Методическая статья

Измерение функции нервно-Джанкшен

DOI:

10.3791/55227

⸱

6 августа 2017 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Mechanical and Aerospace Engineering, Sapienza University of Rome, 2Institute Pasteur Cenci-Bolognetti, DAHFMO-Unit of Histology and Medical Embryology, Sapienza University of Rome, 3Center for Life Nano Science@Sapienza, Istituto Italiano di Tecnologia

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Функциональной оценки нервно-Джанкшен (NMJ) может обеспечить важную информацию о связи между мышц и нервов. Здесь мы описываем протокол всесторонне оценить функциональность NMJ и мышц, с использованием двух различных мышц нерва препаратов, т.е. камбаловидной седалищного нерва и диафрагма диафрагмального.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Функциональность нервно-Джанкшен (NMJ) играет решающую роль при изучении заболеваний, в которых связь между двигательного нейрона и мышечные нарушения, такие, как старение и боковой амиотрофический склероз (ALS). Здесь мы описываем экспериментальный протокол, который может использоваться для измерения NMJ функциональность путем объединения двух видов электрической стимуляции: прямой стимуляции мышц мембраны и стимуляции через нерв. Сравнение мышцы реакции на эти два разных стимуляцию могут помочь определить, на функциональном уровне, потенциальные изменения в NMJ, которые приводят к функциональной сокращение мышц.

Ex vivo препараты подходят для хорошо контролируемых исследований. Здесь мы описываем интенсивного протокол измерения несколько параметров мышц и NMJ функциональность для подготовки камбаловидной седалищного нерва и для подготовки диафрагма диафрагмального нерва. Протокол длится около 60 минут и проводится непрерывно с помощью заказной программного обеспечения, который измеряет дергаться кинетики свойства, отношения силы частоты для стимуляции мышц и нервов и двух параметров, специфичных для NMJ функциональность, т.е. отказ синапсах и intratetanic усталость. Эта методология была использована для выявления повреждений в подготовке нерва мышц камбаловидной и диафрагмы с помощью SOD1G93A трансгенные мыши, Экспериментальная модель ALS, что повсеместно overexpresses мутант антиоксидант фермента супероксиддисмутаза 1 (SOD1).

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Нервно-Джанкшен (NMJ) является химический СИНАПС формируется связь между мотор концевую мышечные волокна и аксон мотонейрона терминала. Было показано, что NMJ играть решающую роль, когда связь между мышц и нервов нарушается, как происходит старение или боковой амиотрофический склероз (ALS). Как мышцы и нервные общаться в двунаправленный путь1,2, возможность измерения дефектов NMJ отдельно от мышечные дефекты может обеспечить новое понимание их взаимосвязи выкидышей. Действительно эта функциональная оценка может помочь оценить ли Морфологические и биохимические изменения уменьшить синапсах, сигнализации функциональности.

Сравнение мышц сократительной ответ вызвал стимуляции нерва и ответ же мышцы, вызываемые прямой стимуляции ее мембраны было предложено как косвенное измерение NMJ функциональности. Действительно начиная с мембраны стимуляции путем пропуска синапсах сигнализации, любые различия в двух сократительных реакций можно объяснить изменения в NMJ. Такой подход широко предложил для крыс3,4,5,6,7и также используется для сбора информации о мыши модели8,9,10,,1112.

Здесь мы подробно описать процедуру акцизный и протестировать две мышцы нерва препараты, т. е. камбаловидной седалищного нерва и диафрагма диафрагмального препаратов. С помощью заказной программного обеспечения, мы разработали непрерывного тестирования протокол, который сочетает в себе измерение нескольких параметров, которые характеризуют NMJ и мышц функциональность, тем самым давая всеобъемлющую оценку ущерба NMJ отдельно от этого мышцы. В частности Протокол измеряет силу дергаться, кинетики мышц, кривая силы частот для прямого и нерва стимуляции, отказ синапсах13 для стрельбы и столбнячной частот и intratetanic усталость7.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты на животных были одобрены комитетом по этике Римского университета Сапиенца - подразделением гистологии и медицинской эмбриологии и проводились в соответствии с текущей версией итальянского Закона о защите животных.

