Методическая статья

Транскраниальной стимуляции мозга электрической оповещения грызунов

10.7K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/56242

⸱

2 ноября 2017 г.

 ,  , 
1Department of Neurology, Albert-Ludwigs-University Freiburg

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает хирургическая установка для постоянного надчерепное электрод сокет и имплантированных груди электрода в грызунов. Размещая Второй электрод в гнездо, различные типы электрических мозга транскраниальной стимуляции может быть доставлен двигательной системы оповещения животных через нетронутыми череп.

Аннотация

Транскраниальной стимуляции электрическими мозга может модулировать корковой возбудимости и пластичности в организме человека и грызуны. Наиболее распространенной формой стимулирования в организме человека является постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД). Менее часто переменного тока транскраниальной стимуляции (ОДУ) или транскраниальной стимуляции случайный шум (tRNS), конкретной форме tACS с помощью электрического тока применяется случайно в течение предварительно определенный частотный диапазон, используется. Увеличение исследования стимуляции неинвазивной электрические мозга у людей, как для экспериментальных и клинических целей, принесло повышенная потребность в базовых, механистических, безопасность исследования на животных. Эта статья описывает модель для транскраниальной стимуляции электрическими мозга (tES) через нетронутыми череп ориентации двигательной системы оповещения грызунов. Протокол содержит пошаговые инструкции для хирургической установки постоянного надчерепное электрода сокета в сочетании с имплантированным счетчика электрода на груди. Размещая электрод стимуляции в гнездо надчерепное, различные электрической стимуляции типы, сопоставимые с ЦТД, ОДУ и tRNS в организме человека, могут быть доставлены. Кроме того введены практические шаги для tES оповещения грызунов. Прикладной плотности тока, длительность стимуляции и тип стимуляции могут быть выбраны экспериментальные зависимости. Обсуждаются предостережения, преимущества и недостатки этой системы, а также вопросы безопасности и переносимости.

Введение

Транскраниальная администрации электрических токов в мозг (tES) был использован на протяжении десятилетий для изучения функции мозга и изменения поведения. Совсем недавно, применяя прямые токи, или реже переменных токов (ОДУ и tRNS), неинвазивно через нетронутыми череп с использованием двух или более электродов (anode(s) и cathode(s)) приобрела научный и клинический интерес. В частности ЦТД была использована в более чем 33200 сессий в здоровых испытуемых и психоневрологических больных и возникла как безопасный и простой, экономически прикроватные приложение, с возможным терапевтический потенциал, а также долгосрочные поведенческие эффекты1. Это явно принесли увеличение потребности и научный интерес в механистической исследований, включая аспекты безопасности. Эта статья посвящена наиболее часто используемые формы стимуляции, ЦТД.

Различных видов ЦТД модулирует корковой возбудимости и синаптической пластичности. Возбудимость изменения были зарегистрированы как полярности зависимые изменения скорости спонтанного нейронов стрельбы в крыс и кошек2,3,4, или как изменения в мотор вызвала потенциальных амплитуд (MEP) в людей и мышей ( Оба увеличился после одна и снизился после cathodal ЦТД:6человека5,; 7мыши). Одна DCS увеличили синаптическую эффективность двигателя корковых или гиппокампа синапсов в vitro на несколько часов после стимуляции или долгосрочной перспективе потенцирование (LTP), когда применяется совместно с конкретных слабых синаптических ввода или когда перед пластичности вызывая стимуляции8,9,10,,1112. В соответствии, преимущества стимуляции на мотор или когнитивных подготовки успех часто выявляются только если ЦТД совместно прикладной подготовки8,13,14,15. Хотя эти предыдущие выводы обусловлены главным образом функций нейронов, следует отметить, что не нейрональные клетки (ГЛИА) может также способствовать функциональных последствий ЦТД. Например уровни Астроцитарная внутриклеточного кальция увеличилась во время одна ЦТД в оповещения мышей16. Аналогичным образом одна ЦТД в плотностях тока ниже порога для нейродегенеративные индуцированной дозы зависимой активации микроглии17. Однако модуляция взаимодействия нейронов и глии, ЦТД требует дальнейшего конкретного расследования.

Взятых вместе, животных исследования ясно передовые наше понимание модулирующее влияние ЦТД на возбудимость и пластичности. Однако есть наблюдаемый объект «обратная трансляционная разрыв» в экспоненциальный рост публикаций исследований человеческого ЦТД, в отличие от медленного и незначительное увеличение исследования основных механизмов tES в в пробирке и in vivo Животные модели. Кроме того, грызун tES модели выполняются с высокой изменчивости различных научно-исследовательских лабораторий (начиная от Трансдермальные надчерепное стимуляции), и сообщил стимуляции процедуры часто не полностью прозрачным, препятствует сопоставимости и воспроизводимость данных базовых исследований, а также интерпретации результатов.

Здесь мы подробно описать хирургические осуществление транскраниальной мозга стимуляции настройки таргетинга первичной моторной коры, которая позволяет перевод на состояние человека ЦТД при минимизации изменчивости и позволяет без повторной стимуляции препятствование поведение. Предоставляется пошаговое протокол для последующего tES оповещения крыс. Обсуждаются методологической и концептуальной аспекты безопасного применения tES оповещения грызунов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

для исследований с участием животных, соответствующих согласований (пострановые) должны быть получены до начала экспериментов. Все эксперименты на животных сообщили здесь выполняются согласно ЕС Директива 2010/63/ЕС, обновленный немецкий защиты животных закон (" Tierschutzgesetz ") июля 2013 года и обновленный немецких исследований на животных правил августа 2013 года. Животных протоколы были одобрены местными властями " Комиссия животных экспериментов регионального Совета Фрайбург " и " Комиссия животных эксперименты во Фрайбурге медицинский центр университета ".

1. Подготовка инструментария и материалов для хирургии

  1. Убедитесь, что элементы, перечисленные на рисунке 1 доступны и уже размещены для хирургии.
  2. Подготовить тонкой прямоугольной пластины платины (например, 10 x 6 x 0,15 мм), который будет служить счетчик электрода, подкожно помещен на груди и два маленьких отверстия в двух противоположных углах пластины удар.
  3. Паять изолированный кабель длиной ~ 10 см с помощью свинец олово припой в один из углов (без отверстий) Платиновые пластинки.
  4. Нанесите небольшое падение гисто акриловые клея на Паяльники совместных изоляции.

2. Подготовка грызунов для хирургии

  1. назначить номер исследование для грызунов и отметить это на подготовленный хирургии card.
  2. Весят грызунов и обратите внимание на вес на карте хирургии. Рассчитать дозу инъекции анестетиков (например, кетамина 100 мг/кг веса тела плюс Ксилазина 70 мг/кг веса тела для крыс).
  3. Вызывают анестезии впрыской внутрибрюшинного (и.п.) расчетного количества анестетиков.
    Примечание: При использовании ингаляционной анестезии вместо (например, изофлюрановая), место грызунов в камеру всасывание с непрерывным потоком ~ 4% кислорода 1-2 Л/мин в.
  4. Проверка глубины анестезии, рефлекс щепотку мыс, начиная 5 мин пост в инъекции. Если мыс щепотку рефлекс до сих пор присутствует, достичь продолжение и углубление анестезии путем инъекций 30% от первоначальной дозы.
    1. Если в любой момент времени в эксперименте возвращает мыс щепотка рефлекс, 30% начальная доза наркоза следует вводить.
    2. При использовании ингаляционной анестезии, ищите потеря постуральной рефлекс грызунов в камере индукции и проверьте глубины анестезии отсутствием мыс щепотку рефлекс. Если по-прежнему присутствуют рефлексов, продлить продолжительность в зале анестезии. На протяжении всего эксперимента, адаптировать процент изофлюрановая до глубины анестезии до достижения обслуживания концентрация ~1-1.5% изофлюрановая.
    3. Когда частота дыхания уменьшает и задыхаясь происходит, снизить процент; когда грызунов восстанавливает рефлекс щепотку ног или показывает спонтанное движение, увеличить процент ингаляционного анестетика.
  5. Как только рефлексы отсутствуют, место грызунов на стенде лаборатории или держать его в руке.
    Примечание: При использовании ингаляционной анестезии, обеспечивают дальнейшее снижение изофлюрановая потока (теперь между 2-3%), используя насадку, подключенных к ингалятору.
  6. Удаление волос на крыса ' s голова после бритья области от уха до уха и от уровня ростральной глаз просто за ушами с клипер. Затем удалить волосы на груди после бритья районе между передних конечностей от мечевидного до ключицы.
    Примечание: Держать кожу под напряжение облегчает бритья.
  7. Покрытия глаза крыс с капелькой глазную мазь для защиты роговицы.
  8. Марк крыса ' s уха по количеству назначенных исследование.
    Примечание: В зависимости от длины исследования, знак хвоста может быть достаточным, в противном случае стандартизированной выделения предпочтительно.

3. Хирургическая процедура: Грудь электродами имплантации

Примечание: этот шаг может быть пропущен, когда счетчик электрода помещается внешне на бритые груди с жилет.

  1. Место подверженных грызунов (на груди) на операционном столе.
    Примечание: При ингаляционной анестезии, держите крыса ' s морду помещены в анестезии сопла, дальнейшего сокращения концентрации изофлюрановая в 1,5-2%.
  2. Лечить бритые головы с дезинфицирующий спрей или тампоном смоченной в антисептический агент (например, этанол 70%) и пусть воздушно-сухой. Повторить два раза.
  3. Вырезать кожу с помощью скальпеля в одной линии с ростральной глаз уровня до уровня середины ушей.
    Примечание: Это позволяет для туннелирования кабеля от электродов имплантированных груди к верхней части головы и желаемого cut для размещения розетки электрод DCS.
  4. Превратить крыса в лежачем положении, таким образом, чтобы грудь подвергается.
  5. Лечить кожу груди, как описано в шаге 3.2.
  6. Поднять боковые кожи правой груди с щипцами ткани и вырезать петли с небольшой ножницами около 0,5 см медиальной от правой подмышечной впадине. Затем сделать прямо Сагиттальный разрез в черепной ориентации ножницами.
  7. Образуют подкожной мешочек, atraumatically, отключение кожу от левой основных мышцей. Сделать это, открыв неоднократно маленькие ножницы (или физиологический пропитанной ватным тампоном).
  8. Превратить животных на своей правой стороне туннеля кабель путь от левой затылочной угла открыл кожи головы вдоль шеи для выхода в грудные мешочек проникая поверхностной фасции, используя гомеостатических щипцами.
  9. Тщательно открыть гомеостатических щипцы захватить конца электрода кабель, подключенный к Платиновый электрод не позволяя резкое провода для бездомных. Пропустите кабель через туннель до тех пор, пока электрода входит сумка, ориентированные с точки пайки к левой задних конечностей грызуны. Поверните грызунов в лежачем положении.
  10. Пластина платины с синтетическими не рассасывающиеся шовный материал стерильный жгутообразный к грудной фасции на два противоположных угла отверстия (4-5 knots рекомендуются для стабильности).
  11. Аналогичным образом подключите кабель к фасции свободные узел, образуя небольшой цикл до входа в туннель ткани.
  12. Закройте кожи с 3-4 кожные швы, в зависимости от размера вырезать (же шовный материал может использоваться как для электрода и кабель).

4. Хирургическая процедура: Размещение надчерепное tES Socket

  1. место животного в стереотаксической рамы.
    Примечание: Если используя ингаляционной анестезии, ниже концентрация анестетика к потоку обслуживания изофлюрановая ~1.5-1%, скорректированы на мыс щепотку рефлекс и ритм дыхания.
  2. Лечить бритые головы, как описано в шаге 3.2.
  3. Вырезать кожу с помощью скальпеля в одной линии с ростральной глаз уровня до уровня середины ушей.
    Примечание: Если будет проведен ау электрод грудной клеткибыла выполнена ЛОР, 4.2 и 4.3 были уже выполнены.
  4. Лом от надкостницы (соединительной ткани на черепе) по бокам с скальпель и тщательно протереть от хлопка ОСП. Фиксировать соединительной ткани в 4 углах разрез с бульдог зажимы и пусть они висят боково открытыми поле хирургии.
  5. Применить 0,9% физиологического раствора для очистки поверхности костей и тканей с ватные тампоны. Затем очистите поверхность кости с 3% H 2 O 2. Избегайте контакта с ткани. Настоящим кости более тщательно очищены и незначительные кровотечения из костей будет остановлена. Кроме того остатки надкостницы, становятся видимыми. Удалите эти остатки ватным тампоном, применении умеренного давления.
    Примечание: Удаление остатков надкостницы будет увеличить адгезию и прочность tES сокета на приклеены кости.
    1. В случае не остановить кровотечение, использовать дрель кости и прикоснуться к ней для 1-3 s с небольшим давлением на кости. Эта механическая процедура будет в большинстве случаев остановить кровотечение без значительных Отопление. Никогда не используйте электрокоагуляции на кости; даже краткое приложение приведет к повреждению тканей мозга (электрокаутер должны использоваться исключительно для заживления тканей кровотечения).
  6. Как фиксация винтов улучшит соблюдение set-up, выбрать сверло, монтаж Размер винта. Место два отверстия заусенцев на двух различных костных пластин, предварительное сверление сверлом руку, а затем приложением незначительные вертикальные давления сверлом кости. Избежать непосредственной близости в желаемое положение tES сокета, как это может помешать завинчивания в электроде (например, для левой первичного двигателя корковых tES, выберите положение прямо лобового и заднего париетальной винт).
  7. В случае имплантированных счетчика электрода, burr третье отверстие, расположенное в правой задней теменная кость для будущего крепления туннелированного кабеля.
  8. Место Пластмассовые винты в отверстия заусенцев и винт до тех пор, пока первый трения ощущается. Затем выполните три дополнительных 180 ° винт поворотов. Проверьте с щипцами для стабильности винта и добавить еще один поворот, если не достаточно жесткой.
    Примечание: Для взрослых крыс, это обеспечит эпидуральной размещение винты не повредив Дура или мозга (в зависимости от конструкции резьба, поворот, что число может варьироваться). Использовать винты из нержавеющей стали также должно быть осуществимо, поскольку даже в DCS плотностях тока выше порогового уровня, нейродегенеративные, винт размещения не сделал возмущают поражения местоположение или степени ниже винты.
  9. Поворот на паяльники и подогрейте около 5 мин ветер кабеля, выход из туннеля ткани occipitally вокруг правой теменной винт и затем сократить его, оставив примерно 1 см кабель за обмотки. Тщательно полосы изоляции в конце кабеля с помощью скальпеля.
  10. Исправить наматывается кабель на винт и кости клеем cyanoacrylic.
  11. Применить небольшое количество свинец олово припой соединителя и оголенные провода счетчика электродный кабель и подключите оба коротким нажатием обеих предварительно паяных частей вместе во время трогательно паяльного жала, пока олово припой расплавится (около 2-3 сек). Удаление паяльного жала немедленно, чтобы избежать чрезмерного нагрева металла кабеля с повреждения последующих тканей.
  12. Подобрать пользовательские сделал tES электрод сокета ( рис. 1B, в красном) с щипцы изогнутые, зубчатыми наконечник и нанести тонкий слой клея cyanoacrylic в нижней кайме сокета. Для размещения над моторной коры и использование сокета диаметром 4 мм поместите точку середины розетки на 2 мм передней и боковых 2 мм от bregma. Для этой должности внутренний медиальной границы объекта Socket должен заканчиваться непосредственно на Сагиттальный шов и хвостового границы должен заканчиваться на высоте bregma. Нажмите сокета кратко на кости (большинство cyanoacrylic клеи упрочнения давлением).
    Примечание: Размещение источник света непосредственно над сокет может облегчить размещение сокет.
  13. Убедитесь, что кости в пределах области сокет является бесплатным клея (путем проверки с свет, потому что Клей отражающей). В случае клей разливов, удалить гнезда, скрести клея с скальпель и повторите шаг 4.12.
  14. После сокет на месте и области будущего стимуляции бесплатно клея, сначала уплотнение боковые границы сокета в соседние ткани с небольшую каплю клея cyanoacrylic, чтобы избежать жидкости мост, который может привести к маневровых тока в этом месте. Не применять слишком много клея, как он может поступать в области стимуляции (если это происходит, вернитесь к шагу 4.12).
    Примечание: Сохранение стимуляция зоны, свободной от клея имеет решающее значение, как сокращение области стимуляции может резко увеличить плотность тока (A/м²).
  15. Охватывает все винты с клеем cyanoacrylic.
  16. Смесь Стоматологическая акриловые двухкомпонентные цемента в небольшой силиконовой трубки или стекла. Как только он становится вязкой, применять его с Стоматологическая шпатель для герметизации оставшиеся границы сокета к кости. Избегайте любой поток стоматологических акриловые цемента в области стимуляции.
  17. Наконец охватывают весь череп, винты, счетчик электродный кабель и розетки до ⅓ гильзы с зубной акриловые цемента. Убедитесь, что цемент имеет вязкость: если слишком жидкости, он будет поступать в окружающие ткани; Если слишком трудно трудно равномерно распределить.
  18. Когда охватывает все кости и закаленные цемента, снимите зажимы бульдог; кожи просто должен касаться Жилая цемента, так что швов не требуется. (Если первоначальный разрез был выбран слишком долго и соединительной ткани или мышцы является видимым, применить шва как описано в шаге 3.12).
  19. Нанести один слой йода с ватным тампоном вокруг границы разреза кожи и подкожно вводить carprofen (5 мг/кг массы тела, растворяют в 5-7,5 мл 0,9% физиологического раствора для боли обращению и жидкости замены).
    Примечание: При использовании ингаляционной анестезии, выключите его сейчас.
  20. Место грызунов в потепление ящик для восстановления от анестезии до грызунов бодрствует и постуральной стабильности восстанавливается.
    Примечание: Проверьте животное ' s вес развития, ранение государственного и общего благополучия критерии ежедневно согласно учреждение ' s Рекомендация.

