Методическая статья

Аблация нейрональных населения с помощью двух Фотон лазера и его оценки с использованием изображений кальция и поведенческих запись в Zebrafish личинки

DOI:

10.3791/57485

⸱

2 июня 2018 г.

 , 
1Division of Molecular and Developmental Biology, National Institute of Genetics, Department of Genetics, SOKENDAI (The Graduate University for Advanced Studies)

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы представляем протокол к удалять генетически помечены субпопуляция нейронов лазером двух фотонов от данио рерио личинки.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Чтобы определить роль субпопуляции нейронов в поведении, важно проверить последствия блокирования свою деятельность на живых животных. Лазерная абляция нейронов является эффективным методом для этой цели, когда нейроны выборочно помечены флуоресцентных зондов. В настоящем исследовании протоколы для лазерной абляции субпопуляции нейронов под микроскопом двух фотонов и тестирования его функциональные и поведенческие последствия описаны. В этом исследовании поведение захвата добычи в zebrafish личинки используется как модель исследования. Pretecto гипоталамический цепи известно, лежат в основе этой визуально инициативе добычу поведение ловля. Данио рерио метаталамус были удаленной лазера, и активность нейронов в нижней доле гипоталамуса (ILH; целевой pretectal проекции) был рассмотрен. Также был испытан поведение захвата добычу после pretectal абляции.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Чтобы понять, как поведение возникает от активности нейронов в головном мозге, необходимо определить нейронных цепей, которые участвуют в генерации этого поведения. В личиночной стадии, данио рерио обеспечивает идеальная модель животных для изучения функции мозга связанные с поведением, потому что их небольшой, прозрачной мозги позволяют исследовать нейронной активности в клеточном резолюции в широкой области мозг при соблюдении поведения1. Визуализация активности нейронов в конкретных нейронах стало возможным благодаря изобретение показателей (GECIs) генетически закодированный кальция (Ca), например GCaMP2. GCaMP трансгенных данио рерио оказались полезными для сопоставления функциональных нейронные цепи с поведением путем проведения Ca изображений в себя животных3.

В то время как Ca изображений можно продемонстрировать корреляции между нейронной активности и поведение, чтобы показать причинности, подавление активности нейронов и тестирования его consequence(s) на поведение являются важными шагами. Существуют различные способы для достижения этой цели: использование генетической мутации, которая изменяет конкретные нейронных цепей4, выражение нейротоксинов в конкретных нейронах5,6, использования optogenetic инструментов, таких как галородопсин7, и Лазерная абляция целевых нейронов8,9. Лазерная абляция особенно подходит для ликвидации деятельность в сравнительно небольшое число конкретных нейронов. Необратимой ликвидации нейронной активности, убивая нейронов облегчает оценки поведенческих последствий.

Один из интересных поведение, которое можно наблюдать в личиночной стадии в данио рерио — добычу захвата (рис. 1A). Это визуально гидом, целенаправленное поведение обеспечивает благоприятный экспериментальная система для изучения остроты10, зрительномоторной преобразование11,12,13, визуальное восприятие и признание объекты14,,1516,17,18и принятия решений19. Как хищные признается хищников и как добычу обнаружения ведет добычу ловить поведение был центральным вопросом в Нейроэтология20. В этой статье, мы сосредоточить внимание на роли pretecto гипоталамический контура, образованного прогнозы ядра в метаталамус (ядро pretectalis superficialis Парс magnocellularis, далее, просто к сведению как метаталамус) в ILH. Лазерная абляция метаталамус было показано сократить добычу захвата активности и упразднить нейронной активности в ILH, который связан с добычей визуального восприятия21. Здесь протоколы для выполнения лазерной абляции и тестирования его эффект с помощью Ca2 + изображений и поведенческих запись в данио рерио, личинки описаны.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. абляции субпопуляции нейронов, с помощью двух Фотон лазерный микроскоп

Примечание: Если пользователи план на выполнении Ca изображений следующих абляции, используйте линии UAShspzGCaMP6s21. Если пользователи план на выполнение поведенческих записи после аблации, используйте линии UAS:EGFP, как абляции EGFP-положительных клеток легче выполнить, чем GCaMP6s-выражая клеток.