1. Экспериментальная установка

  1. Создание экспериментальной системы, состоящей из 1 привода/преобразователя, 2 стимуляторов, 1 мышечного аппарата in vitro, 1 подготовительной ванны для тканей, 1 аспирационного электрода, 1 цифрового осциллографа, 1 стереомикроскопа, 1 осветителя холодного света, 1 платы регистрации, 1 блока разъемов и персонального компьютера><. ПРИМЕЧАНИЕ: В данном случае командное программное обеспечение было запрограммировано в LabView и разработано таким образом, чтобы гарантировать высокую гибкость, точность и повторяемость стимуляций. Для каждой стимуляции пользователь может выбрать ширину импульса, частоту, продолжительность, а также решить, будет ли он доставляться к мембране или через нерв. Пользователь также может выбрать продолжительность периода отдыха перед каждой стимуляцией.

2. Оценка сократительных свойств мышц камбаловидной и диафрагмальной мышц NMJ

  1. Прогрев системы
    1. Подготовьте буфер Кребса Рингера class14 и поместите его в ванну монтажного устройства и ванну для подготовительных тканей. Поместите чашку диаметром 60 мм, приготовленную из 4 мл силикона, в ванну для подготовительных тканей.
    2. Включите водяную баню с циркуляцией и установите температуру 30 °C для камбаловидной мышцы и 27 °C для мышцы диафрагмы.
    3. Дайте смеси 95%O2 - 5% CO2 течь в обе ванны.
    4. Включите привод/преобразователь и два стимулятора импульсов и установите значения тока на 300 мА для мембранной стимуляции и на 5 мА для стимуляции нервов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Ранее было показано, что значение тока 300 мА не вызывает значительного сокращения нервных ветвей при добавлении D-тубокурарина в solution15. Величина тока 5 мА соответствует количеству тока, необходимому для стимуляции мышцы через нерв без создания перекрытия с мембранной стимуляцией, вызванной с помощью раствора. Поскольку расстояние между всасывающим электродом и мышцей зависит от длины нерва, это значение тока необходимо тщательно регулировать перед каждым экспериментом, как описано ниже.
  2. Рассечение камбаловидной и диафрагмы
    1. Принесите мышь в жертву шейным вывихом, чтобы свести к минимуму страдания, и немедленно иссеките мышцы для тестирования следующим образом.
    2. Камбаловидно-седалищная подготовка, диссекция и установка
      1. Распылите 70% этанол на ногу мыши и снимите кожу, покрывающую ногу. Сделайте надрез в верхней части ноги ножницами, а затем сильно потяните кожу. Изолируйте ахиллово сухожилие от большеберцовой кости, а затем разрежьте ахиллово сухожилие ножницами.
      2. Плотно зажмите сухожилие парой щипцов и аккуратно стяните икроножную мышцу вместе с камбаловидной мышцей. Как только проксимальное сухожилие камбаловидной кости обнажится, разрежьте всю икру ножницами, продолжая держать ахиллово сухожилие. Немедленно поместите образец ткани в подготовительную ванну для тканей.
      3. Поместите подготовительную ванну под стереомикроскоп и прикрепите теленка к силиконовой посуде с помощью штифтов из нержавеющей стали диаметром 0,20 мм. С помощью пары щипцов зажмите проксимальное сухожилие камбаловидной кости и аккуратно потяните его, чтобы обнажить седалищную иннервацию.
      4. Как только иннервация будет обнажена (Рисунок 1), осторожно удалите окружающие ткани, чтобы обнажить около 5 мм нерва. Используйте тонкие ножницы, чтобы разрезать нерв. Плотно зажимая камбаловидную мышцу на проксимальном отделе сухожилия с помощью щипцов, снова потяните ее и иссеките, разрезав ахиллово сухожилие ножницами.