5. Транскраниальная электрическая стимуляция процедура

Примечание: рекомендуется как анестезии влияет на эффекты ТЭС, выполняя стимуляции оповещения грызунов, когда это возможно. Разрешить грызунов для восстановления для по крайней мере 5 дней (заживление раны головы и грудной клетки) до начала экспериментов. Эксперименты могут быть выполнены на более ранние моменты времени после операции при использовании электрода Внешний счетчик фиксированной с жилет, как рана груди является наиболее раздражительным; но животных нужно быть привыкли к жилет электрода на несколько дней и могут возникнуть помехи поведенческих задач.

  1. Заполнить гнезда электрод tES половину с 0,9% физиологического раствора и удалить пузырьки воздуха.
  2. Бытьносовой cathodal ЦТД сессий, всегда проверить хлорирования и при необходимости (например, блестящий серебряный поверхности), повторно хлорирование Ag/AgCl электродов. Перед началом сессий одна ЦТД удалите возможных избыточных отложений AgCl из предыдущих стимуляцию с наждачной бумагой, чтобы обеспечить хорошую проводимость во время стимуляции. Винт в tES электрод резьбовую крышку ( рис. 1B, серый кусок).
    Предупреждение: Неспособность повторно хлорирование электрода между сессиями cathodal ЦТД приведет исчерпания хлорирования во время стимуляции и токсичных накопления электрохимической реакции. Это вызовет повреждение тканей. Повторное хлорирования не требуется в течение одной сессии, если длительность стимуляции меньше 20 мин
  3. Подключите кабели к двум разъемам на голове (для стимуляции одна, одна кабель подключен к разъему на колпачок, для cathodal стимуляции, это напротив).
    Примечание: При использовании внешне размещены счетчика электрода, охватывают счетчик электрод с проводящего геля и место на грызунов ' s груди. Это проще, если предварительно электрод фиксируется в небольшой грызун жилет, который грызунов можно носить во время стимуляции.
  4. Место, грызунов в экспериментальной клетку, с кабели подключены к поворотным выше клетки, что позволяет для свободного движения.
  5. Включите стимулятор и настроить параметры стимуляции (стимуляция интенсивность, продолжительность, рампы вверх и вниз время).
  6. , Когда не используете устройство коммерчески доступных стимуляции с безопасности закрыта и отключения сигнализации, включают один метр в цепи постоянного тока проверить.
    Примечание: С этой настройки, стимуляции может применяться во время работы или обучения поведенческих задач.
  7. Проверить признаки стресса или дискомфорт грызуна во время стимуляции.
  8. После окончания стимуляции, отсоедините кабели, открутите электрода на голове и чистой и сухой сокет с ватным тампоном. Возвращение грызунов в домашних условиях или продолжите поведенческие процедуры при желании.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Реализации описанных ловушка для надежной неоднократные tES оповещения грызунов легко интегрируются в механистической эксперименты, доза реакция исследований или экспериментов, включая поведенческих задач. На сегодняшний день, сопоставимости данных из исследования на животных с использованием (неинвазивный) tES препятствует изменчивость tES стимуляции механизмов между лабораториями и различия в параметрах стимуляции (например, применяемые при различных плотностях тока непомерно в...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол описывает типичные материалы и процедурные шаги для хирургического реализации постоянного tES настройки, а также для последующей стимуляции оповещения грызунов. В ходе подготовки грызунов, которые tES эксперимент, некоторые методологические аспекты (безопасность и переносимость tES, параметр результат), а также концептуальные аспекты (сопоставимость с человеческого состояния, ожидаемого воздействия на конкретной мозга стимуляции район) должны быть приняты во внимание. С методологической точки зрения хирурги...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Эта работа была поддержана немецкого фонда научных исследований (DFG RE 2740/3-1). Мы благодарим Фрэнк Huethe и Томас Günther для собственного производства на заказ tES set-up и DC-стимулятор.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Softasept NB. Braun Melsungen AG,
Мельзунген, Германия		3887138антисептическое средство
Этанол 70 %Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, DeutschlandT913.1
щипцы с изогнутым наконечникомFST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland11071-10
Щипцы для радужной оболочки, 10 см, прямые, зубчатыеWorld Precision Instruments, Inc, Сарасота, Флорида, США, Inc, Сарасота, Флорида, США15914
Ручка скальпеля #3, 13cmWorld Precision Instruments, Inc, Сарасота, Флорида, США, Inc, Сарасота, Флорида, США500236
Стандартное лезвие скальпеля #10World Precision Instruments, Inc, Сарасота, Флорида, США, Inc, Сарасота, Флорида, США 500239
Целлюлозные тампоны ZellettenLohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland133495 x 4 см 
IsofluraneAbbVie Deutschland GmbH & CoN01AB06
Iris Scissors, 11,5 см, StraightWorld Precision Instruments, Inc, Сарасота, Флорида, США, Inc, Сарасота, Флорида, США 501758маленькие ножницы ватная
палочка/ватные палочкиCarl Roth GmbH & Co. KG, Карлсруэ, ГерманияEH12.1Rotilabo
Kelly Кровоостанавливающие щипцы, 14 см, StraightWorld Precision Instruments, Inc, Сарасота, Флорида, США, Inc, Сарасота, Флорида, США501241хирургическая зажимная
электродная пластина (платина)изготовленная на заказWissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Германия10x6 мм, толщина 0,15 мм
изолированные медные пряди (~1 мм диаметр)Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Санде, ГерманияLITZE BLэлектродный кабель
Weller EC 2002 M паяльная станцияWeller Tools GmbH, Безигхайм, Германия
Iso-Core EL 0,5 ммFELDER GMBH Lö ttechnik, Оберхаузен, Германия20970510бессвинцовый припой
MERSILENE Polyester Fiber SutureJohnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, ГерманияR871Hнерассасывающийся плетеный шовный материал, 4-0
HistoacrylB. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Германия		9381104цианоакрилат
Кетамин 10%Medistar GmbH, Германиябезанестетиков
Rompun 2% (ксилазин)Bayer GmbH, Германиябезанестетиков
EC2002M1D

Ссылки

  1. Bikson, M., et al. Safety of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence Based Update 2016. Brain Stimul. 9 (5), 641-661 (2016).
  2. Bindman, L. J., Lippold, O. C., Redfearn, J. W. The action of brief polarizing currents on the cerebral cortex of the rat (1) during current flow and (2) in the production of long-lasting after-effects. J Physiol. 172, 369-382 (1964).
  3. Gartside, I. B. Mechanisms of sustained increases of firing rate of neurones in the rat cerebral cortex after polarization: role of protein synthesis. Nature. 220 (5165), 382-383 (1968).
  4. Purpura, D. P., McMurtry, J. G. Intracellular activities and potential changes during polarization of motor cortex. Neurophysiol. 28 (1), 166-185 (1965).
  5. Nitsche, M., Paulus, W. Excitability changes induced in the human motor cortex by weak transcranial direct current stimulation. J Physiol. 527 (Pt 3), 633-639 (2000).
  6. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  7. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. Eur J Neuro. 31 (4), 704-709 (2010).
  8. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  9. Ranieri, F., et al. Modulation of LTP at rat hippocampal CA3-CA1 synapses by direct current stimulation. J Neurophysiol. 107 (7), 1868-1880 (2012).
  10. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimul. 10 (November), 51-58 (2016).
  11. Sun, Y., et al. Direct current stimulation induces mGluR5-dependent neocortical plasticity. Ann Neurol. 80 (2), 233-246 (2016).
  12. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Sci Rep. 6, 22180(2016).
  13. Reis, J., Fritsch, B. Modulation of motor performance and motor learning by transcranial direct current stimulation. Curr opin Neurology. 24 (6), 590-596 (2011).
  14. Buch, E. R., et al. Effects of tDCS on motor learning and memory formation a consensus and critical position paper. Clin Neurophysiol. 128 (4), 589-603 (2017).
  15. Reis, J., Fischer, J. T., Prichard, G., Weiller, C., Cohen, L. G., Fritsch, B. Time- but not sleep-dependent consolidation of tDCS-enhanced visuomotor skills. Cerebral cortex. 25 (1), 109-117 (2015).
  16. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Comm. 7, 11100(2016).
  17. Gellner, A. -K., Reis, J., Fritsch, B. Glia: A Neglected Player in Non-invasive Direct Current Brain Stimulation. Front Cell Neurosci. 10, 188(2016).
  18. Takano, Y., Yokawa, T., Masuda, A., Niimi, J., Tanaka, S., Hironaka, N. A rat model for measuring the effectiveness of transcranial direct current stimulation using fMRI. Neurosci Lett. 491 (1), 40-43 (2011).
  19. Islam, N., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Anodal polarization induces protein kinase C gamma (PKC gamma)-like immunoreactivity in the rat cerebral cortex. Neurosci Res. 21, 169-172 (1994).
  20. Islam, N., Aftabuddin, M., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Increase in the calcium level following anodal polarization in the rat brain. Brain Res. 684 (2), 206-208 (1995).
  21. Rohan, J. G., Carhuatanta, K. A., McInturf, S. M., Miklasevich, M. K., Jankord, R. Modulating Hippocampal Plasticity with In Vivo Brain Stimulation. J Neurosci. 35 (37), 12824-12832 (2015).
  22. Wachter, D., et al. Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat. Exp Neurol. 227 (2), 322-327 (2011).
  23. Koo, H., et al. After-effects of anodal transcranial direct current stimulation on the excitability of the motor cortex in rats. Rest Neurol Neurosci. 34 (5), 859-868 (2016).
  24. Liebetanz, D., et al. After-effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) on cortical spreading depression. Neurosci Lett. 398 (1-2), 85-90 (2006).
  25. Fregni, F., et al. Effects of transcranial direct current stimulation coupled with repetitive electrical stimulation on cortical spreading depression. Exp Neurol. 204 (1), 462-466 (2007).
  26. Cambiaghi, M., et al. Flash visual evoked potentials in mice can be modulated by transcranial direct current stimulation. Neurosci. 185, 161-165 (2011).
  27. Dockery, C. A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats. Neurobiol Learn Mem. 96 (3), 452-460 (2011).
  28. Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats. Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).
  29. Pikhovych, A., et al. Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain. Stem Cells In. , 1-10 (2016).
  30. Rueger, M. A., et al. Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain. PloS one. 7 (8), e43776(2012).
  31. Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiol. 120 (6), 1161-1167 (2009).
  32. Yoon, K. J., Oh, B. -M., Kim, D. -Y. Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1452, 61-72 (2012).
  33. Spezia Adachi, L. N., et al. Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation. Exp Brain Res. 233 (5), 1377-1389 (2015).
  34. Jackson, M. P., et al. Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats. Brain, behavior, and immunity. , (2017).
  35. Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat. J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).
  36. Sykes, M., et al. Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies. Front Neural Circ. 10, 80(2016).
  37. Zhang, D. X., Levy, W. B. Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses. Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

tES

Похожие статьи