JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Biology

Экспериментальный протокол для использования дрозофилы как система беспозвоночных модель для токсичности тестирования в лаборатории

Published: July 10, 2018
doi:
10.3791/57450
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
,
1Communities for Building Active STEM Engagement,Colorado State University-Pueblo, 2Department of Biology,Colorado State University-Pueblo

Summary

В этой статье мы предоставляем подробный протокол для предоставления видов из рода дрозофилы загрязнителей с целью изучения последствий воздействия на спектр фенотипические выходов на разных этапах своего развития и для более чем одного поколения.

Abstract

Возникающим свойств и внешние факторы (в частности, население уровне и уровне экосистем взаимодействий) играют важную роль в посредничестве экологически важные конечные точки, хотя они редко рассматриваются в токсикологических исследованиях. D. melanogaster становится токсикологии модель для поведенческих, неврологические и генетических последствий токсикантов, чтобы назвать несколько. Что еще более важно виды в роде дрозофилы может использоваться как модель системы для комплексного рамочного подхода к возникающим свойства включить и экологически соответствующие вопросы в токсикологических исследованиях. Цель настоящего документа-обеспечить протокол для разоблачения виды в роде дрозофилы загрязнителей, для использования в качестве модельной системы для ряда фенотипические выходы и экологически актуальные вопросы. Говоря более конкретно, этот протокол может использоваться для 1) связать несколько биологического уровня Организации и понять влияние токсикантов на оба уровня населения и индивидуальные Фитнес; 2) Проверьте влияние токсикантов на разных стадиях развития воздействия; 3) тест между поколениями и эволюционной последствия загрязнителей; и 4) одновременно проверить несколько загрязнителей и стресс.

Introduction

Каждый год, примерно 1000 новых химических веществ будут введены1,химической промышленности2; Однако воздействие лишь небольшой процент этих химических веществ на окружающую среду тестируются перед распределением2,3. Хотя крупномасштабные катастрофы являются редкостью, Сублетальное и хронического воздействия большое разнообразие загрязняющих веществ широко распространены в людей и дикой природы4,5. Исторические экологической токсикологии и экотоксикологии ориентирован для тестирования летальность, одного химического воздействия, острого воздействия и физиологические эффекты воздействия, как средства измерения воздействия загрязнителей на выживание6, 7 , 8 , 9 , 10. Хотя существует сдвиг в сторону этические и неинвазивные подходы к животных испытаний, текущие подходы ограничивают ввиду роли этого развития, возникающим свойств и внешние факторы (например, уровень населения и экосистема уровень взаимодействия) играть в посредничестве экологически важные конечные точки8. Таким образом существует необходимость для методов, которые включают более целостный подход, без ущерба для дикой природы и/или позвоночных в лаборатории.

Беспозвоночных модель системы, такие как Drosophila melanogaster, являются привлекательной альтернативой признается необходимость более целостного подхода к тестированию токсичности. D. melanogaster, первоначально была разработана как система беспозвоночных модель для человека генетических исследований около века назад11. D. melanogaster теперь широко используется как альтернатива позвоночных модель по нескольким причинам: 1) сохранению генов и пути между D. melanogaster и людьми; 2) время коротких поколения по сравнению с позвоночных модели; 3) недорогая стоимость технического обслуживания; 4) легкость в генерации большой выборки; и 5) множество Фенотипические – и экологически соответствующих конечных точек, доступных для тестирования11,12,13,14,,1516,17 .

Несколько лабораторий11,,1516,17,18,19,20,21,22, 23 , 24 , 25 теперь используют D. melanogaster как альтернатива позвоночных модели для тестирования токсичность для понимания воздействия загрязнения на людей. Местных диких видов дрозофилы может использоваться, как хорошо, как модели токсичности для дикой природы (и людей) ответить экологически-, функционально-и эволюционно соответствующие вопросы на разных уровнях биологической организации. С помощью видов в пределах дрозофилы род как модель, несколько измеримые конечные точки являются возможные11,,1516,18,19,20 ,21,,2223,24,25. In addition, с использованием модели дрозофилы , токсикологи может: 1) этически ссылка эффекты на разных уровнях биологической организации; 2) включить роли возникающих факторов и развития; 3) исследование экологически важные конечные точки (помимо медицински важных конечных точек); 4) проверить несколько раздражители одновременно; 5) и долгосрочные испытания между поколениями (например эволюционной и следующим) последствия стресса. Таким образом использование дрозофилы как система модель позволяет множество подходов, не ограничиваясь изучения механистический подходы с инбредных штаммов D. melanogaster в лаборатории.