      5. Пропустите нейлоновую проволоку через отверстие рычага рычага привода/преобразователя. Создайте петлю на конце проволоки и возьмитесь за ахиллово сухожилие, прежде чем тянуть проволоку назад, пока мышца не достигнет ванны крепежного устройства. Зажмите проксимальный отдел сухожилия внутри неподвижного зажима и обвяжите нейлоновую проволоку вокруг рычага. Позвольте мышце уравновеситься в растворе.
      6. Определите начальную оптимальную длину (L0).
        1. Сначала растяните мышцу, чтобы предварительно нагрузить ее на 10 мН (это значение гарантирует максимальную силу подергивания (на основе опыта)). Затем мягко растяните мышцу, чтобы изменить преднагрузку, и стимулируйте ее серией одиночных импульсов. Оптимальная длина достигается при измерении максимальной силы подергивания.
    3. Диафрагмально-диафрагмальная подготовка, диссекция и установка
      1. Распылите 70% этанол на кожу мыши. Удалите кожу, покрывающую мышцу диафрагмы, сделав разрез над грудиной ножницами и сильно натянув кожу.
      2. Ножницами разрежьте брюшную полость горизонтально ниже грудины и аккуратно удалите кишечник и органы с помощью щипцов. С помощью толстых ножниц разрежьте позвоночник.
      3. Срежьте ребра примерно на 1 см выше грудины и действуйте горизонтально. Аккуратно удалите наружные органы с помощью пары щипцов и разрежьте позвоночник, чтобы получить круглое кольцо ребер, содержащее диафрагму.
      4. Вымойте препарат в чашке, содержащей буфер Krebs Ringer, а затем поместите его в силиконовую чашку внутри ванны для подготовительных тканей верхней стороной вверх, а грудиной — вперед.
      5. С помощью стереомикроскопа осторожно удалите легкие и оставшиеся органы; диафрагмальный нерв будет виден с правой стороны (Рисунок 2A).
      6. Подрежьте ребра так, чтобы осталось кольцо около 2 мм по всей длине диафрагмы.
      7. С помощью щипцов закрепите один штифт из нержавеющей стали диаметром 0,20 мм на центральном сухожилии диафрагмы в точке, соответствующей иннервации диафрагмального нерва, и другой штифт на ребрах на той же оси, чтобы определить интересующую полоску диафрагмы.
      8. Закрепите два дополнительных штифта на центральном сухожилии и еще два штифта на ребрах по обе стороны от выбранной полосы, чтобы выложить диафрагму. При необходимости очистите диафрагмальный нерв от окружающей соединительной ткани с помощью щипцов.
      9. Используя изогнутое лезвие, разрежьте диафрагму по обе стороны от иннервации, чтобы определить полосу сухожилия-мышц-ребра, как показано на рисунке Рисунок 2B.
      10. Пропустите нейлоновую проволоку через отверстие рычага рычага привода/преобразователя. Создайте петлю на конце проволоки и возьмитесь за сухожилие, прежде чем тянуть проволоку назад, пока мышца не достигнет ванны монтажного устройства.
      11. Зажмите ребра внутри неподвижного зажима и обвяжите нейлоновую проволоку вокруг рычага.
      12. Дайте мышце сбалансироваться в растворе и определите начальную оптимальную длину (L0).
        1. Растяните мышцу, чтобы предварительно нагрузить ее на 5 мН. Мягко растягивайте мышцу, чтобы изменить преднагрузку, и стимулируйте ее серией одиночных импульсов. Оптимальная длина достигается при измерении максимальной силы подергивания.