  1. Начните с создания спаривания Gal4 линии, что этикетки конкретных нейронах изучаться и UAS:EGFP или UAShspzGCaMP6s. Не забудьте использовать фон перламутра для обоих родителей, так что могут быть получены перламутра рецессивной.
    Примечание: Рецессивной перламутра содержат не меланофоров на поверхности тела (рис. 1Б). В настоящее время исследование, gSAIzGFFM119B линии Gal4, (который этикетки метаталамус) и другой Gal4 линии hspGFFDMC76A (который обозначает ILH) используются21.
  2. На следующий день спаривания установки собирать яйца данио рерио и поднять их на личиночной стадии в какой-то момент нейронов интерес выразят флуоресцентные журналистам.
  3. Смонтируйте данио рерио личинка в 2% низкая температура плавления агарозы (рис. 1Б).
    1. Начните с подготовки 2% агарозном Стоковый раствор: Растворите 2 g низкой агарозы плавления порошка в 100 мл воды системы (т.е., вода, используемая для поддержания взрослых рыбок данио циркулирующей воды системы)22 или E3 воды23, путем привлечения воды кипения в микроволновой и смешивая энергично.
    2. Микроволновая фондовой низких плавления агарозы 2% до тех пор, пока она кипит. Налейте 3,5-4,0 мл агарозы на крышке Петри 6-см. Подождите, пока агарозы охлаждает, так что это теплая на ощупь, прежде чем продолжить.
    3. Далее Поместите один личинка (не под наркозом на этом шаге) в агарозы. Держите регулировки положения и ориентации личинка, так что это вертикально, с использованием рассечения иглы (рис. 1C), до тех пор, пока агарозы застывает для обеспечения надлежащего позиционирования личинка.
      Примечание: Личинка будет по-прежнему плавать вокруг в то время как агарозы затвердевает.
    4. Когда личинки позиционируется, позволяют 5 мин для агарозы полностью затвердеть.
    5. 5 мл tricaine раствора (0,4% на 1 x рабочей концентрации) Залейте агарозы.
      Примечание: Чтобы избежать движений, личинки во время лазерной абляции, личинки должны храниться наркотизированных на протяжении всей процедуры аблации.
  4. Удалять личинка, используя функцию отбеливания в системе двух Фотон лазерная микроскопия.
    1. Место агарозы встроенный личинка под двух Фотон лазерный сканирующий микроскоп и начать системы микроскопии.
    2. Запустите программное обеспечение приобретения изображений и нажмите кнопку «On» на вкладке «Лазер» Включите лазер (рис. 1D). Ждать для «Статус» лазера изменить с «Занят» на «Locked режиме.»
    3. На вкладке «Каналы», задайте длина волны лазера на 880 Нм (максимальная мощность: около 2300 МВт) абляции EGFP, или на 800 Нм (максимальная мощность: около 2600 МВт) для GCaMP абляции.
    4. Выберите 20 X объектив, вручную перемещая объектив револьвер. Перейдите на вкладку «Поиск», нажмите «ГФП» чтобы изменить оптического пути и непосредственно просмотреть флуоресцирования на глаз.
    5. Найдите данио рерио личиночной мозга в центре зрения; затем нажмите на вкладку «Приобретение», чтобы вернуться к двух Фотон микроскопии.
    6. Как запись состояния «до абляции» принять образ z стек с 20 X объектив на быстро-скорость сканирования (чтобы избежать теплового повреждения). Позже Сравните снимки, сделанные до и после аблации экспериментов (рисA). Для получения z стека, нажмите «Z-стека» выберите параметр z стек и разверните вкладку установить нижний предел (нажмите «задать первый «кнопка») после сосредоточения на вентральной концу личиночной мозга и установить верхний предел (нажмите кнопку «Установить последний») после сосредоточения на Дорсальная большинство поверхности головного мозга. Затем нажмите кнопку «Начать эксперимент» для запуска загрузки изображений z стека.
    7. Выберите 63 X объектив, вручную перемещая объектив револьвер.
    8. Нажмите на вкладку «Поиск», чтобы переключиться epi Люминесцентная микроскопия, найдите клетки, чтобы быть удаленной в центре зрения глаз, а затем нажмите вкладку «Приобретение», чтобы вернуться к лазерная сканирующая микроскопия.
  5. На вкладке «Приобретение режим» установите «Размер кадра» в 256 x 256. Нажмите «Live» и просмотрите нейронов интерес.
  6. Начиная со стороны спины большинство, найти фокальной плоскости, в котором клетки, чтобы быть удаленной находятся в центре внимания.
  7. Марк небольшой, круговой области около одной трети размер ячейки в диаметре на каждый нейрон как региона интерес (ROI) с помощью функции «Регионы».
  8. Установите скорость сканирования 13.93 s/256 x 256 пикселей (134,42 мкм x 134,42 мкм), что соответствует время задержки лазера приблизительно 200 мкс/пиксель или 200 мкс/0,5 мкм. Кроме того, набор 4 повторений (' итерации цикла: 4'). Кроме того Оптимизируйте количество итераций и скорость сканирования, таким образом, чтобы достичь достаточного абляции.
  9. Выполните функцию «Отбеливание» для уноса, в сочетании с временных рядов (2 цикла) изображения образца (до и после аблации) и «Регионы» (чтобы задать ROIs) или эквивалентные функции в программное обеспечение, используемое (рис. 1D).
  10. Сравнивая первое изображение (до абляция) и второе изображение (после аблации) в серии время цикла, убедитесь, что после отбеливания, флуоресценции в целевых клеток уменьшается, наблюдается на уровне фона (рис. 2B).
  11. Если флуоресценции присутствует все еще после аблации, увеличьте количество итераций.
  12. Далее переместите фокальной плоскости немного глубже (т.е., к вентральной стороне) и выбрать следующий фокальной плоскости, где ООН ablated клетки появляются.
  13. Выполните функцию отбеливания, как описано выше (шаг 1.9). Повторите эти шаги, пока не удаленной всех ячеек в структуре нейронной интереса.
  14. После идти через все плоскости фокуса охватывающих нейронных структур, чтобы быть удаленной, проверьте ячейки для отменено флуоресценции. Если некоторые клетки будут найдены все еще быть флуоресцентные из-за недостаточной абляции, лазер облучить их снова как описано выше.
  15. Если личинка должна быть восстановлены от агарозы после лазерного облучения, не пытайтесь заставить его покинуть агарозы, потому что это может повредить личинка. Вместо этого тщательно сделайте крошечные сокращений в агарозном вокруг личинка перпендикулярно к поверхности ее тела. Затем подождите, личинка плавать из агарозы на своих собственных, когда анестезии прекратит.
  16. Перейти к следующей личинка для абляции или управления эксперименты с использованием другого населения нейронов, которые являются посторонним в поведении под следствием.
    Примечание: Здесь, как элемент управления, обонятельные луковицы нейронов в UAS:EGFP; Личинки gSAIzGFFM119B были, лазер удаленной используя тот же протокол, описанные выше (Рисунок 2A, право).
  17. Разрешайте несколько часов или 1 день для восстановления перед Ca изображений (раздел 2) или поведенческих запись (раздел 3). В это время восстановления проверьте личиночной здравоохранения (то есть, нормальный спонтанное плавание, без очевидной теплового повреждения вокруг удаленной области и т.д.) и удалить личинки, любые признаки плохого состояния здоровья.

2. кальция изображений для записи вызывали добычу нейронной активности в удаленной метаталамус данио рерио личинки

  1. Подготовить запись камеры, надел на стеклянное скольжение, прокладка камеры безопасного печать гибридизации клейкой стороной на стекле с, и удалить верхней печатью.
    Примечание: Это создает небольшой запись камеры, 9 мм в диаметре и 0,8 мм в глубину (рис. 3А).
  2. Далее, поместите нейлоновая сетка (размер открытия: 32 мкм) на 50 мл, имеющий разрезать дно. Используйте крышку прикрепить сетку на трубе (рис. 3B).
  3. Подготовьте paramecia (который является добычей для использования в качестве визуального стимула для личинок).
    Примечание: Парамеции культуры (шаги 2.3.1 и 2.3.2) подготовить заранее.
    1. Получить paramecia семян культуры из коммерческих источников или академических био ресурсных центров24 заранее.
    2. Культура Парамеции на несколько дней в воде, содержащей газобетона рисовой соломы и Пелле сухие дрожжи пивные22 (рис. 3C).
    3. Налить Парамеции культуры через 2 сита последовательно (один с отверстием 150 мкм, последовал еще один с отверстием 75 мкм) для удаления мусора из культуры.
    4. Соберите paramecia потока через из предыдущего шага на нейлоновая сетка (13-мкм диафрагмы).
    5. Вновь приостановите paramecia на нейлоновая сетка в стеклянный стакан с помощью бутыль воды системы (рис. 3D).
  4. Промойте сетку (Рисунок 3B) в системе воды 2 x (Eрис. 3).
    Примечание: Этот шаг предназначен для удаления любых возможных отдушки и tastants, содержащихся в среде культуры Парамеции , как цель настоящего исследования заключается в наблюдать визуально инициативе активности нейронов.
  5. Место данио рерио личинка в tricaine растворе, чтобы анестезировать.
  6. Смонтируйте один личинка в 2% низких плавления агарозы.
    1. Во-первых Микроволновая печь, 2% низких плавления агарозы и добавить 1/10 объема 10 x концентрации tricaine агарозы.
    2. Поместите одну каплю tricaine содержащих агарозы на запись камеры (рис. 3А).
    3. После подтверждения агарозы не слишком жарко, уложите агарозы, сразу же удаление любой избыток агарозы, так что выглядит слегка выпуклой поверхности агарозы наркотизированных личинка (с шагом 2.5).
    4. Быстро сориентироваться личинка в вертикальном положении с иглой рассечения (рис. 1C).
      Примечание: Эти процедуры необходимо выполнить в течение нескольких секунд, прежде чем агарозы затвердевает.
    5. После того, как правильно позиционируется личинка, позволяют 5 мин для агарозы полностью затвердеть. Затем влить капля раствора 1 x tricaine на агарозе.
  7. Удаление агарозы вокруг головы данио рерио личинка и сделать пространство для Парамеции плавать с помощью хирургического ножа. Для этого, во-первых, сделать несколько малых разрезов в агарозном (рис. 3F). Затем осторожно удалите избыток агарозы, слегка поливая системы воды в камере.
    Примечание: На этом шаге будет промыть tricaine.
  8. Затем положите один Парамеции в зале записи в качестве визуального стимула.
    Примечание: Когда Парамеции плавает рядом с головой личинка данио рерио, он будет отклик нейронов (рис. 3G).
  9. Место записи камеры под epi флуоресцентным микроскопом с научной CMOS камера (рис. 3H) и выберите 2,5 X объектив (рис. 3я).
  10. Собирайте покадровой записи сигналов флуоресценции GCaMP.
    1. Запустите приложение приобретения изображений для оборудованные камеры.
    2. Нажмите кнопку «последовательность» и выберите «Запись диска» на панели. В разделе Параметры сканирования установите «количество кадров» для 900 или любой другой номер всего кадра желаемого.
      Примечание: Если возможно, используйте покадровой записи программного обеспечения с модулем (здесь, «жёсткий диск записывать») которые позволяет эффективное сохранение данных на жесткий диск.
    3. В панели «Захват» установите время экспозиции на 30-мс (то есть, 33.3 fps) и биннинга 2 x 2.
    4. На микроскопе Управление сенсорной панели выберите фильтр для GFP, как GCaMP имеет аналогичные спектры возбуждения/выбросов GFP.
    5. Нажмите «Live» на панели захвата для поиска личинка в камеры и фокус (рис. 4A) и затем нажмите кнопку «Остановить жить» и нажмите кнопку «Пуск». Сохраните фильм в .cxd или любой другой формат, который содержит сведения о состоянии приобретения.
  11. После записи анализировать сигналы флуоресцентный GCaMP6s (Ca сигналы) путем получения значения средней пикселей для ROI на структуры мозга в промежуток времени с использованием свободного программного обеспечения Фиджи25кино.
    Примечание: Фиджи является версия ImageJ с много полезных plug в в предустановленные и может читать .cxd формате файлов изображений с био-форматов плагина.
  12. Если личинка слегка двигаться во время записи, выполните регистрацию изображения, запустив TurboReg плагин26 в Фиджи. Из меню выберите «Плагины», «Регистрация» и «TurboReg».
  13. Рассмотрим способы анализа данных согласно цели исследования. Ниже приведен пример.
    1. Вычислите F/F0 (флуоресценции интенсивности на каждый раз, разделена по интенсивности флуоресценции в состоянии покоя или перед любой Ca переходных произошла) следующим образом:
    2. Установить ROIs метаталамус или ILH, с помощью диспетчера ROI: в меню, выберите «Анализировать,» «Инструменты», «Менеджер ROI» и «Добавить» в список трансформирования (рис. 4A).
    3. Вычислить среднее пикселей для трансформирования (т.е., интенсивности флуоресценции GCaMP6s), выбрав на панели менеджера ROI: «Больше,» «Мульти мера» и «ОК». Сохраните результаты в файл электронной таблицы.
    4. Как сигналы шумной, средняя сигналы для 11-моменты времени (скользящее среднее) с помощью приложения, которое может обрабатывать данные таблицы.
    5. Разделите F (интенсивностью флюоресценции со временем) F0 (интенсивность флуоресценции на базальный уровень) для вычисления нормализованных флуоресценции интенсивности. Как пример визуализации данных, изменения в нормализованной GCaMP6s интенсивности флуоресценции в метаталамус и ILH цветом и сопоставлены на Парамеции траектории (Рисунок 4B - D).

3. Оценка поведенческих последствий после лазерной абляции

  1. Настроить систему поведенческих записи, которая состоит из стереоскоп, оборудован с камерой видео. Используйте камеру с помощью соответствующего изображения приобретения программного обеспечения, коммерческого или по индивидуальному заказу (рис. 5A).
  2. Оптимизируйте условия освещения, чтобы Парамеции могут быть обнаружены путем обработки изображений. Например используйте белый кольцо светодиодные с распоркой (рис. 5B).
    Примечание: Расстояние от и угол, светодиод влияет на внешний вид образца (т.е., яркие в темном фоне или темного в светлый фон) и, таким образом, решающее значение для успешной обработки. Определите лучший высоту распорку (рис. 5C).
  3. Место larva данио рерио (оправился от лазерной абляции эксперимент, описанных в разделе 1) в камере поведенческих записи (который был прикреплен к слайду стекла) с оригинальной верхней печатью удалены (рис. 5D).
  4. Соберите 50 paramecia от культуры (шаг 2.3.5) с использованием микропипеткой и поместите их в записи камеры.
  5. Поместите крышку выскальзования верхней записи камеры. Положите небольшую каплю воды на крышку выскальзования до размещения на поверхности воды записи камеры во избежание введения воздуха в камере.
    Примечание: На этом этапе некоторые воды с paramecia будет переполнения из камеры для записи. Количество оставшихся paramecia в зале запись будет примерно 30-40.
  6. Место записи камеры (содержащие личинки и paramecia) в системе освещения (рис. 5D).
  7. Начните запись отснятого на 10 fps для 11 мин (6600 кадров).
  8. (Необязательно) Для каждого личинка, которая была испытана для поведения соблюдайте флуоресценции лазер удаленной районов, флуоресцентной микроскопии для подтверждения эффективности лазерной абляции (например, отсутствие или значительно снизить количество, люминесцентные клеток в лазер облученных область).
    Примечание: Даже после облучения некоторые люминесцентные клеток может наблюдаться еще из-за позднее начало Gal4 экспрессии генов в клетках, которые различаются после аблации27.
  9. После записи личинка поведение, чтобы компенсировать отсутствие единообразия в фоновом режиме, выполнить разделение пиксель в пиксель каждого кадра, среднее изображение в Фиджи: нажмите «Процесс», «Изображение калькулятор», ' операция: разделить ', ' 32-бит (float) результат ', и ' OK'. Чтобы сделать среднее изображение, нажмите кнопку «Образ», «Стеки», «Z-проект», «Средняя интенсивность» и «OK» (Рисунок 5E, F).
  10. Количество количество paramecia оставили в камере, нажав «Анализа», «Анализ частиц», установка диапазона области, которая охватывает все paramecia, установив флажок «Шоу: маски» и нажмите «OK». Параметр «Шоу: маски» обеспечит извлеченного paramecia изображения (рис. 5G), с перечень количество частиц (paramecia) в каждом кадре.
  11. Участок количество paramecia оставили в камере записи со временем. Потому что оценкам количество paramecia шумные, мы рекомендуем скользящее среднее на каждой точке в диапазоне 600 кадров (1 мин) на листе.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Конкретные нейроны генетически были помечены с EGFP или GCaMP6s, выражением которого были изгнаны в Gal4 линиях. GSAIzGFFM119B линии Gal4 был использован для обозначения ядро в районе pretectal (Магноцеллюлярные поверхностный pretectal ядро) и субпопуляции обонятельные луковицы нейронов. Еще одна линия Gal4, hspGFFDMC76A, был использован для обозначения ILH. Мы лазер удаленной pretectal нейронов на двусторонней основе (рис. 2A левой панели) и...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хотя два фотона лазерного имеет отличное пространственное разрешение для специально удалять отдельных нейронов, большой осторожностью следует во избежание нежелательных повреждений на ткани мозга из-за тепла. Наиболее важным шагом в эксперименте уноса необходимо определить оптимальное количество лазерного облучения. Недостаточное облучение не убить нейронов. Слишком много облучения будет тепло повреждения окружающих тканей, который приведет к нежелательным последствиям. Оптимальный спектр лазерного облучения (районы Руа,...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы имеют без коллизии интересов в отчет.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эти исследования финансировались грантов, полученных от МПКСНТ, JSP-страницы KAKENHI Грант номера JP25290009, JP25650120, JP17K07494 и JP17H05984.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
NuSieve GTGAgarose LonzaCat.#50080низкотемпературная агарозная
чашка Петри 6 смFALCONProduct#:351007
игла для препарированияAS ONE CorporationCat. No 2-013-01https://keystone-lab.com/en/item/detail/404142
LSM7MP CarlZeissдвухфотонный лазерный сканирующий микроскоп
W Plan-Apochromat 63x/1.0объектив Carl Zeiss63X
Imager.Z1Carl Zeissэпифлуоресцентный микроскоп
ZENCarl ZeissПрограммное обеспечение для получения изображений для конфокальных микроскопов
Прокладка камеры гибридизации Secure-Seal, 8 камер, диаметр 9 мм x глубина 0,8 ммМолекулярные зондыКаталог # S-24732Используется в качестве записывающей камеры в
камерах визуализацииGrace Bio-LabsCoverWell Imaging Chambers PCI-A-2.5Используется в качестве камеры поведенческой записи
хирургического ножаMANIОфтальмологический нож MST15
ORCA-Flash4.0Hamamatsu Photonicsмодель:C11440-22CUнаучный CMOS фотоаппарат
HCImageHamamatsu Photonicsпрограммное обеспечение для сбора изображений
Модуль записи на жесткий дискHamamatsu PhotonicsПрограммный модуль, позволяющий сохранять файлы фильмов на жесткий диск за короткое время
SZX7Olympusстереоскоп
DF PL 0.5XOlympusобъектив для SZX7
Point Grey Grasshopper3 4.1 MP Mono USB3 VisioFLIR Systems, Inc.Номер продукта Камера GS3-U3-41C6NIR-CCMOS
КАМЕРА XIMEA XIQ Номерпродукта MQ042RG-смCMOS камера
кольцевая светодиодная подсветкаCCSМодель: LDR2-100SW2-LAБелая светодиодная
нейлоновая сетка 32&микро; mTokyo ScreenN-No.380Thttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20347/
Нейлоновая сетка 13&микро; mTokyo ScreenN-No. 508T-Khttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20347/
Металлическая решетка с апертурой 150 микронScreenhttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20341/#ami
Металлическая решетка с апертурой 75 микронScreenhttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20341/#ami
EBIOSAsahi Food & Healthcare, Co. Ltd.сухие пивные дрожжи
LabVIEWNational Instrumentsинтегрированная среда разработки для программирования
Mai-Tai HPSpectra Physics двухфотонный лазер 
Ca Tokyo Tokyo

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Feierstein, C. E., Portugues, R., Orger, M. B. Seeing the whole picture: A comprehensive imaging approach to functional mapping of circuits in behaving zebrafish. Neuroscience. 296, 26-38 (2015).
  2. Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein. Nat Biotechnol. 19 (2), 137-141 (2001).
  3. Muto, A., et al. Genetic visualization with an improved GCaMP calcium indicator reveals spatiotemporal activation of the spinal motor neurons in zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (13), 5425-5430 (2011).
  4. Lorent, K., Liu, K. S., Fetcho, J. R., Granato, M. The zebrafish space cadet gene controls axonal pathfinding of neurons that modulate fast turning movements. Development. 128 (11), 2131-2142 (2001).
  5. Asakawa, K., et al. Genetic dissection of neural circuits by Tol2 transposon-mediated Gal4 gene and enhancer trapping in zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (4), 1255-1260 (2008).
  6. Sternberg, J. R., et al. Optimization of a Neurotoxin to Investigate the Contribution of Excitatory Interneurons to Speed Modulation In Vivo. Curr Biol. , (2016).
  7. Arrenberg, A. B., Del Bene, F., Baier, H. Optical control of zebrafish behavior with halorhodopsin. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (42), 17968-17973 (2009).
  8. Orger, M. B., Kampff, A. R., Severi, K. E., Bollmann, J. H., Engert, F. Control of visually guided behavior by distinct populations of spinal projection neurons. Nat Neurosci. 11 (3), 327-333 (2008).
  9. Huang, K. H., Ahrens, M. B., Dunn, T. W., Engert, F. Spinal projection neurons control turning behaviors in zebrafish. Curr Biol. 23 (16), 1566-1573 (2013).
  10. Smear, M. C., et al. Vesicular glutamate transport at a central synapse limits the acuity of visual perception in zebrafish. Neuron. 53 (1), 65-77 (2007).
  11. Bianco, I. H., Engert, F. Visuomotor transformations underlying hunting behavior in zebrafish. Curr Biol. 25 (7), 831-846 (2015).
  12. Trivedi, C. A., Bollmann, J. H. Visually driven chaining of elementary swim patterns into a goal-directed motor sequence: a virtual reality study of zebrafish prey capture. Front Neural Circuits. 7, 86(2013).
  13. Jouary, A., Haudrechy, M., Candelier, R., Sumbre, G. A 2D virtual reality system for visual goal-driven navigation in zebrafish larvae. Sci Rep. 6, 34015(2016).
  14. Muto, A., Ohkura, M., Abe, G., Nakai, J., Kawakami, K. Real-time visualization of neuronal activity during perception. Curr Biol. 23 (4), 307-311 (2013).
  15. