Методическая статья

Нейроны обработки изображений внутри толстых срезов мозга с помощью метода Гольджи-Кокса

DOI:

10.3791/55358

⸱

18 апреля 2017 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Sciences, Ontario Veterinary College, University of Guelph

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы представляем протокол с использованием метода окрашивания Гольджи-Кокса в толстых участках мозга, для того, чтобы визуализировать нейроны с длинными дендритных деревьев, содержащихся в пробах отдельных тканей. Также представлены два варианта этого протокола, которые включают Cresyl фиолетовые контрастные и замораживание необработанных мозгов для длительного хранения.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Метод Гольджи-Кокса нейронного окрашивания был использован в течение более чем двух сотен лет, чтобы продвинуть наше понимание морфологии нейронов в пределах гистологических образцов мозга. Несмотря на то, что является предпочтительным с практической точки зрения, чтобы подготовить участки мозга при наибольшей толщине возможно, для того, чтобы увеличить вероятность выявления окрашенных нейронов, которые полностью содержащихся в отдельных разделах, этот подход ограничен с технической точки зрения по рабочей дистанции высоких -magnification микроскопа цели. Мы сообщаем здесь протокол к окрашиванию нейронов с помощью метода Гольджи-Кокса в срезах мозга мышей, которые вырезаны при толщине 500 мкм, а для визуализации нейронов по всей глубине этих секций с использованием вертикального микроскопа, установленного с высокой разрешающей способностью 30X силикона 1,05 Н.А. цель масла погружения, который имеет рабочее расстояние 800 мкм. Мы также сообщаем два полезных варианта этого протокола, которые могут быть использованы для контрастной поверхностиустановлены срезы головного мозга с крезили Вайолет Ниссл пятно, или заморозить целые мозги для длительного хранения до секционирования и окончательной обработки. Основной протокол и его два варианты получение окрашенных толстых срезов головного мозга, в течение которого полные нейрон дендритных дерева и дендритные шипы могут быть надежно визуализироваться и количественно.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Визуализация отдельных нейронов в образцах тканей позволяет на месте анализа нейронных морфологических характеристик, которые значительно продвинули наше понимание мозга и как это может быть под влиянием эндогенных заболеваний или экзогенных факторов окружающей среды. Метод окрашивания Гольджи-Кокса является экономически эффективными, относительно простых способами окрашивания случайной выборки нейронов в головном мозге. Во- первых , разработанный Гольджи 1 и модифицированной Коксом 2 в 1800 - х годах, исследователи доработан эту технику на протяжении многих лет , чтобы произвести четкие, хорошо окрашенные нейроны , которые могут быть использованы для визуализации и количественного определения как дендритной морфологии дерева и плотность позвоночника 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9,

Основным техническим фактором для визуализации нейронов, окрашенных в срезах мозга максимальная толщина среза, которая ограничена рабочим расстоянием, имеющихся в наличии высокого увеличения / микрообъективов с высокой разрешающей способностью. Общие цели масло погружения в 60 - 100X диапазон обеспечивают превосходное разрешение, но ограничены их рабочими расстояниями, которые не являются, как правило, не более 200 мкм. Срезы мозга разрезать на мкм диапазона 200 могут быть достаточными , чтобы визуализировать определенные типы нейронов , которые могут содержаться в пределах этой толщины среза, например пирамидальных нейроны в неглубоких слоях коры головного мозга 10, 11, 12, пирамидальных нейронов в области СА1 из гиппокампа 13, 14 и зернистых клеток в зубчатой извилине гиппокампа 15. Нейроны с относительно болеедендритные дерева, такие как пирамидальные нейроны в пределах глубоких слоев коры головного мозга , что для мыши может продлить более 800 мкм от тела 16 клеток, обеспечивает большую проблему , потому что мозг должен были бы быть разрезали на идеальный угле , чтобы содержать все дендриты дерева в пределах 200 мкм ломтиков. Это может даже не быть возможным, если дендрит или любой из его ветвей проходят в ростральной или каудальном направлении. В то время как можно решить это ограничение путем отслеживания нейрона на нескольких соседних участках мозга, этот подход представляет существенную техническую проблему в точном выравнивании разделов для отслеживания 17. Более практичным подходом было бы визуализировать целые нейроны, содержащиеся в срезах головного мозга, которые разрезаются на большей толщины.