figure-protocol-1
Рисунок 1 - Подготовка камбаловидно-седалищного нерва. Камбаловидно-седалищный нерв во время хирургической операции для проведения функциональных проб. Седалищный нерв обнажается с помощью щипцов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-protocol-2
Рисунок 2 - Препарат диафрагмально-диафрагмального нерва. На рисунке показана фаза иссечения препарата диафрагмально-диафрагмального нерва (А) и полоска, которая будет установлена для функциональных проб (В). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

  1. Измерение свойств NMJ отдельно от сократительной способности мышц
    1. Установите наилучшую интенсивность тока для стимуляции через нерв и убедитесь, что импульсы тока, подаваемые через всасывающий электрод, не вызывают сокращения мышц из-за распространения тока в ванне.
      1. Поместите всасывающий электрод рядом с мышцей и втяните нерв внутрь. Плавно увеличивая интенсивность тока (начиная с 5 мА), стимулируйте мышцу серией одиночных импульсов. Оптимальное значение тока определяется при максимальном усилии подергивания.
      2. Вытолкните нерв из электрода и подайте несколько одиночных импульсов. Следите за тем, чтобы мышца не сокращалась из-за перекрытия с помощью мембранной стимуляции с помощью раствора. Снова втяните нерв.
    2. Запустите программу и выберите входной файл для запуска нужного протокола тестирования.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Входной файл включает в себя все параметры стимуляции, необходимые для запуска всего протокола. Несмотря на то, что для двух мышц используется одна и та же структура протокола, параметры стимуляции различаются в зависимости от протокола, относящегося к камбаловидным или диафрагмальным мышцам.
      1. Стимуляция камбаловидно-седалищного нерва (см. табл. 1)
        1. Используйте следующие длительности импульсов для всех электростимуляций: 1,4 мс для стимуляции седалищного нерва и 0,1 мс для прямой стимуляции камбаловидной мышцы. Полный протокол длится около 65 минут.
      2. Стимуляция диафрагмально-диафрагмального нерва (см. табл. 2)
        1. Для всех видов электростимуляции используйте следующие длительности импульсов: 1,8 мс для стимуляции диафрагмального нерва и 0,2 мс для прямой стимуляции диафрагмы. Полный протокол длится около 55 минут.
      3. В конце протокола эксперимента измерьте длину и вес мышцы во влажном состоянии с помощью аналогового штангенциркуля с точностью 0,05 мм и прецизионной шкалы с точностью 0,1 мг соответственно.
        1. Вычислите площадь поперечного сечения (CSA), разделив мышечную массу на произведение оптимальной длины волокон (Lf) на плотность скелетных мышц млекопитающих (1,06 мг/мм3)16.
          ПРИМЕЧАНИЕ: Lf получается путем умножения L0 на отношение длины волокна к длине мышцы (0,71 для камбаловидной мышцы16 и 1 для диафрагмальной мышцы17).
Тип экспериментачастотадлительностьПовторенийСтимуляция мышц или нервовцель
(Гц)(ы)
дергатьОдиночный импульс1мышцаСила и кинетика Twitch
отдых30
дергатьОдиночный импульс1нерв
отдых30
дергатьОдиночный импульс1мышца
отдых30
дергатьОдиночный импульс1нерв
отдых120
Несросшийся столбняк400,81нервКривые силы/частоты для стимуляции нервов и мышц
отдых180
Несросшийся столбняк600,81мышца
отдых180
Сросшийся столбняк800,81нерв
отдых180
Несросшийся столбняк200,81мышца
отдых180
Несросшийся столбняк600,81нерв
отдых180
Сросшийся столбняк800,81мышца
отдых180
Несросшийся столбняк200,81нерв
отдых180
Несросшийся столбняк400,81мышца
отдых300
Парадигма усталости350,81 стимуляция мышц с последующим 14 нервными стимуляциями со временем покоя 1,2 с каждая, повторенные 20 разСбой нейротрансмиссии (НФ)
отдых900
Парадигма усталости800,81 стимуляция мышц с последующим 14 нервными стимуляциями со временем покоя 1,2 с каждая, повторенные 20 разНейротрансмиссионная недостаточность (НФ) и интратаническая усталость (ИФ)

Таблица 1 - Протокол стимуляции камбаловидно-седалищного нерва. В таблице указана последовательность исследований, которые формируют полный протокол тестирования препаратов камбаловидно-седалищного нерва.

Тип экспериментачастотадлительностьПовторенийСтимуляция мышц или нервовцель
(Гц)(ы)
дергатьОдиночный импульс1мышцаСила и кинетика Twitch
отдых30
дергатьОдиночный импульс1нерв
отдых30
дергатьОдиночный импульс1мышца
отдых30
дергатьОдиночный импульс1нерв
отдых120
Несросшийся столбняк600,51нервКривые силы/частоты для стимуляции нервов и мышц
отдых120
Сросшийся столбняк1000,51мышца
отдых180
Несросшийся столбняк400,51нерв
отдых120
Несросшийся столбняк200,51мышца
отдых120
Несросшийся столбняк800,51нерв
отдых150
Несросшийся столбняк800,51мышца
отдых150
Несросшийся столбняк200,51нерв
отдых120
Сросшийся столбняк1000,51мышца
отдых150
Сросшийся столбняк1000,51нерв
отдых180
Несросшийся столбняк600,51мышца
отдых300
Парадигма усталости350,331 стимуляция мышц с последующим проведением 14 стимуляций нервов со временем покоя 0,67 с каждая, повторенная 20 разСбой нейротрансмиссии (НФ)
отдых900
Парадигма усталости800,331 стимуляция мышц с последующим проведением 14 стимуляций нервов со временем покоя 0,67 с каждая, повторенная 20 разНейротрансмиссионная недостаточность (НФ) и интратаническая усталость (ИФ)

Таблица 2 - Протокол стимуляции диафрагмально-диафрагмального нерва. В таблице указана последовательность тестов, которые составляют полный протокол тестирования препаратов диафрагмально-диафрагмального нерва.

3. Анализ данных

ПРИМЕЧАНИЕ: В конце протокола вычислите все желаемые параметры, как показано ниже.

