Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Определение содержания гликогена в цианобактериях

12.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/56068

⸱

17 июля 2017 г.

 ,  , 
1Carlsberg Research Laboratory, 2Department of Biology, University of Copenhagen, 3Copenhagen Plant Science Center, Department of Plant and Environmental Sciences, University of Copenhagen

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем надежный и простой анализ для измерения содержания гликогена в клетках цианобактерий. Процедура влечет за собой осаждение, селективную деполимеризацию и обнаружение остатков глюкозы. Этот метод подходит как для дикого типа, так и для генетически модифицированных штаммов и может способствовать метаболической инженерии цианобактерий.

Аннотация

Цианобактерии накапливают гликоген в качестве основного внутриклеточного углерода и энергии при фотосинтезе. Недавние разработки в области исследований выявили сложные механизмы метаболизма гликогена, в том числе цикл циклов биосинтеза и катаболизма, окислительно-восстановительную регуляцию и участие некодирующей РНК. В то же время предпринимаются усилия по перенаправлению углерода из гликогена в желаемые продукты в генно-инженерных цианобактериях для повышения выхода продукта. Для определения содержания гликогена в цианобактериях используются несколько методов с переменной точностью и техническими сложностями. Здесь мы приводим подробный протокол для надежного определения содержания гликогена в цианобактериях, который может быть выполнен в стандартной лабораторной лаборатории. Протокол влечет за собой селективное осаждение гликогена из клеточного лизата и ферментативную деполимеризацию гликогена с образованием глюкозных мономеров, которые обнаруживаются у глюкозыIdase-peroxidase (GOD-POD), связанный с ферментом. Этот метод применяется к Synechocystis sp. PCC 6803 и Synechococcus sp. PCC 7002, две модели цианобактериальных видов, которые широко используются в метаболической инженерии. Кроме того, метод успешно показал различия в содержании гликогена между диким типом и мутантами, дефектными в регуляторных элементах или генах биосинтеза гликогена.

Введение

Цианобактерии накапливают гликоген в качестве основного углеводного хранилища углерода из СО 2, закрепленного в свете путем фотосинтеза. Гликоген представляет собой гликан, состоящий из линейного α-1,4-связанного глюкана с ответвлениями, образованными α-1,6-связанными глюкозильными связями. Биосинтез гликогена в цианобактериях начинается с превращения глюкозо-6-фосфата в ADP-глюкозу посредством последовательного действия фосфоглюкомутазы и АДФ-глюкозо-пирофосфорилазы. Глюкозную часть в ADP-глюкозе переносят на невосстанавливающий конец α-1,4-глюкан-скелета гликогена одной или несколькими гликогенсинтазами (GlgA). Впоследствии разветвляющиеся ферменты вводят α-1,6-связанное глюкозильное звено, которое далее расширяется, чтобы генерировать гликогенную частицу. В темноте гликоген разрушается гликогенфосфорилазой, гликогенными дебранирующими ферментами, α-глюканотрансферазой и мальтодекстринфосфорилазой в фосфорилированную глюкозу и свободную глюкозу. Эти фиды intO катаболические пути, включая окислительный пентозофосфатный путь, путь Эмбдена-Мейерхофа-Парнаса (гликолиз) и путь Энтерна-Дудорова 1 , 2 , 3 , 4 .

В последние годы метаболизм гликогена в цианобактериях вызвал повышенный интерес из-за возможности развития цианобактерий в заводы микробиологических клеток, вызванных солнечным светом, для производства химических веществ и топлива. Метаболизм гликогена можно модифицировать, чтобы увеличить выход продуктов, поскольку гликоген является самым большим гибким углеродным пулом в этих бактериях. Примером может служить cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002, который был генетически разработан для производства маннита; Генетический разрыв синтеза гликогена увеличивает выход маннита в 3 раза 5 . Другим примером является производство биоэтанола из загруженного гликогенами дикогоYpe Synechococcus sp. PCC 7002 6 . Содержание гликогена в клеточном слое дикого типа может составлять до 60% от сухой массы клетки во время голодания азота 6 .