Мы сообщаем здесь технику, чтобы окрасить нейроны в пределах 400 - 500 мкм срезах мозга мышей с помощью метода Гольджи-Кокса, и визуализировать их моrphology использование кремния цели масла погружения с высоким разрешением, который имеет рабочее расстояние 800 мкм. Пропитки и обработки протокола Гольджи-Кокса , который мы описываем модифицирован из одной из самых цитируемых современных протоколов в литературе 6. Наш подход с толстыми срезами мозга обеспечивает преимущество увеличения вероятности идентификации нейронов любого типа, которые полностью входит в секции. В дополнении к основному протоколу, мы также присутствует два варианта, которые обеспечивают уникальные преимущества: (1) Гольджи-Кокса окрашивание с крезили фиолетовые контрастирующие на поверхности смонтированных участков, с тем чтобы определить границы областей головного мозга и определить слои кора головного мозга, и (2) Гольджи-Кокса окрашивание с промежуточной стадии замораживания для длительного хранения пропитанных весь мозг перед секционирования и окончательная обработка.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Взрослые самки мышей CD1-деформированного были использованы в данном исследовании. Подобное окрашивание может быть выполнено с использованием обоих полов в различных возрастах. Экспериментальные животные заботятся в соответствии с принципами и руководящими принципами Канадского совета по уходу за животными, а также экспериментальный протокол был утвержден в Университете гвельфов животных комитета по уходу.