  1. От однократной импульсной стимуляции
    1. Вычислите силу подергивания (мН; максимальная активная сила, создаваемая во время подергивания) и удельную силу подергивания (мН/мм2). Вычислите его, вычтя начальное значение преднагрузки до максимальной силы, создаваемой мышцей. Вычислите удельную силу подергивания как силу подергивания, деленную на CSA мышцы.
    2. Вычислите время до пикового напряжения (TTP) (мс) как время от отпускания импульса до силы подергивания.
    3. Вычислите время полурелаксации (1/2RT) (мс) как время от силы подергивания до 50% силы подергивания.
    4. Вычислите dF/dt (мН/мс) как максимальное значение производной силы во время сократительной фазы.
    5. Вычислите -dF/dt (мН/мс) как максимальное значение производной силы во время фазы ослабления.
  2. От стимуляции серией импульсов
    1. Вычислите неплавленную силу (мН) и удельную неплавленную силу (мН/мм2). Вычислите его, вычтя начальное значение преднагрузки до максимальной силы, создаваемой мышцей. Вычислите удельную неслитую силу как неслитую силу, деленную на мышцу CSA.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Неслитая сила — это максимальная активная сила, возникающая во время последовательности импульсов с частотой ниже тетанической частоты.
    2. Вычислите тетаническую силу (мН) и удельную тетаническую силу (мН/мм2); максимальная сила — это максимальная активная сила, создаваемая во время последовательности импульсов, подаваемых на тетанической частоте. Вычислите его, вычтя начальное значение преднагрузки до максимальной силы, создаваемой мышцей. Вычислите удельную тетаническую силу как тетаническую силу, деленную на мышечную CSA.
    3. Вычисление кривой сила-частота. Составьте график величины силы (или удельной силы), полученной для каждой стимуляции, в зависимости от возрастающей частоты стимуляции. Как правило, она начинается с стимуляции одним импульсом и заканчивается тетанической частотой.
  3. Из парадигм усталости
    1. Рассчитать сбой нейротрансмиссии (NF) как:
      figure-protocol-3
      где MF — уменьшение силы после стимуляции мышц, а F — уменьшение силы после стимуляции нервов, измеренное на первой серии пульсов после стимуляции мышц.
    2. Рассчитайте внутреннюю усталость (ЕСЛИ) как:
      figure-protocol-4
      где Flp — сила, создаваемая мышцей при последнем импульсе стимуляции, а Fm — максимальная сила, создаваемая мышцей во время той же последовательности импульсов. Что касается стимуляции нервов, рассчитайте внутреннее утомление на первой последовательности импульсов сразу после прямой стимуляции.

4. Статистический анализ

ПРИМЕЧАНИЕ: Модели статистического анализа должны быть выбраны в соответствии с тем, сравнивается ли мышечная реакция на стимуляцию нервов и мембран в рамках одной и той же животной модели или между 2 разными животными моделями18,19.