В этой статье мы представляем методы выращивания и сбора дрозофилы ответить на различные вопросы токсикологические. Говоря более конкретно, мы описываем методологии 1) воспитания дрозофила в среде laced с одного или более загрязнителей; 2) сбор дрозофилы на протяжении развития (например блуждающих третьего возраста личинки, куколки случаев, недавно eclosed взрослых и взрослые); и 3) воспитания дрозофила в загрязненной среде тест между поколениями и следующих передачи, а также эволюционной последствия длительного воздействия токсиканта. Используя этот протокол, предыдущие авторы18,19,20,21,22,23,24,25 сообщили различные генетические, физиологические и поведенческие последствия развития привести (Pb2 +) воздействия. Этот протокол позволяет токсикологи использовать токсикологические более целостный подход, который необходим для понимания, как загрязнители являются факторами риска для людей и дикой природы в все более загрязненной окружающей среды.

Protocol

Следующий протокол является экспериментальный протокол, используемый для заднего виды в роде дрозофилы на загрязненной среде когда пероральный прием токсин является целесообразным; другие виды воздействия возможно с использованием дрозофилы модель11,,1516,26. Методы, описанные в настоящем Протоколе ранее были описаны Хирш и др. 19 и Петерсон и др. 23 , 24 , 25. 1. Настройка запасов популяций Drosophila в научно-исследовательской лаборатории Настройка экологически контролируемой инкубатора (или маленькой комнате) дом запасов популяций Drosophila , установив инкубаторы для постоянной температуры, света: темные цикла и влажности, в зависимости от предпочтений видов испытаний.Примечание: Предпочтительным условий окружающей среды будет зависеть родной экологии видов, выбранных для исследования. Например D. melanogaster обитает в субсахарской Африке27 и обычно поддерживается на 25 ° C, 12:12 света: темные цикл и приблизительно 60% влажности16,18,19,20 , 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 28 , 29 , 30. с другой стороны, D. Монтана диапазон простирается на протяжении большей части Канады и среднем западе США, намного холоднее региона; Таким образом D. Монтана обычно поддерживается на 19 – 20 ° C, а иногда и 24 h светового режима для имитации условий во время брачного сезона31. Более подробное описание географических квот различных видов дрозофилысм. дрозофила видообразования шаблоны сайта32. Получения предпочтительного дрозофилы видов и/или инбредные линии от либо фондовый центр (см. таблицу материалы), еще одна научно-исследовательская лаборатория по запросу, или собирать дикий, генетически переменной населения из поля.Примечание: Следующие шаги объяснить методы для сбора диких, генетически переменной популяций Drosophila поддерживать в научно-исследовательской лаборатории. Эти методы были изменены Markow и о ‘ Грейди33 и34 Вернер и Jaenike для сбора широкое разнообразие видов сразу, вместо того, чтобы цели отдельных видов с одним источником приманки. Заморозить полдюжины спелые бананы в морозильную камеру на ночь и размораживать перед установкой приманка ловушки. Подготовьте несколько 1 – 2 Л пластиковых бутылок, резка u образный разрез передней бутылку, чтобы позволить мух быть захвачен в бутылке приманки и не бежать. Крышки пластиковые бутылки с их бутылочных крышек так мухи не бежать через крышки. Добавьте размороженные банан в нижней части бутылки, так что в нижней части бутылки содержит примерно один дюйм банана. Поместите кусочек спелый помидор в бутылке. Добавьте дрожжи пульпы (остатки дрожжей от процесса приготовления пива) в банан в нижней части бутылки, чтобы банан получает замочить в дрожжевой суспензии. Добавьте деревянные палочки (в вертикальном положении вертикального) к бутылке, чтобы мух имеют чистой подложки уйти дрожжевой суспензии и банан.Рисунок 1 иллюстрирует конечный продукт этих методов. Hang приманку бутылки в деревья на ночь и проверьте, что каждые 24 ч. рот аспирата вылетает из бутылки и индивидуально место женщины в флаконах с среднего для создания iso девушки линий.Примечание: Мульти женской линии могут создаваться, однако, только если самки каждого вида могут быть четко определены. Кроме того мух в род дрозофилы занимают различные экологические ниши и будут иметь различные диетические требования, зависящ на эти ниши (Вернер и Jaenike34); Смотрите Вернер и Jaenike34 диетические рекомендации и рецепты пищи. Изучить взрослых F1 потомство под микроскопом диссекции для идентификации видов, собранных дрозофилы (см. Markow и о ‘ Грейди33 и34 Вернер и Jaenike для помощи в определении различных видов ). Рисунок 1 : Живописные представительства ловушки и приманки используются для сбора диких популяций Drosophila в поле. (A) Fly ловушки набор на местах сайте в Колорадо. (B) ближе зрения летать ловушки набор на этом сайте поля. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры. Сохранить iso самка или линии нескольких женщин в экологически контролируемой инкубатора или номер с постоянной температуры, света: темные цикла и влажности. Чтобы сделать это, дом мухи во флаконах или бутылки в предпочитает среднего и позволяют беременных самок откладывают яйца в среде. Контролировать флаконов на наличие личинок и куколок.Примечание: Мух в род дрозофилы занимают различные экологические ниши и будут иметь различные диетические требования и экологических абиотических предпочтения, зависящ на эти ниши33,34. Окружающей среды предпочтения и диетических рекомендаций (и дальнейшего обучения на лету животноводства) можно найти в Элгине и Миллер28, Шаффер и др. 29,30галантного и Стокер, Markow и о ‘ Грейди33и Вернер и Jaenike34. Если поймали дикого вида, местные экологические условия можно смоделировать в инкубаторы до тех пор, пока вида могут быть определены. Передачу запасов часто свежие средний, отбрасывая старые флаконов, чтобы поддерживать здоровый линии и избежать инфекции от клещей.Примечание: Частоту передачи будет зависеть от жизненного цикла видов. Например передача Drosophila melanogaster каждые 2 недели до свежие среднего. Для получения дополнительной информации о поддержании линий в лаборатории, смотрите Rand и др. 16, Элгин и Миллер28, Шаффер и др. 29,30галантного и Стокер, Гринспен35и науки образования базы36. 2. Задние дрозофила в загрязненной среде Примечание: Если тестирование дрозофила в лаборатории в первый раз или с новым contaminant(s), определение летальной дозы (см. Кастанеда и др. 37 и Мэсси и др. 38 для методов) и ЛД50 (см. Кастанеда и др. 37 и Акинс и др. 39 для методов) первый. Затем запустите кривой доза ответ для выявления биологически отношение концентрации для требуемого фенотипические; Просмотреть Хирш и др. 19 и Чжоу и др. 40 для методов. Подготовка запасов решения загрязненной среды на желаемый concentration(s), в зависимости от химического загрязнения.Примечание: К примеру, для подготовки запасов решений ККПБ: подготовка запасов решения свинца ацетата (ККПБ) среды, добавив загрязнителем в дистиллированной воде (dH20) до среднего, с загрязняющими вода достигает желаемой концентрации. Например, Стоковый раствор 1000 мкм ККПБ, может быть подготовлен путем добавления ККПБ dH20 до тех пор, пока он достигает 1000 мкм ККПБ. Кроме того, разбавляют запасов раствор (например 1000 мкм ККПБ) до нужной концентрации (например, 500 мкм ККПБ) и поддерживать эти решения как запас также. Подготовка среднего, следующие производителя руководящих принципов в качестве средства управления. Подготовить дополнительные средства, следующие производителя руководящих принципов; Однако дополнение подготовлено загрязнений раствор для dH20.Примечание: например, при использовании мгновение дрозофилы среднего, добавьте примерно одна чайная ложка мгновенного среднего в пластиковом флаконе. Добавьте примерно 5 – 5,5 мл dH20 на носитель. Посыпьте несколько зерен живых дрожжей хлебопекарных подготовить среды управления. Подготовить экспериментальный среднего, дополнение Стоковый раствор (например, 500 мкм ККПБ) для dH20. Перевести репродуктивно жизнеспособные Зрелые самцы и самки из запасов популяций в управления и экспериментальной среде.Примечание: После eclosion время до репродуктивного погашения отличается между дрозофилы видов41. Аккуратно нажмите флакон запасов мух вниз с доминирующей рукой. Убедитесь, что мухи автоматически перейти к нижней части флакона. С другой стороны снять крышку с флакона при касании флакона и место свежие флакон контроля или загрязненной среды на верхней части флакона с мух. Сплачивают флаконы и перевернуть их, мягко разговоров, так что мух автоматически передаются свежие флакона контроля или загрязненной среды. Хотя по-прежнему выстукивать флакона с мух, Крышка флакона. Повторите с более флаконов, убедившись в том стандартизировать количество мух в каждом флаконе.Примечание: Общее количество взрослых переданы через единый передачи или анестезии будет зависеть от размера флаконы используются во избежание переполненности. Инкубировать взрослых в стандартные условия окружающей среды (т.е. инкубатор) и позволяют взрослых спариваются и откладывают яйца в средстве для 24-96 ч. После 24-96 h, отказаться от взрослых в МОРГ (колбу заполнены с минеральным маслом и ограничен с воронкой облегающие) оставив оплодотворенные яйца (которые позже станет экспериментальной субъектов) чтобы созреть для тестирования. Место флаконов в инкубаторе разрешить яйца, чтобы развиваться. Отслеживать флаконы для блуждающих instar личинки, ищет личинки, которые выходят из среды. 3. сбор экспериментальных субъектов на различных этапах своего развития Примечание: Экспериментальная предметы могут быть собраны на любой стадии развития, помещенные в слепой закодированных 15 мл конические трубы и испытаны для накопления. Методы для тестирования накопления загрязнителей будет зависеть от загрязнения изучаются. Например накопление ККПБ может испытываться с использованием Inductively-Coupled плазменной масс-спектрометрии (ИСП-МС)42. Кроме того экспериментальные предметы могут быть собраны на любой стадии развития для проверки на различных Фенотипическая воздействию загрязняющих веществ. Рисунок 2 иллюстрирует жизненный цикл дрозофилы 43. На рисунке 3 показана экспериментальный протокол для экспозиции и различные этапы развития для коллекции. Рисунок 2 : Концептуальный обзор жизненного цикла D. melanogaster (наиболее часто используемые модели системы дрозофилы ). На этапах цикла жизни дрозофилы являются: 1) яйцо, личинка 2) первой instar, 3) второй instar личинка, 4) третьего instar личинка, 5) бродил третьего возраста личинки, куколки 6) белоглазка, 7) красных куколки, 8) недавно eclosed взрослых и 9) зрелого взрослого. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры. Рисунок 3 : Концептуальный обзор методов устно подвергая дрозофилы загрязненной среды в родительский (F0) и последующих поколений (F1 и более поздние версии). (A) методы для перорального воздействия во время разработки в открытые поколения. (B) методы для тестирования передачи загрязнителей потомство (F1 до желаемого поколения). Эта цифра была изменена с Петерсон и др. 24 Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры. Собирать блуждающих третьего возраста личинок Начните мониторинг флаконов, когда загорается в инкубаторе, как личинки выходят из среды и двигаться вверх на стороне флакона в течение часов после того, как светятся в инкубаторе. В этой h удалите блуждающих третьего возраста личинок из сторон флакона тщательно с помощью деревянной палочкой или пинцетом.Примечание: Количество личинок для коллекции будет зависеть количество яиц в «2.3.4». Чтобы удалить избыток среднего из личинки, место личинки в небольшой стакан с dH2O. Pour dH2O из стакан и место личинки на деликатную задачу стеклоочистителя. Используя деликатную задачу стеклоочистителя, осторожно удалите избыток dH2O из личинки. Поддерживать экспериментальные популяции в инкубаторе экологически контролируемой. Собирать взрослых недавно eclosed Флаконов монитор для eclosion, наблюдая окраску куколок по бокам флаконов.Примечание: Куколок будет темнее во время разработки. Развития времени, особенно до eclosion, зависит от видов испытания. Когда первый взрослые начинают Эклоз, дамп и отбросить эти взрослые в морге, содержащих минеральные масла. Когда огни в инкубаторе включите следующее утро, дамп и отменить любые взрослых неизвестного возраста (или девственности), которые могут иметь eclosed на ночь или во время morningbefore огни на. Приблизительно 4 ч позже, анестезировать взрослых, которые появились как недавно eclosed взрослых с CO2 пушки во флаконах. Место взрослых на CO2 пластины под микроскопом рассечение. Секс взрослых ищет секс расчески на передние конечности мужчин и ovipositors женщин.Примечание: D. melanogaster должны быть собраны в течение 6 ч eclosion избежание спаривания, но другие виды могут иметь больше развития раз (и, следовательно, не нужно быть собраны в течение этого периода времени). Отдельных взрослых на CO2 пластины с помощью деревянной палочкой. Аккуратно передачи взрослых секс специфических групп с помощью деревянной палочкой для средних сопоставления существующей истории. Сбор зрелых взрослых после eclosion Позволяют взрослым оставаться на средних подходящих предварительно eclosion воздействия от стадии яйца желаемый возраст после eclosion в инкубаторе экологически контролируемой. Поодиночке передачи взрослых в средство контроля за 24 часа до начала испытаний чтобы позволить взрослых жениха избыток загрязненной среды их тела. 4. задняя экспериментальной предметы для тестирования эффекты поколениями или Transgenerational воздействия. Сзади родительского поколения (ака P0 или F0 поколений), передачи взрослых от запасов населению управления и экспериментальной среды следующих шагов в «2.1» «2.3» и «3.1» до «3.3». Когда взрослые репродуктивно Зрелые (см. Pitnick и др. 41), поодиночке один флакон самцов к свежим флакон контроля или экспериментальной среды передачи (как указано в разделе 2.3.1). Поодиночке передать один флакон самок свежие пузырек, который теперь содержит мужчины. Разрешить взрослых мате и откладывают яйца в среде для 24-96 h. дампа и отказаться от взрослых в морге, содержащих минеральные масла и повторно инкубировать флаконов разрешить потомство развивать. Повторите шаги 4.1 через 4.2 в зависимости от желаемого количества поколений.

Representative Results

Устно подвергая дрозофилы до contaminant(s) на протяжении всего развития, различные токсикологические вопросы может быть проверена подвергая дрозофилы на разных уровнях биологической организации. В этом разделе представлены представителем результаты, полученны…

Discussion

Drosophila melanogaster был создан как мощная модель для целого ряда биологических процессов из-за обширной сохранению генов и пути между людей и D. melanogaster 13,14. По тем же причинам, что это мощная модель для медицинской науки дрозофила стала систему подх…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта публикация была поддержана грантом от Департамента образования (PR-премии #P031C160025-17, название проекта: 84.031 C) университета штата Колорадо-Пуэбло (CSU-Пуэбло) общинам создавать активные стволовые участия (C-BASE). Мы благодарим текущего зоологии и Elsevier за предоставление права на использование представитель результаты опубликованы в предыдущих документах, а также редакторы JoVE за предоставленную нам возможность опубликовать этот протокол. Мы также хотели бы поблагодарить C-BASE программы, д-р Брайан Vanden Хойвель (C-BASE и кафедра биологии, CSU-Пуэбло), кафедра биологии CSU-Пуэбло, Томас Грациано, д-р Бернард Possidente (кафедра биологии, колледж Скидмор) и д-р Клэр Вариан Рамос (Кафедра биологии, Университет штата Колорадо-Пуэбло) за их поддержку и помощь.

Materials

Carolina Biological Instant Drosophila Medium Formula 4-24 Carolina Biological 173204
Drosophila vials, Narrow (PS), Polystyrene, Superbulk, 1000 vials/unit Genessee Scientific 32-116SB Used to store flies
Flugs Closures for vials and bottles, Narrow plastic vials Genessee Scientific 49-102 Used to store flies
Cardboard trays, trays only, narrow Genessee Scientific 32-124 Used to organize populations of flies
Cardboard trays, dividers only, narrow Genessee Scientific 32-126 Used to organize populations of flies
Thermo Scientific Nalgene Square Wide-Mouth HDPE Bottles with Closure Fischer Scientific 03-312D Useful for storage of contaminants
Thermo Scientific Nalgene Color-Coded LDPE Wash Bottles Fischer Scientific 03-409-17C Useful for storage of contaminants
Eppendorf Repeater M4 Manual Handheld Pipette Dispenser Fischer Scientific 14-287-150 Used to prepare medium
Combitips Advanced Pipetter Tips – Standard, Eppendorf Quality Tips Fischer Scientific 13-683-708 Used to prepare medium
Flypad, Standard Size (8.1 X 11.6cm) Genessee Scientific 59-114 Used to anesthetize flies
Flystuff foot valve Genessee Scientific 59-121 Used to anesthetize flies
Tubing, green (1 continguous foot/unit) Genessee Scientific 59-124G Used to anesthetize flies
Mineral Oil, Light, White, High Purity Grade, 500 mL HDPE Bottle VWR 97064-130 Used to make a morgue
Glass Erlenmeyer Flask Set – 3 Sizes – 50, 150 and 250ml, Karter Scientific 214U2 Walmart Not applicable Used to make a morgue
BGSET5 Glass Beaker Set Of 5 Walmart
Inbred or wildtype line of Drosophila Bloomington Drosophila Stock Center at Indiana University https://bdsc.indiana.edu
Wild popultions of Drosophila UC San Diego Drosophila Stock Center https://stockcenter.ucsd.edu/info/welcome.php
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Postel, S. . Defusing the Toxics Threat: Controlling Pesticides and Industrial Waste. , (1987).
  2. Vitousek, P. M., Mooney, H. A., Lubchenco, J., Melillo, J. M. Human domination of earth’s ecosystems. Science. 277, 494-499 (1997).
  3. United Nations Environment Program (UNEP). . Saving Our Planet: Challenges and Hopes. , (1992).
  4. Hansen, L. J., Johnson, M. L. Conservation and toxicology: Integrating the disciplines. Conservation Biology. 13, 1225-1227 (1999).
  5. Johnston, E. L., Mayer-Pinto, M., Crowe, T. P. REVIEW: Chemical contaminant effects on marine ecosystem functioning. Journal of Applied Ecology. 52, 140-149 (2015).
  6. Dell’Omo, G. . Behavioral ecotoxicology. , (2002).
  7. Clotfelter, E. D., Bell, A. M., Levering, K. R. The role of animal behaviour in the study of endocrine-disrupting chemicals. Animal Behaviour. 68, 665-676 (2004).
  8. Peterson, E. K., Buchwalter, D. B., Kerby, J. L., LeFauve, M. K., Varian-Ramos, C. W., Swaddle, J. P. Integrative behavioral ecotoxicology: bringing together fields to establish new insight to behavioral ecology, toxicology, and conservation. Current Zoology. 63, 185-194 (2017).
  9. Scott, G. R., Sloman, K. A. The effects of environmental pollutants on complex fish behaviour: Integrating behavioural and physiological indicators of toxicity. Aquatic Toxicology. 68, 369-392 (2004).
  10. Zala, S. M., Penn, D. J. Abnormal behaviors induced by chemical pollution: A review of the evidence and new challenges. Animal Behaviour. 68, 649-664 (2004).
  11. Abolaji, A. O., Kamdem, J. P., Farombi, E. O., Rocha, J. B. T. Drosophila melanogaster as a promising model organism in toxicological studies. Archives of Basic & Applied Medicine. 1, 33-38 (2013).
  12. Jennings, B. H. Drosophila-a versatile model in biology and medicine. Materials Today. 14, 190-195 (2011).
  13. Pandey, U. B., Nichols, C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery. Pharmacology Reviews. 63, 411-436 (2011).
  14. Rubin, G. M., et al. Comparative genomics of the eukaryotes. Science. 287, 2204-2215 (2000).
  15. Rand, M. D. Drosophotoxicology: The growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicol Teratol. 32, 74 (2010).
  16. Rand, M. D., Montgomery, S. L., Prince, L., Vorojeikina, D. Developmental toxicity assays using the Drosophila model. Current Protocols in Toxicology. 59, 1.12.1-1.12.20 (2015).
  17. Burke, M. K., Rose, M. R. Experimental evolution with Drosophila. American Journal of Physiology: Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 296, R1847-R1854 (2009).
  18. He, T., Hirsch, H. V. B., Ruden, D. M., Lnenicka, G. A. Chronic lead exposure alters presynaptic calcium regulation and synaptic facilitation in Drosophila larvae. NeuroToxicology. 30, 777-784 (2009).
  19. Hirsch, H. V., et al. Behavioral effects of chronic exposure to low levels of lead in Drosophila melanogaster. NeuroToxicology. 24, 435-442 (2003).
  20. Hirsch, H. V. B., et al. Variations at a quantitative trait locus (QTL) affect development of behavior in lead-exposed Drosophila melanogaster. NeuroToxicology. 30, 305-311 (2009).
  21. Morley, E. J., Hirsch, H. V. B., Hollocher, K., Lnenicka, G. A. Effects of chronic lead exposure on the neuromuscular junction in Drosophila larvae. NeuroToxicology. 24, 35-41 (2003).
  22. Ruden, D. M., et al. Genetical toxicologenomics in Drosophila identifies master- modulatory loci that are regulated by developmental exposure to lead. NeuroToxicology. 30, 898-914 (2009).
  23. Peterson, E. K., et al. Accumulation, elimination, sequestration, and genetic variation of lead (Pb2+) loads within and between generations of Drosophila melanogaster. Chemosphere. 181, 368-375 (2017).
  24. Peterson, E. K., et al. Asymmetrical positive assortative mating induced by developmental lead (Pb2+) exposure in a model system, Drosophila melanogaster. Current Zoology. 63, 195-203 (2017).
  25. Peterson, E. K. . Consequences of developmental lead (Pb2+) exposure on reproductive strategies in Drosophila. , (2016).
  26. Chifiriuc, M. C., Ratiu, A. C., Popa, M., Ecovolu, A. A. Drosophotoxicology: An emerging research area for assessing nanoparticles interaction with living organisms. International Journal of Molecular Sciences. 17, 36 (2016).
  27. Lachaise, D., Cariou, M. L., David, J. R., Lemeunier, F., Tsacas, L., Ashburner, M. Historical biogeography of the Drosophila melanogaster species subgroup. Evolutionary Biology. 22, 159-225 (1988).
  28. Elgin, C. R., Miller, D. W., Ashburner, M., Wright, T. R. F. Mass rearing of flies and mass production and harvesting of embryos. The Genetics and Biology of Drosophila. 2a, 112-121 (1978).
  29. Shaffer, C. D., Wuller, J. M., Elgin, C. R. Chapter 5: Raising large quantities of Drosophila for biochemical experiments. Methods in Cell Biology. 44, 99-108 (1994).
  30. Stocker, H., Gallant, P. Getting started: an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420, 27-44 (2008).
  31. Jennings, J. H., Etges, W. J., Schmitt, T., Hoikkala, A. Cuticular hydrocarbons of Drosophila montana: geographic variation, sexual dimorphism and potential roles as pheromones. Journal of Insect Physiology. 61, 16-24 (2014).
  32. Markow, T. A., O’Grady, P. M. . Drosophila: A Guide to Species Identification and Use. , (2005).
  33. Werner, T., Jaenike, J. . Drosopholids of the midwest and northeast. , (2017).
  34. Greenspan, R. J. The basics of doing a cross. Fly Pushing: The theory and practice of Drosophila genetics. , 3-24 (1997).
  35. JoVE Science Education Database. . . Biology I: yeast, Drosophila and C. elegans. Drosophila Maintenance. , (2018).
  36. Castañeda, P. L., Muñoz, G. L. E., Durán, D. A., Heres, P. M. E., Dueñas, G. I. E. LD50 in Drosophila melanogaster. fed on lead nitrate and lead acetate. Drosophila Information Service. 84, 44-48 (2001).