1. Гольджи-Кокс Окрашивание

  1. Гольджи-Кокса Пропитка Мозги
    1. Сделать раствор Гольджи-Кокса 1% (вес / объем) дихромат калия, 0,8% (вес / объем) хромат калия и 1% (вес / объем) хлорид ртути путем растворения дихромата калия и хромат калия в высококачественной воду отдельно , Смешайте растворы, добавьте хлорид ртути и фильтруют конечный раствор с использованием класса 1 фильтровальной бумаги. Храните раствор в темноте на срок до одного месяца.
    2. Обезболить мышь, используя 5% изофлуран.
    3. Эвтаназии мыши обезглавливания и быстро удалить мозг.
    4. Поместите мозг в сцинтилл ционный флакон на 20 мл, содержащую стеклянную 17 мл раствора Гольджи-Кокса и инкубировать в темноте при комнатной температуре в течение 25 д.
    5. Cryoprotect мозг, помещая его в коническую пробирку 50 мл, содержащую 40 мл сахарозы криопротектора (30% (вес / объем) сахарозы в 0,1 М фосфатном буфере, рН 7,4) в темноте при температуре 4 ° С в течение 24 ч.
      Примечание: Следующий необязательные три шага может быть использован в качестве альтернативы основному протокол, для того, чтобы заморозить мозг на этой стадии для длительного хранения.
    6. Замораживание всего мозга, погрузив его в 200 мл изопентана, который был предварительно охлажденных на сухом льде.
    7. Поместите замороженный мозг в 50 мл коническую пробирку и хранить в темноте при -80 ° C.
    8. Когда готов приступить, растопить мозг, помещая его в коническую пробирку 50 мл, содержащую 40 мл криопротектора сахарозы в темноте при 4 ° С в течение 24 ч.
  2. Мозг Секционирование
    1. Удалить мозг из сахарозы и блокаK его для секционирования, отрезав мозжечок с помощью лезвия бритвы и оставляя плоский край на оставшийся хвостовой конце головного мозга.
    2. Тепло агар (3% (вес / объем) в воде) до тех пор, пока не будет расплавлен и дать остыть до тех пор, пока немного выше его точки плавления.
    3. Поместите мозг в небольшом одноразовом взвешивании блюда с его хвостовым концом лицевой стороной вниз и добавить достаточное количество растопленного агара, чтобы покрыть мозг.
    4. После того, как агар затвердеет, обрезать лишний агар оставляя приблизительно 2 - 4 мм, окружающей мозг и клей мозга стадии вибратомы с его хвостовым концом лицевыми стороной вниз, используя небольшое количество Этилцианакрилата клея.
    5. Заполните область стадии вибратомы с достаточным количеством криопротектора сахарозы, чтобы покрыть мозг, и раздел головного мозга при толщине среза 400 - 500 мкм (в зависимости от области мозга, которые будут рассмотрено), используя частоту колебаний 86 Гц и скорость лезвия продвижение 0,125 мм / с.
    6. Используя маленькую кисть, Участки головного мозга места в лунку 6-луночный планшет для культуры ткани, содержащего коммерчески доступную сетчатое дном вставки и предварительно заполнено 10 мл 6% (вес / объем) сахарозы в 0,1 М фосфатного буфера, рН 7,4.
    7. Инкубируйте разделы в темноте при 4 ° CO / N.
  3. Развитие Срезы мозга
    1. Использование сетки снизу вставки, передавать срезы головного мозга в новую лунке, содержащих 5 мл 2% (вес / объем) параформальдегида (PBD) в 0,1 М фосфатного буфера, рН 7,4. Инкубирует на качалке, двигающейся на медленной скорости в темноте при комнатной температуре в течение 15 мин.
    2. Промыть секции дважды путем переноса их в новые лунки, содержащие 5 мл воды. Промыть на качалке, двигающейся с умеренной скоростью в темноте при комнатной температуре в течение 5 мин.
    3. Передача участков в новую лунку, содержащую 5 мл 2,7% (объем / объем) гидроксида аммония. Инкубирует на качалке, двигающейся с малой скоростью в темноте при комнатной температуре в течение 15 мин.
    4. Промыть секции дважды путем переноса их в новые лунки, содержащие 5 мл воды. Мытье одвигаться с умеренной скоростью в темноте при комнатной температуре в течение 5 мин на коромысла.
    5. Передача участков в новую лунку , содержащую 5 мл Fixative А (см Материалы таблицу) , который был разбавлен водой в 10 раз от своего первоначального приобретенной концентрации. Инкубирует на качалке, двигающейся с малой скоростью в темноте при комнатной температуре в течение 25 мин.
    6. Промыть секции дважды путем переноса их в новые лунки, содержащие 5 мл воды. Промыть на качалке, двигающейся с умеренной скоростью в темноте при комнатной температуре в течение 5 мин.
  4. Монтаж Срезы мозга
    1. Используя маленькую кисть, смонтировать разделы на предметные стекла микроскопа. Удалить лишнюю воду и агар с помощью пинцета и небольшой ткани. Убедитесь в том, что весь агар удален перед продолжением обезвоживания.
    2. Разрешить разделы высохнуть на воздухе при комнатной температуре в течение приблизительно 45 мин (400 мкм секций) или 90 мин (разделы 500 мкм).
      Примечание: Время и надлежащий уровень сухости имеет решающее значение, и, возможно, должны быть определены в каждомлаборатория в зависимости от температуры окружающей среды и уровня влажности. Слишком короткое время сушки приводит к секциям опадания слайдов во время последующих стадий обезвоживания, и слишком долго время сушки приводит к секциям растрескивания. Секции будут по-прежнему являются блестящими на соответствующем уровне сухости.
    3. Пятно участки с крезиловым фиолетовым путем размещения скользит в Коплин окрашивания банок, как показано.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот дополнительный шаг может быть использован для секций, которые никогда не были заморожены, для того, чтобы окрасить нейронные ядра с крезиловым фиолетовым. Мы обнаружили, что очистка и регидратация секции до инкубации в крезиловой фиалке приводит даже окрашивание и низкий фон по разделам.
      1. Место в очищающее средство в течение 5 мин. Повторить один раз.
      2. Место в 100% этаноле в течение 5 мин. Повторить один раз.
      3. Место в 95% этанола в воде, а затем 75% этанола в воде, а затем 50% этанола в воде в течение 2 минут каждый.
      4. Место в воде в течение 5 мин.
      5. Место в 0,5% (вес / объем) CRESYL фиолетовый в воде в течение 7 мин.
      6. Место в воде в течение 2 мин. Повторить один раз.
    4. Высушить секции путем размещения слайдов в Коплине окрашивания банок, как указано.
      1. Место в 50% этанола в воде, а затем 75% этанола в воде, а затем 95% этанола в воде в течение 2 минут каждый.
      2. Место в 100% этаноле в течение 5 мин. Повторить один раз.
      3. Место в очищающее средство в течение 5 мин. Повторить один раз.
        Примечание: Это обезвоживание и клиринговые разы достаточно, чтобы обработать мозг мыши, как описано в этой рукописи. Тем не менее, мы наблюдали для других видов, включая крыс и Коуберд, что заключительный шаг очистка может потребоваться быть продлен до 15 мин общего количества.
    5. Покровная секция с использованием безводной монтажной среды.
    6. Разрешить слайды сушить в горизонтальном положении в темноте при комнатной температуре в течение по крайней мере, 5 дней.

