мМ Na-kynurenate, 2 мМ Na-пируват, доведенный до рН 7,4 с помощью КОН.
    3. Готовят ACSF: 130 мМ NaCl, 2,5 мМ KCl, 2 мМ CaCl 2, 1 мМ MgCl 2, 1 мМ NaH 2 PO 4, 26 мМ NaHCO 3, 25 мМ глюкозы, 0,4 мМ аскорбиновой кислоты, 2 мМ Na-пируват. Пузырь с 95% O 2 и 5% CO 2 (рН 7,4).
    4. До начала диссекции, растворите 2% агара в 80 мл раствора К-глюконат, и держать в тепле при 60 ° C.
  2. Внутриутробная перфузия
    1. Выполните этот препарат на самок и самцов мышей, в возрасте от P2 до P11.
    2. Обезболить мышь с внутрибрюшинного введения 0,1 мл 25 мМ пентобарбиталнатрием (50 мг / кг).
    3. С помощью иглы или ленты, иммобилизации мышь на спине на большой чашке Петри заполнены с кремнием. Используйте рассекает микроскопе для остальной части рассечение.
    4. Удерживая кончик грудной кости, поднимите грудь и перерезал диафрагму с помощью тонких ножниц. Затем откройте сундук с обеих сторон путем разрезания через ребра, чтобы обнажить сердце.
    5. Разрежьте правое предсердие, прежде чем прокалывание левого желудочка с 27G иглой.
    6. Заливать с ледяным низким Na + ACSF. Через 30 сек, низкий Na + , ACSF следует рассматривать вытекающей из предсердия. Низкое количество натрия предотвратить клетки от пики и снижают клеточную смерть во время вскрытия.
    7. Продолжайте удерживать иглу в сердце под микроскопом рассекает, пока печень не станет желтым, когда кровь сливают.
  3. Спинной рассечение шнур
    1. Обезглавьте животное и положить его на живот.
    2. Быстро удалить кожу спины (рис 1A1). Сделайте два разреза через плечи и спускаясь грудной клетки (рис 1A2). Тогда обрезали кабель, как лвл, как это возможно в хвостовую секции, чтобы изолировать позвоночный столб с началом ребра из нижней части тела животного. Флип животное снова и удалить потроха все еще прикрепленные к ребрам.
    3. Передача позвоночный столб в другой, меньший кремний заполненные чашку Петри и использовать 4 насекомых булавками , чтобы держать его спинной стороной вверх (рисунок 1А).
    4. Постоянно заливать животное с карбогена-ыми ACSF (при температуре около 4 ° С) во время выполнения ламинэктомии спинной стороны, и подвергая спинной мозг от ростральной конца (рис 1В). Для этого, вставьте кончик тонких ножниц между костью и спинного мозга и вырезать кости понемногу от ростральной конца, убедившись в том, чтобы держаться подальше от белого вещества. Alternate на каждой стороне в то время как с помощью пинцета , чтобы держаться подальше полосу кости уже вырезать (рис 1B1).
    5. Используя самые маленькие доступные пружинные ножницы и пинцет, поднимите твердую мозговую оболочку и нарезатьс обеих сторон, удерживая свободную часть ТМО для того, чтобы избежать повреждения спинного мозга с ножницами. Разрежьте вдоль ростро-каудальном оси.
      Примечание: Твердая представляет собой полупрозрачный непрерывная мембрана; в этом возрасте мягкая мозговая оболочка слишком хрупким и будет распадаться во время вскрытия и разделки (рис 1B2).