  1. Используйте t-критерий Стьюдента для TTP, 1/2RT, dF/dt, -dF/dt при сравнении только мышечных реакций на прямую и непрямую стимуляцию. При сравнении мышечных препаратов, полученных из 2 разных линий мышей, используйте двухфакторный ANOVA с типом стимуляции и напряжением мыши в качестве фиксированных факторов. Когда двухфакторный ANOVA дает значимый результат, используйте несколько сравнительных тестов для поиска статистических различий.
  2. Для кривой сила-частота (если сравнивать только мышечные реакции на прямую и непрямую стимуляцию) используйте 2-way ANOVA с типом стимуляции и частотой стимуляции в качестве фиксированных факторов. При необходимости используйте несколько сравнительных тестов.
    1. При сравнении мышечных препаратов, полученных из 2 разных линий мышей, используйте 3-факторный ANOVA с типом стимуляции, частотой стимуляции и напряжением мыши в качестве фиксированных факторов.
      1. Когда 3-факторный ANOVA дает значительное влияние факторов напряжения животного и типа стимуляции, используйте 2-факторный ANOVA для выявления значимых различий между 2 группами одновременно. Например, можно оценить различия между мышечным ответом двух групп на мембранную стимуляцию или между мышечным ответом на прямую и непрямую стимуляцию в пределах одной группы.
  3. Интратанная усталость
    Примечание: Поскольку протокол был разработан для вызова усталости в ответ на стимуляцию нервов даже у контрольных мышей, этот параметр может быть использован только для исследования различий между двумя линиями мышей, а статистический анализ в пределах одной группы всегда даст существенные различия.
    1. Для сравнения двух групп используйте 3-факторную ANOVA с типом стимуляции, временем и напряжением мыши в качестве фиксированных факторов. Когда 3-факторный ANOVA дает значительный эффект факторов напряжения животного и типа стимуляции, используйте 2-факторный ANOVA для выявления существенных различий между 2 группами одновременно, как для кривой сила-частота.
  4. При сбое нейротрансмиссии используйте 2-way ANOVA с напряжением животного и временем в качестве фиксированных факторов. Если он возвращает значимые результаты, используйте несколько сравнительных тестов для поиска статистических различий.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку этот параметр возвращает только одно значение для каждой разновидности мыши, он позволяет сравнивать различные модели мыши.
  5. Для мышечной массы, длины и СЗД используйте t-критерий Стьюдента для изучения различий при сравнении мышечно-нервных препаратов на разных животных моделях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол, который мы описали содержит информацию о функциональных денервации в несколько нервно-мышечных заболеваний или старения саркопения. Этот протокол может использоваться для определения (и, если да, то на каком уровне) мышечные изменения, из-за избирательного изменения, которые происходят в мышцах, сам или в нервно-мышечной передачи. Данные, показанные ниже приведены результаты предыдущей работы нашей группы18, проведенных на SOD1G93A трансгенные ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Экспериментальный протокол, описанные выше обеспечивает идеальный способ измерения и дискриминацию любые функциональные изменения, которые произошли непосредственно в мышцы или косвенно на уровне нервно-Джанкшен. Так как эта техника основана на косвенные измерения NMJ функциональность, не может использоваться для создания, если неисправность связана морфологические изменения или биохимические изменения. Наоборот она предоставляют эффективный способ определения ли Морфологические и биохимические изменения сократили синапс...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Работа в лаборатории авторов было поддержано Fondazione рома и "Телетон" (Грант нет. GGP14066).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Двухрежимная рычажная система Аврора Сайентиал Инк.Привод/преобразователь300B
Мощный двухфазный стимулятор Аврора Сайентиал Инк.701BПульсовый стимулятор (нерв)
Мощный двухфазный стимулятор Аврора Сайентиал Инк.701CПульсовый стимулятор (мышцы)
Мышечный аппарат in vitro Аврора Сайентиал Инк.800А
Подготовительная тканевая ваннаRadnoti158400
Монополярный всасывающий электродА-М Системы573000с самодельным артикулом 
Осциллограф TektronixTDS2014
СтереомикроскопNikonSMZ 800
Осветитель холодного света Фотонная оптикаPL 3000
Плата сбора данныхNational InstrumentsNI PCIe-6353
Блок разъемовNational InstrumentsNI 2110
Персональный компьютерAMD Phenom II x4 970Процессор 3,50 ГГц с Windows 7
LabView 2012 программное обеспечениеNational Instruments
Krebs-Ringer Bicarbonate Буфер Сигма-ОлдричК4002 физиологический буфер
Бикарбонат натрияSigma-AldrichS5761 
Хлорид кальция CaCl2Sigma-AldrichC4901безводный, порошкообразный, ≥ 97%
Буфер HEPESSigma-AldrichH3375≥ 99,5% (титрование)
Посуда 60 мм x 15 ммFalcon353004полистирол
силиконSylgard 184 Силикон Набор эластомеров  0,5 кг.
ТермостатDennerleDigitalDuomat 1200
НасосNewa MiniMN 606для аквариума
Термостойкость ТермокабельLucky Reptile61403-150/60 Гц 50 Вт
Ведролюбое 10 литровПолипропилен
O2 + 5% CO2siadMix gas
#5 ЩипцыИнструменты для тонкой науки11252-202 предмета
Пружинные ножницы - 8 мм ЛезвияИнструменты для тонкой науки15024-10Иссечение нерва
Острые ножницы Инструменты для изобразительной науки 14059-11Удаление мышц
Деликатные ножницыВагнера02.06.32наружная часть животного
Студент Ручка скальпеля #3Fine Science Tools 91003-12 
Лезвия для скальпеля # 10Fine Science Tools 10010-00
Лезвия скальпеля # 11Инструменты для тонкой науки 10011-00
нейлоновая проволока & Oslash; 0,16 ммлюбой