2. визуализации Витражи Нейроны в толстых срезах головного мозга

  1. Захват стеки изображения
    1. Включите микроскоп лампочку, камера и контроллер стадии.
    2. Откройте микроскоп программного обеспечения (например, Neurolucida).
    3. Поместите слайд на предметный столик микроскопа.
    4. Захват 2D широкий вид изображения участка мозга с использованием цели малом увеличении, такие как 1.25x 0,4 Н. А. Planapo или 4X 0,16 Н.А.
      1. Фокус изображения и настроить параметры камеры, включая время экспозиции и баланс белого.
      2. Создать контрольную точку, щелкнув левой кнопкой мыши в любом месте на участке
      3. Захват изображения, выбрав «получить одно изображение» в окне захвата изображений.
    5. Захват среднего разрешения изображения стеки области, содержащей нейроны (ы), представляющих интерес, с использованием 10Х 0,3 Н. UPlan FL N цели.
      1. Фокусировка изображения и настройки параметров камеры, включая экспозицию и баланс белого.
      2. Установите верхние и нижние границы для стека изображений, сосредоточившись на верхнюю часть сечения ай пункт «установить» рядом с «вершины стека» в окне захвата изображений, а затем внимание на нижней части раздела и выбрать «установить» рядом с «Дно стека» в окне захвата изображений.
      3. Установите шаг расстояние до 5 мкм путем ввода «5 мкм» рядом с «расстоянием между изображениями» в окне захвата изображений.
      4. Захват стеки изображений путем выбора «стек получить изображение» в окне захвата изображений.
      5. Повторите описанные выше шаги, чтобы захватить всю интересующую область, убедившись, что все изображения стеки перекрываются, по меньшей мере, на 10% в X и оси Y.
    6. Захват изображения высокого разрешения стеки области, содержащей нейрон интерес, с помощью NA силиконового масла цели погружения в 30X 1,05.
      1. Применяют 3 - 4 капли силиконового иммерсионного масла на предметное стекло и поставить цель над горкой, обеспечивая, чтобы контакт между объективом и О.И.л.
      2. Фокусировка изображения и настройки параметров камеры, включая экспозицию и баланс белого.
      3. Установите верхнюю и нижнюю границы для стека изображений, сосредоточившись на верхней части секции и выбрать «установить» рядом с «вершина стека» в окне захвата изображений, а затем внимание на нижней части раздела и выбрать «установить» рядом с «нижней частью стеки» в окне захвата изображений.
      4. Установка шага расстояние до 1 мкм путем ввода «1 мкм» рядом с «расстоянием между изображениями» в окне захвата изображений.
      5. Захват стеки изображений путем выбора «стек получить изображение» в окне захвата изображений.
      6. Повторите описанные выше шаги, чтобы захватить всю интересующую область, убедившись, что все изображения стеки перекрываются, по меньшей мере, на 10% в X и оси Y.
    7. Сохраните файл данных и сохранить все файлы изображений в формате TIFF для внешней обработки.
  2. Создание Z-проекции изображений и изображение Монтажи
    1. Создание Z-проекции изображений в ImageJ
      1. Открытое программное обеспечение ImageJ, который установлен плагин Био-форматы.
      2. Выберите "Плагины" -> "Био-форматы" -> "Био-форматы Importer".
      3. Выберите файл изображения стека должен быть открыт.
      4. После того как файл открыт, изменения формата в RGB, выбрав «Image» -> «Вид» -> «RGB Color».
      5. Создайте Z-проекцию, выбрав "Image" -> "Стопка" -> "Z Project ...".
      6. Сохранить двумерную Z-проецируемое изображение в виде файла TIFF.
    2. Создание двумерного изображения монтаж всей интересующей области.
      1. Открытое программное обеспечение (например, Adobe Photoshop).
      2. Выберите "Файл" -> "Автоматизация" -> "Photomerge".
      3. Выберите «Просмотр», а затем добавить все Imagэс-файлы, которые будут объединены.
      4. Убедитесь в том, что «Blend Images Together» выбран, а затем выберите «OK».
      5. Сохраните полученный фотомонтаж образ всей области интереса в виде файла TIFF.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол окрашивания Гольджи-Кокс и два его варианта, описанной необязательная могут быть использованы для визуализации отдельных нейронов в пределах 400 - 500 мкм толщины срезов головного мозга. Характерные изображения монтажи двумерных Z-проекций , захваченные с использованием объектива 10х и 5 мкм шаги в оси Z, показаны на рисунке 1: А1 - С1 для большой площади корональных срезов головного мозга , который включает в коре головного мозга в области 1 передней части...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы опишем протокол Гольджи-Кокса окрашивания вместе с двумя вариантами полезными для визуализации нейронов в толстых срезах головного мозга. Как показано на Представитель Результатов, использование объектива с высоким разрешением, который имеет большое рабочее расстояние 800 мкм позволяет для надежной визуализации целых нейронов по всей глубине срезов головного мозга, вырезанных при 500 мкм. Это исследование относительно толстых срезов головного мозга увеличивает вероятность того, что окрашенные нейроны любого тип...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана Discovery Грант CDCB из естественных наук и инженерного исследовательского совета Канады (NSERC), лидеров фонда грант исследовательской инфраструктуры Джон Р. Эванс CDCB из Канады Фонд инноваций (CFI проект номер 30381), а также по открытие Грант NJM от NSERC. ELL была поддержана Стипендия Ontario Graduate и стипендию ВЗУ из Онтарио ветеринарного колледжа при Университете гвельфов. CDS была поддержана магистрант Research ассистентами из NSERC. ALM была поддержана Стипендия Александр Грэхем Белл из NSERC и в ВЗУ Scholarship из Онтарио ветеринарного колледжа при Университете гвельфов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
бихромат калияFisher ScientificP188-100Опасный
хромат калияFisher ScientificP220-100Опасный
хлорид ртутиFisher ScientificS25423Опасный
ватман сорт 1 фильтровальная бумагаFisher Scientific1001-185
изофлуранФармацевтические партнеры Канады
20 мл сцинтилляционный флаконFisher Scientific03-337-4
сахарозаBioshop CanadaSUC700.1
фосфат натрия одноосновнойSigma AldrichS5011-500G
фосфат натрия двухосновнойSigma AldrichS9390-500G
50 мл коническая пробиркаFisher Scientific12-565-271
изопентанFisher ScientificAC126470010также известен как 2-метилбутан; опасный
агарSigma AldrichA1296-100G
маленькая весовая чашкаFisher Scientific02-202-100
вибратомLeicaVT1000 S
6-луночные тканевые культуральные планшетыFisher Scientific08-772-1b
вставки для культуры тканей на дне FisherScientific07-200-214
параформаделгид (PFA), 16%Электронный микроскоп Sciences15710-SОпасный
гидроксид аммонияFisher ScientificA669S-500Опасный
фиксатор Kodak ASigma AldrichP7542
superfrost plus слайдыFisher Scientific12-550-15
CitroSolv очищающий агентFisher Scientific22-143-975
безводный этиловый спиртКоммерческие спиртыН/Д
кресиловый фиолетовыйSigma AldrichC1791
пермаунтFisher ScientificSP15-100
вертикальный микроскопOlympusBX53 модель
цветная камера, 12 битMBF BiosciencesDV-47dQImaging part 01-MBF-2000R-F-CLR-12
3D моторизованный предметный столик для микроскопа, контроллер и приборыMBF BiosciencesН/ДПоставляется и интегрирован с микроскопом MBF Biosciences
4X микроскопобъектив Olympus4x 0.16 N.A. UplanSApo
10X микроскопобъектив Olympus10x 0.3 N.A. UPlan FL N 
Объектив микроскопа 30XOlympus30x 1.05 N.A. UPlanSApo 
Объектив для микроскопа 60XOlympus60x 1.42 N.A. PlanAPO N
Силиконовое иммерсионное маслоOlympusZ-81114
Программное обеспечение NeurolucidaMBF BiosciencesВерсия 10
Программное обеспечение ImageJ Национальныеинституты здравоохранения СШАТекущая версияС установленным плагином OME Bio-Formats
программное обеспечениеPhotoshopВерсия AdobeCS6
CP0406V2