    6. После того, как Dura удаляется с затупившейся стекло или пластиковый наконечник, чтобы аккуратно вставьте шнур на левой стороне канавки, образованной наполовину сократить позвоночника, и разрезают вентральной и дорсальной корни с правой стороны, начиная с ростральной стороны , дальше всего от того, где они входят шнур (несколько мм , по меньшей мере, рис 1B2).
    7. Повторите эту операцию на левой стороне, всегда идет от ростральной до хвостового. Если левой рукой, начните с левой стороны, а затем перейти на правую сторону.
  4. Вложение в агар
    1. Скольжение шнур из позвоночного столба. Используйте меньший штифт насекомого придавитьшнур с дорсальной поверхности и деликатно удалить любую часть мембраны все еще прикрепленный к нему (рис 1C1).
    2. После очистки, обрезки обоих концов (рис 1C2). Вставьте изогнутый штифт насекомых в передней части шнура , чтобы манипулировать шнур и отметить его ориентацию (стрелка на рисунке 1C2). Затем перенесите спинной мозг к охлажденному льдом раствору K-глюконата.
      Примечание: Это решение имитирует внутриклеточный состав спинномозговой жидкости и предотвратить клетки от смерти от осмотического шока после того , как мотонейроны будут сокращены 26.
    3. После того, как спинной мозг находится в пределах внутриклеточного раствора, возьмите стакан с агаром из сухой бане и охладить его на смесь льда и воды.
    4. Продолжайте перемешивание во время измерения температуры. Когда температура достигает 38 ° C погружать спинной мозг, держа его пальца насекомых и поместить его ростральной стороной вниз. Убедитесь, что спинной мозг в стraight , насколько это возможно, подальше от стен, каудальной части немного вверх (рис 1D1).
    5. Оставьте химический стакан в смесь льда и воды, чтобы позволить агар затвердеть настолько быстро, насколько это возможно. Убедитесь , что он остается на месте и что шнур как можно более прямой (рисунок 1D1).
  5. нарезка
    1. После затвердевания, вырезать агар блок , содержащий спинной мозг таким образом , что основание блока находится при 35 ° угол с поясничной части спинного мозга (стрелка на рисунке 1D2). Дорсальная поверхность должна быть обращена в сторону от основания (рис 1D2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это очень важный шаг в процедуре, для поддержания непрерывности бассейнов мотонейронов к вентральных корешков, из которого они выходят.
    2. Клей блок в камеру vibratome использованием цианакрилатный клей. Погрузить его в K-глюконата раствор и добавляют распускали замороженного раствора K-глюконата для поддержанияванны охлажденным (ниже 2 ° С).
    3. Вырезать 350 - 400 мкм срезы толщиной поясничной области (идентифицируемые по его кривизны и большего диаметра). В своей правильной ориентации (см 1.4.1.), Используйте лезвие, чтобы отрезать от дорсальной к вентральной поверхности и сделать ломтики непрерывно более ростральной. Как правило, есть 4-5 подходящие кусочки с вентральных корешков, простирающихся на 2 мм или более. Используйте следующие параметры: 10 ° угол, частота колебаний 70 Гц и 10 мм / мин Скорость нарезки.
  6. инкубация
    1. Перенесите ломтики ACSF при температуре 34 ° C. Примерно через 30 мин, охладить ломтики до комнатной температуры и начать сеанс записи.