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dadon-Nachum, M., Melamed, E., Offen, D. The "dying-back" phenomenon of motor neurons in ALS. J Mol Neurosci. 43 (3), 470-477 (2011).
  2. Dobrowolny, G., et al. Skeletal Muscle Is a Primary Target of SOD1G93A-Mediated Toxicity. Cell Metab. 8 (5), 425-436 (2008).
  3. Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Neurotrophins improve neuromuscular transmission in the adult rat diaphragm. Muscle Nerve. 29 (3), 381-386 (2004).
  4. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  5. Sieck, D. C., Zhan, W. Z., Fang, Y. H., Ermilov, L. G., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Structure-activity relationships in rodent diaphragm muscle fibers vs. neuromuscular junctions. Respir Physiol Neurobiol. 180 (1), 88-96 (2012).
  6. Van Lunteren, E., Moyer, M. Effects of DAP on diaphragm force and fatigue, including fatigue due to neurotransmission failure. J Appl Physiol. 81 (5), 2214-2220 (1996).
  7. Van Lunteren, E., Moyer, M., Kaminski, H. J. Adverse effects of myasthenia gravis on rat phrenic diaphragm contractile performance. J Appl Physiol. 97 (3), 895-901 (2004).
  8. Lee, Y., Mikesh, M., Smith, I., Rimer, M., Thompson, W. Muscles in a mouse model of spinal muscular atrophy show profound defects in neuromuscular development even in the absence of failure in neuromuscular transmission or loss of motor neurons. Dev Biol. 356 (2), 432-444 (2011).
  9. Personius, K. E., Sawyer, R. P. Variability and failure of neurotransmission in the diaphragm of mdx mice. Neuromuscular Disord. 16 (3), 168-177 (2006).
  10. Röder, I. V., Petersen, Y., Choi, K. R., Witzemann, V., Hammer, J. A., Rudolf, R. Role of myosin Va in the plasticity of the vertebrate neuromuscular junction in vivo. PLoS ONE. 3 (12), e3871(2008).
  11. Chevessier, F., et al. A mouse model for congenital myasthenic syndrome due to MuSK mutations reveals defects in structure and function of neuromuscular junctions. Hum Mol Genet. 17 (22), 3577-3595 (2008).
  12. Farchi, N., Soreq, H., Hochner, B. Chronic acetylcholinesterase overexpression induces multilevelled aberrations in mouse neuromuscular physiology. J Physiol. 546 (1), 165-173 (2002).
  13. Kuei, J. H., Shadmehr, R., Sieck, G. C. Relative contribution of neurotransmission failure to diaphragm fatigue. J Appl Physiol (Bethesda, Md: 1985). 68 (1), 174-180 (1990).
  14. Del Prete, Z., Musarò, A., Rizzuto, E. Measuring mechanical properties, including isotonic fatigue, of fast and slow MLC/mIgf-1 transgenic skeletal muscle. Ann Biomed Eng. 36 (7), 1281-1290 (2008).
  15. Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Chamberlain, J. S., Brooks, S. V., Faulkner, J. A. Force and power output of fast and slow skeletal muscles from mdx mice 6-28 months old. J Physiol. 535 (2), 591-600 (2001).
  16. Brooks, S. V., Faulkner, J. A. Contractile properties of skeletal muscles from young, adult and aged mice. J Physiol. 404, 71-82 (1988).
  17. Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Faulkner, J. A. Force and power output of diaphragm muscle strips from mdx and control mice after clenbuterol treatment. Neuromuscul Disord. 11 (2), 192-196 (2001).
  18. Rizzuto, E., Pisu, S., Musar, A., Del Prete, Z. Measuring Neuromuscular Junction Functionality in the SOD1 G93A Animal Model of Amyotrophic Lateral Sclerosis. Ann Biomed Eng . 43, (2015).
  19. Soliani, L. Manuale di statistica per la ricerca e la professione statistica univariata e bivariata parametrica e non-parametrica per le discipline ambientali e biologiche. , (2004).
  20. Gurney, M. E., Pu, H., et al. Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation. Science (New York, N.Y). 264 (5166), 1772-1775 (1994).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Neuromuscular Junction FunctionalityElectrical StimulationEx Vivo PreparationSoleus Sciatic NerveDiaphragm Phrenic NerveForce Frequency RelationshipNeurotransmission FailureIntratetanic FatigueTwitch Kinetics PropertiesSOD1 G93A Mouse

Похожие статьи