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Golgi, C. Sulla struttura della sostanza grigia del cervello. Gazzetta Medica Italiana. Lombardia. 33, 244-246 (1873).
  2. Cox, W. H. Imprägnation des centralen Nervensystems mit Quecksilbersalzen. Archiv f. mikrosk. Anat. 37, 16-21 (1891).
  3. Zaqout, S., Kaindl, A. M. Golgi-Cox Staining Step by Step. Front Neuroanat. 10, 38(2016).
  4. Levine, N. D., et al. Advances in thin tissue Golgi-Cox impregnation: fast, reliable methods for multi-assay analyses in rodent and non-human primate brain. J Neurosci Methods. 213 (2), 214-227 (2013).
  5. Ranjan, A., Mallick, B. N. A modified method for consistent and reliable Golgi-Cox staining in significantly reduced time. Front Neurosci. 1, 157(2010).
  6. Gibb, R., Kolb, B. A method for vibratome sectioning of Golgi-Cox stained whole rat brain. J Neurosci Methods. 79 (1), 1-4 (1998).
  7. Friedland, D. R., Los, J. G., Ryugo, D. K. A modified Golgi staining protocol for use in the human brain stem and cerebellum. J Neurosci Methods. 150 (1), 90-95 (2006).
  8. Narayanan, S. N., et al. Appraisal of the effect of brain impregnation duration on neuronal staining and morphology in a modified Golgi-Cox method. J Neurosci Methods. 235, 193-207 (2014).
  9. Das, G., Reuhl, K., Zhou, R. The Golgi-Cox method. Methods Mol Biol. 1018, 313-321 (2013).
  10. Sutherland, R., Gibb, R., Kolb, B. The hippocampus makes a significant contribution to experience-dependent neocortical plasticity. Behav Brain Res. 214 (1), 121-124 (2010).
  11. Hamilton, G. F., Whitcher, L. T., Klintsova, A. Y. Postnatal binge-like alcohol exposure decreases dendritic complexity while increasing the density of mature spines in mPFC Layer II/III pyramidal neurons. Synapse. 64 (2), 127-135 (2010).
  12. Nashed, M. G., Seidlitz, E. P., Frey, B. N., Singh, G. Depressive-like behaviours and decreased dendritic branching in the medial prefrontal cortex of mice with tumors: A novel validated model of cancer-induced depression. Behav Brain Res. 294, 25-35 (2015).
  13. Frauenknecht, K., et al. Mice with experimental antiphospholipid syndrome display hippocampal dysfunction and a reduction of dendritic complexity in hippocampal CA1 neurones. Neuropathol Appl Neurobiol. 41 (5), 657-671 (2015).
  14. Camacho-Abrego, I., et al. Rearrangement of the dendritic morphology of the neurons from prefrontal cortex and hippocampus after subthalamic lesion in Sprague-Dawley rats. Synapse. 68 (3), 114-126 (2014).
  15. Redila, V. A., Christie, B. R. Exercise-induced changes in dendritic structure and complexity in the adult hippocampal dentate gyrus. Neuroscience. 137 (4), 1299-1307 (2006).
  16. Bailey, C. D., Alves, N. C., Nashmi, R., De Biasi, M., Lambe, E. K. Nicotinic alpha5 subunits drive developmental changes in the activation and morphology of prefrontal cortex layer VI neurons. Biol Psychiatry. 71 (2), 120-128 (2012).
  17. Lytton, W. W. From computer to brain : foundations of computational neuroscience. , Springer. (2002).
  18. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , 2nd, Academic. (2001).
  19. Ha, H. A modified Golgi-Cox method with counterstain for the study of synapses. Anat Rec. 155 (1), 59-64 (1966).
  20. Swanson, L. W. The locus coeruleus: a cytoarchitectonic, Golgi and immunohistochemical study in the albino rat. Brain Res. 110 (1), 39-56 (1976).
  21. Pilati, N., Barker, M., Panteleimonitis, S., Donga, R., Hamann, M. A rapid method combining Golgi and Nissl staining to study neuronal morphology and cytoarchitecture. J Histochem Cytochem. 56 (6), 539-550 (2008).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Golgi Cox MethodNeuron StainingThick Brain SectionsSilicone Oil ImmersionCresyl Violet StainBrain SectioningVibratome SectioningImage Stack AcquisitionDendritic Tree VisualizationSpine Density Analysis

Похожие статьи