  37. Massie, H. R., Aiello, V. R., Whitney, S. J. P. Lead accumulation during aging of Drosophila and effect of dietary lead on life span. Age. 15, 47-49 (1992).
  38. Akins, J. M., Schroeder, J. A., Brower, D. L., Aposhian, H. V. Evaluation of Drosophila melanogaster as an alternative animal for studying the neurotoxicity of heavy metals. BioMetals. 5, 111-120 (1992).
  39. Zhou, S., et al. The genetic basis for variation in sensitivity to lead toxicity in Drosophila melanogaster. Environmental Health Perspectives. 124, 1062-1070 (2016).
  40. Pitnick, S., Markow, T. A., Spicer, G. S. Delayed male maturity is a cost of producing large sperm in Drosophila. Proceedings of National Academy of Sciences USA. 92, 10614-10618 (1995).
  41. Beauchemin, D. Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry. Analytical Chemistry. 82, 4786-4810 (2010).
  42. Tyler, M. S., Tyler, M. S. Development of the fruit fly Drosophila melanogaster. Developmental Biology, a Guide for Experimental Study. , 8-27 (2000).
  43. Ortiz, J. G., Opoka, R., Kane, D., Cartwright, I. L. Investigating arsenic susceptibility from a genetic perspective in Drosophila reveals a key role for glutathione synthetase. Toxicological Sciences. 107, 416-426 (2009).
  44. Bonilla, E., Contreras, R., Medina-Leendertz, S., Mora, M., Villalobos, V., Bravo, Y. Minocycline increases the life span and motor activity and decreases lipid peroxidation in manganese treated Drosophila melanogaster. Toxicology. 294, 50-53 (2012).
  45. Guarnieri, D. J., Heberlein, U. Drosophila melanogaster, a genetic model system for alcohol research. International Review of Neurobiology. 54, 199-228 (2003).
  46. Posgai, R., Cipolla-McCulloch, C. B., Murphy, K. R., Hussain, S. M., Rowe, J. J., Nielsen, M. G. Differential toxicity of silver and titanium dioxide nanoparticles on Drosophila melanogaster development, reproductive effort, and viability: size, coatings and antioxidants matter. Chemosphere. 85, 34-42 (2011).
  47. Gupta, S. C., et al. Adverse effect of organophosphate compounds, dichlorvos and chlorpyrifos in the reproductive tissues of transgenic Drosophila melanogaster: 70kDa heat shock protein as a marker of cellular damage. Toxicology. 238, 1-14 (2007).
  48. Wasserkort, R., Koller, T. Screening toxic effects of volatile organic compounds using Drosophila melanogaster. Journal of Applied Toxicology. 17, 119-125 (1997).
  49. Markow, T. A., O’Grady, P. O. Reproductive ecology of Drosophila. Functional Ecology. 22, 747-759 (2008).
  50. Dev, K., Chahal, J., Parkash, R. Seasonal variations in the mating-related traits of Drosophila melanogaster. Journal of Ethology. 31, 165-174 (2013).
  51. Salminen, T. S., Vesala, L., Laiho, A., Merisalo, M., Hoikkala, A., Kankare, M. Seasonal gene expression kinetics between diapause phases in Drosophila virilus group species and overwintering differences between diapausing and non-diapausing females. Nature Scientific Reports. 5, 11197 (2015).
  52. Miller, R. S., Thomas, J. L. The effects of larval crowding and body size on the longevity of adult Drosophila melanogaster. Ecology. 39, 118-125 (1958).
  53. Peterson, E. K., Ghiradella, H., Possidente, B., Hirsch, H. Transgenerational epigenetic effects of lead exposure on behavior in Drosophila melanogaster. 11, 492-493 (2012).
  54. Soares, J. J., et al. Continuous liquid feeding: New method to study pesticides toxicity in Drosophila melanogaster. Analytical Biochemistry. 537, 60-62 (2017).

Tags

DrosophilaToxicity TestingInvertebrate ModelDose ResponseGrowth MediumDevelopmental StagesLarvaeAdultsExposureContaminants

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Peterson, E. K., Long, H. E. Experimental Protocol for Using Drosophila As an Invertebrate Model System for Toxicity Testing in the Laboratory. J. Vis. Exp. (137), e57450, doi:10.3791/57450 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image