Наше понимание метаболизма и регуляции гликогена также расширилось за последние годы. Хотя известно, что гликоген накапливается в свете и катаболизируется в темноте, детальная кинетика метаболизма гликогена во время цикла диэлей была недавно обнаружена только в Synechocystis sp. PCC 6803 7 . Кроме того, было выявлено несколько генов, влияющих на накопление гликогена. Примечательным примером является открытие, что предполагаемая гистидинкиназа PmgA и некодирующая РНК PmgR1 образуют регуляторный каскад и контролируют накопление гликогена. Интересно, что мутанты делеции pmgA и pmgR1 накапливают в два раза больше гликогена, чем штамм дикого типа Synechocystis sp. PCC 68038 , 9 . Известно, что другие регуляторные элементы влияют на накопление гликогена, включая альтернативный сигма-фактор E и транскрипционный фактор CyAbrB2 10 , 11 .

По мере роста интереса к регуляции гликогена и метаболизма необходим подробный протокол, описывающий определение содержания гликогена. В литературе используются несколько методов. Кислотный гидролиз с последующим определением содержания моносахарида посредством анионообменной жидкостной хроматографии под высоким давлением в сочетании с импульсным амперометрическим детектором или спектрометрическим определением после обработки кислотой и фенолом являются широко используемыми методами для аппроксимации содержания гликогена 9 , 10 , 12 , 13 . Однако анион-обменный жидкостной хроматограф высокого давленияC является очень дорогостоящим и не выделяет глюкозу, полученную из гликогена, по сравнению с другими глюкозосодержащими гликоконъюгатами, такими как сахароза 14 , глюкозилглицерин 15 и целлюлоза 16 , 17 , 18 , которые, как известно, накапливаются у некоторых видов цианобактерий. Кислотно-фенольный метод может быть выполнен с использованием стандартного лабораторного оборудования. Тем не менее, он использует высоко токсичные реагенты и не различает глюкозу , полученную из различных гликоконъюгатов, а также не различают глюкозы из других моносахаридов , которые представляют собой клеточные материалы, такие как гликолипиды, липополисахариды и внеклеточные матрицы 12. В частности, анализ горячей кислоты-фенола часто используется для определения общего содержания углеводов, а не для конкретного определения содержания глюкозы 12 . ФерментативныйДролиз гликогена до глюкозы посредством α-амилоглюкозидазы с последующим детектированием глюкозы через фермент-связанный анализ генерирует колориметрическое считывание, которое является высокочувствительным и специфичным для глюкозы, полученной из гликогена. Специфичность может быть дополнительно улучшена с предпочтительным осаждением гликогена из клеточных лизатов с помощью этанола 5 , 8 , 19 .

Здесь мы опишем подробный протокол для анализа содержания гликогена на основе фермента на двух наиболее широко изученных цианобактериальных видах Synechocystis sp. PCC 6803 и Synechococcus sp. PCC 7002, в штаммах дикого типа и мутантов. Для обеспечения эффективного гидролиза используется коктейль α-амилазы и α-амилоглюкозидазы 8 . Эндо-действующая α-амилаза гидролизует α-1,4-связи в различных глюканах в декстрины, которые далее гидролизуются tO глюкозой экзо-действующей α-амилоглюкозидазой 20 . Синергические эффекты этих ферментов хорошо известны, и эти ферменты обычно используются для селективного гидролиза крахмала, который является α-связанным глюканоподобным гликогеном, не влияя на другие гликоконъюганты, такие как целлюлоза, в биомассе растений 21 . Выделенная глюкоза количественно обнаруживается после анализа, связанного с ферментом, состоящего из глюкозооксидазы, которая катализирует восстановление кислорода до перекиси водорода и окисление глюкозы до лактона и пероксидазы, которая продуцирует хинонимин-краситель розового цвета из перекиси водорода, Фенольное соединение и 4-аминоантипирин 22 .