figure-protocol-1
Рисунок 1. Вскрытие
A1:. Удаление кожи спины , чтобы обнажить спинной колонки A2:Нарезка плеч и ребер , чтобы освободить спинной столбец B1:. Позвоночнике возлагали на кремниевом заполненные чашку Петри (спинной стороной вверх, хвостовой стороне слева) B2:. То же самое с спинного мозга подвергаются и расчлененный C1:. Спинной мозг изолированных . (ростральной сторона слева) C2: спинной мозг готов для встраивания (вентральной стороной вверх, ростральной сторона слева). Обратите внимание на меньший штифт насекомое на ростральной стороне D1:.. Спинной мозг в агара стакане (ростральной сторона Дау, вентральной стороне , обращенной к нижней части ) D2: Вырезать агар блок со встроенным спинным мозгом. Обратите внимание на угол 35 ° спинальные формы шнура с основанием блока и поясничного утолщения (стрелка). Шкала баров 1 см. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

2. Размещение нарежьте Палаты

Примечание: Ventral корни переменного размера.

  1. Подготовьте коробку различных пипеток с диаметром наконечника в пределах от 40 до 170 мкм, заранее. Для приготовления всасывающие пипеток, готовят много пипетки с длинным конусом. Используя алмазный нож, сделать разрез в разных положениях. Затем под рассекает микроскопом, разбить его, нажав на кончик с помощью пинцета.
  2. Удалите камеру из записи микроскопа и поместите его под рассекает микроскопом.
  3. Выберите фрагмент, который содержит вентральной корень достаточной длины (2 мм и более), чтобы быть установлен на всасывающей стимуляции электрода. Выбор правильной ориентации среза с брюшным корнями вверх (рис 2А) и тонко разрезал агар вокруг вентральные корешки, оставляя остальную часть агара вокруг среза (Фигура 2В).
    Примечание: Поскольку агар тверже, чем срез, это позволит нити якоря срезе, чтобы опираться на агар, а не на срез и, таким образом, вnchor не повредит ткань. Убедитесь , что нити якоря срезе находятся выше мотонейроного бассейна (показано красным цветом на рисунке 2в).
  4. Установите камеру обратно на микроскоп и непрерывно заливать записи камеры с ACSF со скоростью 1 - 2 мл / мин, при комнатной температуре. Используя стеклянную пипетку , заполненную ACSF и подсоединенный к шприцу, сосать один из вентральной корня (стрелка на рисунке 2 , в ). Для достижения хорошей стимуляции вентрального корня, кончик пипетки должен быть плотно вокруг вентральной корня. Один полюс должен быть в стимулирующий электрод, а другой в ванне (или подсоединенного к фиксации потенциала электрода сравнения,).
  5. Достичь пэтч-кламп записи требуемого типа клеток и записывают эффект вентральной корня стимуляции , как описано previsouly 10.
    1. При этом использовать усилитель для сбора данных. Фильтр записи целых клеток на 3 кГц. Оцифровка на 10 кГц. Компенсировать мост сопротивление в Curreнт-зажим режима.

figure-protocol-2
Рисунок 2. Брюшной Root Получение
A: поясничного отдела спинного мозга срез встроен в агар с вентральной корень лицевой стороной вверх B:. Поясничного отдела спинного мозга срез с вентральных корешках освобождали от агара C:. Поясничного отдела спинного мозга срез с раздражающего электрода плотно расположенных вокруг брюшных корней (стрелка) , Обратите внимание на расположение клеток Реншоу , выражающих красную флуоресценцию в 28 chrna2-Cre мышей скрещивали с репортером мыши R26 Том 17. Шкала баров 1 мм. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Подтверждение идентичности мотонейроном Использование Потенциалы Антидромная действий

Cell нацеливание

Мотонейроны находятся в вентральном роге (видимый в красном цвете на рисунке 2в). Начните с пачкой аксонов, образующих вентральной корень и идти вверх до тех пор, пока пучок полностью рассеивает и один начинает видет...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Косая нарезка спинного мозга имеет важное значение, поскольку она позволяет односторонней стимуляции мотонейронов бассейнов и клеток Реншоу в одном позвоночном сегменте в надежной, всеобъемлющей и определенным образом. Кроме того, она позволяет быстро, элегантной и не двусмысленной идентификации зарегистрированных мотонейронов. Далее, мы будем выделить преимущества этого метода по сравнению с другими способами получения среза, а затем мы подчеркиваем из наиболее распространенных ошибок, которых следует избегать при выпо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы благодарят Marin Мануэля и Оливия Гольдмана-Szwajkajzer за помощь в принятии фотографии. Авторы также благодарят Arjun Masukar и Tobias Бок за вычитку рукописи. Финансовые опоры были предоставлены Agence Nationale Recherche пур ля (Гипер-БДН, ANR-2010-Blan-1429-01), НИЗ-NINDS (R01NS077863), то Тьерри Latran Foundation (OHEX проекта), французская ассоциация миопатия ( грант номер 16026) и Target ALS Бидани. Феликс Лерой был получателем "Contrat докторских" из Ecole Normale Supérieure, Качан.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Na-kynurenateABCAMab120256растворяется лучше, чем другие бренды
KClSigmaP3911
2PO4SigmaP5655
sucrose SigmaS9378
NaHCO3 SigmaS6014
CaCl2 G BiosciencesR040
MgCl2 Качество биологическое351-033-721
глюкоза SigmaG5767
аскорбиновая кислота SigmaA5960
Na-pyruvate SigmaP2250
К-глюконат SigmaP1847
EGTA SigmaE3889
HEPES SigmaH4034
NaClSigmaS9888
АгарSigmaA9799
QX-314АломонQ150
Mg-ATPSigmaA9187
CsOHSigma232041
Na-GTPSigma51120
глюконовая кислотаSigmaG1951
Раствор гидроксида цезияSigma232041
KOHSigmaP5958
Весенние ножницы Vannas - 2,5 мм FST15000-08использовать только для разрезания твердой мозговой оболочки, может быть поврежден при разрезании костей
СтимуляторA-M SystemsИзолированный импульсный стимулятор Модель 2100
ВибратомCampdenВибрационный микротом 7000 - Модель 7000smz-2

Ссылки

  1. Brooks, C. M., Downman, C. B., Eccles, J. C. After-potentials and excitability of spinal motoneurones following antidromic activation. J Neurophysiol. 13 (1), 9-38 (1950).
  2. Bories, C., Amendola, J., Lamotte d'Incamps, B., Durand, J. Early electrophysiological abnormalities in lumbar motoneurons in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Eur J Neurosci. 25 (2), 451-459 (2007).
  3. Takahashi, T. Membrane currents in visually identified motoneurones of neonatal rat spinal cord. J Physiol. 423, 27-46 (1990).
  4. Hori, N., Tan, Y., Strominger, N. L., Carpenter, D. O. Intracellular activity of rat spinal cord motoneurons in slices. J Neurosci Methods. 112 (2), 185-191 (2001).
  5. Arai, Y., Mentis, G. Z., Wu, J. Y., O'Donovan, M. J. Ventrolateral origin of each cycle of rhythmic activity generated by the spinal cord of the chick embryo. PLoS One. 2 (5), e417(2007).
  6. Cullheim, S., Lipsenthal, L., Burke, R. E. Direct monosynaptic contacts between type-identified alpha-motoneurons in the cat. Brain Res. 308 (1), 196-199 (1984).
  7. Cullheim, S., Kellerth, J. O., Conradi, S. Evidence for direct synaptic interconnections between cat spinal alpha-motoneurons via the recurrent axon collaterals: a morphological study using intracellular injection of horseradish peroxidase. Brain Res. 132 (1), 1-10 (1977).
  8. Gogan, P., Gueritaud, J. P., Horcholle-Bossavit, G., Tyc-Dumont, S. Direct excitatory interactions between spinal motoneurones of the cat. J Physiol. 272 (3), 755-767 (1977).
  9. Ichinose, T., Miyata, Y. Recurrent excitation of motoneurons in the isolated spinal cord of newborn rats detected by whole-cell recording. Neurosci Res. 31 (3), 179-187 (1998).
  10. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Four excitatory postsynaptic ionotropic receptors coactivated at the motoneuron-Renshaw cell synapse. J Neurosci. 28 (52), 14121-14131 (2008).
  11. Renshaw, B. Central effects of centripetal impulses in axons of spinal ventral roots. J Neurophysiol. 9, 191-204 (1946).
  12. Renshaw, B. Interaction of nerve impulses in the gray matter as a mechanism in central inhibition. Fed Proc. 5 (1 Pt 2), 86(1946).
  13. Renshaw, B. Observations on interaction of nerve impulses in the gray matter and on the nature of central inhibition). Am J Physiol. 146, 443-448 (1946).
  14. Pambo-Pambo, A., Durand, J., Gueritaud, J. P. Early excitability changes in lumbar motoneurons of transgenic SOD1G85R and SOD1G(93A-Low) mice. J Neurophysiol. 102 (6), 3627-3642 (2009).
  15. Quinlan, K. A., Schuster, J. E., Fu, R., Siddique, T., Heckman, C. J. Altered postnatal maturation of electrical properties in spinal motoneurons in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. J Physiol. 589 (Pt 9), 2245-2260 (2011).
  16. Martin, E., Cazenave, W., Cattaert, D., Branchereau, P. Embryonic alteration of motoneuronal morphology induces hyperexcitability in the mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Neurobiol Dis. 54, 116-126 (2013).
  17. Hadzipasic, M., et al. Selective degeneration of a physiological subtype of spinal motor neuron in mice with SOD1-linked ALS. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16883-16888 (2014).
  18. Wichterle, H., Lieberam, I., Porter, J. A., Jessell, T. M. Directed differentiation of embryonic stem cells into motor neurons. Cell. 110 (3), 385-397 (2002).
  19. Tallini, Y. N., et al. BAC transgenic mice express enhanced green fluorescent protein in central and peripheral cholinergic neurons. Physiol Genomics. 27 (3), 391-397 (2006).
  20. Manuel, M., et al. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. J Neurosci. 29 (36), 11246-11256 (2009).
  21. Obeidat, A. Z., Nardelli, P., Powers, R. K., Cope, T. C. Modulation of motoneuron firing by recurrent inhibition in the adult rat in vivo. J Neurophysiol. 112 (9), 2302-2315 (2014).
  22. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Imhoff-Manuel, R. D., Zytnicki, D. Early intrinsic hyperexcitability does not contribute to motoneuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis. Elife. 3, (2014).
  23. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Zytnicki, D. Potassium currents dynamically set the recruitment and firing properties of F-type motoneurons in neonatal mice. J Neurophysiol. 114 (3), 1963-1973 (2015).
  24. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Subunit composition and kinetics of the Renshaw cell heteromeric nicotinic receptors. Biochem Pharmacol. 86 (8), 1114-1121 (2013).
  25. Lamotte d'Incamps, B., Krejci, E., Ascher, P. Mechanisms shaping the slow nicotinic synaptic current at the motoneuron-renshaw cell synapse. J Neurosci. 32 (24), 8413-8423 (2012).
  26. Dugue, G. P., Dumoulin, A., Triller, A., Dieudonne, S. Target-dependent use of co-released inhibitory transmitters at central synapses. J Neurosci. 25 (28), 6490-6498 (2005).
  27. Mentis, G. Z., Siembab, V. C., Zerda, R., O'Donovan, M. J., Alvarez, F. J. Primary afferent synapses on developing and adult Renshaw cells. J Neurosci. 26 (51), 13297-13310 (2006).
  28. Perry, S., et al. Firing properties of Renshaw cells defined by Chrna2 are modulated by hyperpolarizing and small conductance ion currents Ih and ISK. Eur J Neurosci. 41 (7), 889-900 (2015).
  29. Thurbon, D., Luscher, H. R., Hofstetter, T., Redman, S. J. Passive electrical properties of ventral horn neurons in rat spinal cord slices. J Neurophysiol. 79 (5), 2485-2502 (1998).
  30. Zengel, J. E., Reid, S. A., Sypert, G. W., Munson, J. B. Membrane electrical properties and prediction of motor-unit type of medial gastrocnemius motoneurons in the cat. J Neurophysiol. 53 (5), 1323-1344 (1985).
  31. Cooper, S., Sherington, C. S. Gower's tract and spinal border cells. Brain. 63, 123-124 (1940).
  32. Morin, F., Schwartz, H. G., O'Leary, J. L. Experimental study of the spinothalamic and related tracts. Acta Psychiatr Neurol Scand. 26 (3-4), 371-396 (1951).
  33. Sengul, G., Fu, Y., Yu, Y., Paxinos, G. Spinal cord projections to the cerebellum in the mouse. Brain Struct Funct. 220 (5), 2997-3009 (2015).
  34. Russier, M., Carlier, E., Ankri, N., Fronzaroli, L., Debanne, D. A-, T-, and H-type currents shape intrinsic firing of developing rat abducens motoneurons. J Physiol. 549 (Pt 1), 21-36 (2003).
  35. Dourado, M., Sargent, P. B. Properties of nicotinic receptors underlying Renshaw cell excitation by alpha-motor neurons in neonatal rat spinal cord). J Neurophysiol. 87 (6), 3117-3125 (2002).
  36. Mitra, P., Brownstone, R. M. An in vitro spinal cord slice preparation for recording from lumbar motoneurons of the adult mouse. J Neurophysiol. 107 (2), 728-741 (2012).
  37. Rothman, S. M. The neurotoxicity of excitatory amino acids is produced by passive chloride influx. J Neurosci. 5 (6), 1483-1489 (1985).
  38. Olney, J. W., Price, M. T., Samson, L., Labruyere, J. The role of specific ions in glutamate neurotoxicity. Neurosci Lett. 65 (1), 65-71 (1986).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

ACSF
Получение Косой спинного мозга Ломтики для вентральных корешков стимуляции
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.