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Подготовка

  1. Цианобактериальные культуры
    1. Grow Synechocystis sp. PCC 6803 при 30 ° C в жидкой среде BG11 8 с постоянной подачей воздуха, дополненной 1% (об. / Об.) CO 2 . Освещать культуры непрерывно светом при плотности фотосинтетического фотона 50 мкмоль фотон / м 2 / с.
    2. Grow Synechococcus sp. PCC 7002 в жидкой среде A + 23 (среда BG11 также может использоваться) с постоянной подачей воздуха, дополненной 1% (об. / Об.) CO 2 . Температура должна составлять 37 ° C. Освещать культуры непрерывно светом при плотности фотосинтетического потока фотонов 150 мкмоль фотон / м 2 / с.
    3. Измерьте оптическую плотность (OD) культуры при 730 нм, используя кювету с световым пучком 1 см. Если значение OD выше 0,8, сделайте соответствующие разведения для получения измерений OD, которые пропорциональны thКонцентрация клеток.
      ПРИМЕЧАНИЕ. Представленные ниже протоколы пригодны для жидких культур с плотностью ячейки, соответствующей значению OD 730 нм, равному 2 или выше. Когда желательны культуры в фазе экспоненциального роста, которые обычно имеют значение OD 730 нм ниже 1, концентрируют плотность клеток путем центрифугирования и ресуспендирования в буфере или среде для достижения значения OD 730 нм 2 или выше.
  2. Буферы и реактивы
    1. Сделайте 50 мМ буфера Tris-HCl при рН 8.
    2. Получают 50 мМ ацетатный буфер натрия при рН 5.
    3. Сделайте исходный раствор 8 ед / мл амилоглюкозидазы в 50 мМ буфере для ацетата натрия, pH 5.
    4. Сделайте исходный раствор 2 U / мл α-амилазы в 50 мМ буфере для ацетата натрия, pH 5.
    5. Используя дистиллированную воду, стандартные растворы стандартной глюкозы в концентрациях от 0 до 100 мкг / мл.
    6. Подготовьте реагент GOD-POD из набора для анализа D-глюкозы (формат GODPOD), fВ соответствии с инструкцией производителя.

2. Определение сухой массы ячейки (необязательно)

  1. Перенесите 2 мл культуры или ресуспензию клеток (см. Этап 1.1) в пробирку объемом 2,0 мл и центрифугируют при 6000 × g и 4 ° C в течение 5 минут. Отбросьте супернатант.
  2. Ресуспендируют гранулу в 1 мл воды и центрифугируют при 6000 × g и 4 ° C в течение 5 минут. Удалите супернатант и ресуспендируйте клеточный осадок в 0,5 мл воды.
  3. Перенесите суспензию в предварительно взвешенный алюминиевый лоток. Переместите лоток в сушильную печь при температуре 105 ° C для сушки в течение ночи (приблизительно 18 часов).
    КРИТИЧЕСКИЙ: Важно, чтобы лоток обрабатывался пинцетом, чтобы избежать переноса материала с пальцев. Высушите пустой предварительно взвешенный алюминиевый лоток в тех же условиях, чтобы определить потерю веса из лотков во время сушки.
  4. После высыхания выньте лоток из духовки и дайте ему уравновешиваться при комнатной температуреВ течение 5 мин до взвешивания с точностью 0,0001 г.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Значение может быть использовано для нормализации содержания гликогена на основе сухого веса клеток.

3. Лизис цианобактериальных клеток

  1. Перенесите 1 мл культуры или ресуспендирования клеток (см. Этап 1.1) в 1,5 мл пробирку и центрифугируют при 6000 × g и 4 ° C в течение 10 мин. Отбросьте супернатант.
  2. Ресуспендируют гранулу в 1 мл 50 мМ Трис-HCl, pH 8 и центрифугируют при 6000 × g и 4 ° C в течение 10 мин. Удалите супернатант и ресуспендируйте клеточный осадок в 1 мл буфера Tris-HCl. Повторите этот процесс.
  3. Тщательно ресуспендируют гранулу в 500 мкл 50 мМ буфера Tris-HCl, pH 8.
    КРИТИЧЕСКИЙ: Повторно суспендируйте гранулу для эффективного клеточного лизиса. Держите ресуспензию на льду.
  4. Lyse ресуспендированные клетки при 4 ° C путем выполнения 30 циклов ультразвука, каждый цикл, состоящий из 30 с на частоте 20 кГц с максимальной амплитудой,А затем 90 с без.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Этот метод может эффективно лизировать Synechococcus sp. PCC 7002.
    1. В качестве альтернативы переносите ресуспензию клеток на трубку с винтовой крышкой и добавьте шарики из оксида циркония в трубку, следуя инструкциям производителя. Установите трубку в тканевый гомогенизатор и лизируйте клетки при 4 ° С, выполняя 2 цикла избиения, каждый цикл, состоящий из 5 мин при установке частоты 5.
      ПРИМЕЧАНИЕ. Этот метод может эффективно лизировать Synechocystis sp. PCC 6803 и Synechococcus sp. PCC 7002.
  5. Центрифугируйте пробирку, содержащую лизат, в течение 10 минут при 6000 xg и 4 ° C.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Осадок должен состоять в основном из крупного клеточного мусора. Если существует значительное количество непрерывных ячеек, повторите шаг 3.4. Держите супернатант на льду.
  6. Определите концентрацию белка, используя коммерческий набор для анализа белка BCA.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Значение можно использовать для нормализации содержания гликогенаНа основе содержания белка.

4. Осаждение гликогена

  1. Удалите хлорофилл a из клеточного лизата путем смешивания 900 мкл 96% (об. / Об.) Этанола и 100 мкл супернатанта со стадии 3.5 в 1,5-миллилитровой трубке с крышкой. После закрытия колпачка нагрейте трубку при 90 ° C в течение 10 минут, используя стандартный лабораторный нагревательный блок.
  2. Инкубируйте трубку на льду в течение 30 мин.
  3. Центрифугируйте пробирку при 20 000 xg и 4 ° C в течение 30 минут и осторожно удалите супернатант; Гранула содержит гликоген. Слегка высушите осадок на воздухе, чтобы удалить избыток этанола.
    КРИТИЧЕСКИЙ: Следует избегать чрезмерной сушки гранулы, в противном случае на стадии 5.1 солюбилизировать становится сложно.
  4. ДОПОЛНИТЕЛЬНО: Измерьте поглощение супернатанта, полученного на этапе 4.3, на уровне 664 нм, чтобы определить содержание хлорофилла а . Используйте коэффициент поглощения 84,6 л / г / см 24 .
    ПРИМЕЧАНИЕ. Значение может быть использовано для нормализацииЕ гликогена.

5. Определение ферментативного гидролиза и гликогена

  1. Солюбилизируют гранулу, полученную на стадии 4.3, в 100 мкл 50 мМ ацетата натрия, pH 5, и добавляют 50 мкл 8U / мл амилоглюкозидазы и 50 мкл 2 U / мл α-амилазы. Хорошо перемешайте эти материалы, используя вихрь.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Смешивание путем пипетирования не рекомендуется, поскольку гликогенный гранулятор является вязким.
  2. Инкубируйте смесь при 60 ° C на нагревательном блоке в течение 2 часов, чтобы обеспечить переваривание гликогена в молекулы глюкозы.
  3. Центрифугируют образец при 10000 мкг в течение 5 мин и переносят супернатант в новую 1,5 мл пробирку.

6. Определение общего содержания глюкозы с использованием реагента GOD-POD

  1. Измерьте концентрацию глюкозы в супернатанте, полученном на этапе 5.3, с использованием реагента GOD-POD. Перенесите 100 мкл супернатанта из стадии 5.3 в лунку в 96-луночный планшет. Как отрицательный контроль,Используйте 100 мкл 50 мМ ацетата натрия, рН 5. Для получения калибровочной кривой также измерьте стандартные растворы глюкозы.
  2. Добавьте 150 мкл реагента GOD-POD к каждому образцу и быстро перемешайте пипетированием.
  3. Инкубируйте пластину статически при 25 ° C в течение 30 мин. Запишите значение поглощения при 510 нм с помощью планшетного ридера.
  4. Вычислите концентрацию глюкозы с использованием калибровочной кривой, полученной из стандартов глюкозы.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Концентрация гликогена в клеточном лизате выражается как концентрация глюкозы (мкг / мл).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

10 мл дикого типа Synechocystis sp. PCC 6803 выращивали в фотоавтотрофных условиях до достижения значения OD 730 нм около 0,8. Клетки собирали и ресуспендировали в 50 мМ Трис-HCl, pH 8. Значение OD 730 нм было доведено до 2-3. Содержание гликогена анализировали в соответствии с описанным выше протоколом. Содержание гликогена на OD 730 нм составляло 13 ± 1,8 мкг / мл / OD 730 нм ( N = 12). Содержание гликогена по отношению к со...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Критические шаги в протоколе - это осаждение гликогена и ресуспензия. После центрифугирования после осаждения этанолом гликоген образует полупрозрачную таблетку, которая свободно прилипает к стенкам микроцентрифужных пробирок. Поэтому при удалении надосадочной жидкости необходимо уделять особое внимание, чтобы не удалить осадок. Гликогенная таблетка является липкой, и солюбилизация может быть затруднена, если она высыхает. Обратите внимание, что полная солюбилизация гликогенного гранулята важна, поскольку неполная солюб...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы признают, что Nordic Energy Research (AquaFEED, проект № 24), Innovationfonden Denmark (Pant Power, проект № 12-131844) и Villum Fonden (проект № 13363)

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
QSonica Sonicators Q700Qsonica, LLCNAQSonica
SpectraMax 190 Считыватель микропланшетов Молекулярные приборыNAEliza тарелочный ридер
Bullet Blender StormNext AdvanceBBY24M-CEБисер Колотушка
Ultrospec 3100 pro УФ/видимый спектрофотометрAmersham BiosciencesNAСпектрофотометр
Tris Sigma-AldrichT1503Буфер
HClMerck1-00317Адъютант
pH Ацетат натрияSigma-Aldrich32319Буфер
амилогликозидаза (Rhizopus sp.)MegazymeE-AMGPUФермент для деполимеризации гликогена
&альфа;-амилаза, термостабильная (Bacillus licheniformis)Sigma-AldrichA3176Фермент для деполимеризации гликогена
D-GlucoseMerch8337Стандартный для анализа глюкозы
Pierce BCA Protein assay kit Thermo Fisher scientific23225Для определения концентраций белка
Алюминиевые сушильные лотки, одноразовыеVWR611-1362Для определения сухой массы клеток
Набор для анализа D-глюкозы (формат GODPOD)MegazymeK-GLUCДля определения концентраций
глюкозы Хлеб из оксида циркония, 0,15 ммNext AdvanceZrOB015Бусины для лизиса клеток в Пробирки Bullet Blendar
Storm RINONext AdvanceNATubes для лизиса клеток в Bullet Blendar Storm

Ссылки

  1. Chen, X., et al. The Entner-Doudoroff pathway is an overlooked glycolytic route in cyanobacteria and plants. Proc Natl Acad Sci USA. 113 (19), 5441-5446 (2016).
  2. Yang, C., Hua, Q., Shimizu, K. Metabolic flux analysis in Synechocystis using isotope distribution from C-13-labeled glucose. Metab Eng. 4 (3), 202-216 (2002).
  3. Pelroy, R. A., Levine, G. A., Bassham, J. A. Kinetics of light-dark CO2 fixation and glucose assimilation by Aphanocapsa 6714. J Bacteriol. 128, 633-643 (1976).
  4. You, L., Berla, B., He, L., Pakrasi, H. B., Tang, Y. J. 13C-MFA delineates the photomixotrophic metabolism of Synechocystis. sp. PCC 6803 under light- and carbon-sufficient conditions. Biotechnol J. 9, 684-692 (2014).
  5. Jacobsen, J. H., Frigaard, N. U. Engineering of photosynthetic mannitol biosynthesis from CO2 in a cyanobacterium. Metab Eng. 21, 60-70 (2014).
  6. Möllers, K. B., Cannella, D., Jørgensen, H., Frigaard, N. -U. Cyanobacterial biomass as carbohydrate and nutrient feedstock for bioethanol production by yeast fermentation. Biotechnol Biofuels. 7, 64(2014).
  7. Angermayr, S. A., et al. Culturing Synechocystis. sp. strain PCC 6803 with N2 and CO 2 in a diel regime reveals multiphase glycogen dynamics with low maintenance costs. Appl Environ Microbiol. 82, 4180-4189 (2016).
  8. de Porcellinis, A. J., et al. The Non-coding RNA Ncr0700/PmgR1 is required for photomixotrophic growth and the regulation of glycogen accumulation in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Cell Physiol. 57 (10), 2091-2103 (2016).
  9. Sakuragi, Y. alpha-Tocopherol plays a role in photosynthesis and macronutrient homeostasis of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 that is independent of its antioxidant function. Plant Physiol. 141, 508-521 (2006).
  10. Osanai, T., et al. Positive regulation of sugar catabolic pathways in the cyanobacterium Synechocystis. sp. PCC 6803 by the group 2 sigma factor sigE. J Biol Chem. 280, 30653-30659 (2005).
  11. Yamauchi, Y., Kaniya, Y., Kaneko, Y., Hihara, Y. Physiological roles of the cyAbrB transcriptional regulator pair Sll0822 and Sll0359 in Synechocystis sp. strain PCC 6803. J Bacteriol. 193, 3702-3709 (2011).
  12. Dubois, M., Gilles, K., Hamilton, J., Rebers, P., Smith, F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Anal Chem. 28, 350-356 (1956).
  13. Osanai, T., et al. Genetic engineering of group 2 {sigma} factor SigE widely activates expressions of sugar catabolic genes in Synechocystis species PCC 6803. J Biol Chem. 286, 30962-30971 (2011).
  14. Miao, X., Wu, Q., Wu, G., Zhao, N. Sucrose accumulation in salt-stressed cells of agp gene deletion-mutant in cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. FEMS Microbiol Letters. 218, 71-77 (2003).
  15. Hagemann, M., Erdmann, N. Activation and pathway of glucosylglycerol synthesis in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Microbiology. 140, 1427-1431 (1994).
  16. Nobles, D. R., Romanovicz, D. K., Brown, R. M. Cellulose in cyanobacteria. Origin of vascular plant cellulose synthase. Plant Physiol. 127, 529-542 (2001).
  17. Zhao, C., et al. High-yield production of extracellular type-I cellulose by the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Cell Discovery. 1, 15004(2015).
  18. Kawano, Y., et al. Cellulose accumulation and a cellulose synthase gene are responsible for cell aggregation in the cyanobacterium Thermosynechococcus vulcanus RKN. Plant Cell Physiol. 52, 957-966 (2011).
  19. Angermayr, S. A., Gorchs Rovira, A., Hellingwerf, K. J. Metabolic engineering of cyanobacteria for the synthesis of commodity products. Trends Biotechnol. 33, 352-361 (2015).
  20. Zhang, B., Dhital, S., Gidley, M. J. Synergistic and antagonistic effects of α-amylase and amyloglucosidase on starch digestion. Biomacromolecules. 14, 1945-1954 (2013).
  21. Harholt, J., et al. ARABINAN DEFICIENT 1 is a putative arabinosyltransferase involved in biosynthesis of pectic arabinan in Arabidopsis. Plant Physiol. 140, 49-58 (2006).
  22. Fernando, C. D., Soysa, P. Optimized enzymatic colorimetric assay for determination of hydrogen peroxide (H2O2) scavenging activity of plant extracts. MethodsX. 2, 283-291 (2015).
  23. Jacobsen, J. H., Rosgaard, L., Sakuragi, Y., Frigaard, N. U. One-step plasmid construction for generation of knock-out mutants in cyanobacteria: studies of glycogen metabolism in Synechococcus sp PCC 7002. Photosynth Res. 107 (2), 215-221 (2011).
  24. Lichtenthaler, H. K. Chlorophylls and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembranes. Methods Enzymol. 148, 350-382 (1987).
  25. López, C. V. G., del Carmen Cerón García, M., Fernández, F. G. A., Bustos, C. S., Chisti, Y., Sevilla, J. M. F. Protein measurements of microalgal and cyanobacterial biomass. Bioresource Technol. 101, 7587-7591 (2010).
  26. Hasunuma, T., et al. Dynamic metabolic profiling of cyanobacterial glycogen biosynthesis under conditions of nitrate depletion. J Exp Bot. 64, 2943-2954 (2013).
  27. Díaz-Troya, S., López-Maury, L., Sánchez-Riego, A. M., Roldán, M., Florencio, F. J. Redox regulation of glycogen biosynthesis in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803: Analysis of the AGP and glycogen synthases. Molecular Plant. 7, 87-100 (2014).
  28. Parrott, L. M., Slater, J. H. The DNA, RNA and protein composition of the cyanobacterium Anacystis nidulans grown in light- and carbon dioxide-limited chemostats. Arch Microbiol. 127, 53-58 (1980).
  29. Hihara, Y., Kamei, A., Kanehisa, M., Kaplan, A., Ikeuchi, M. DNA microarray analysis of cyanobacterial gene expression during acclimation to high light. Plant Cell. 13, 793-806 (2001).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Ферментативный гидролизглюкозооксидаза-пероксидазаанализ содержания белкаудаление хлорофиллаультразвуковая обработкацентрифугированиеамилоглюкозидазаальфа-амилаза
Определение содержания гликогена в цианобактериях
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.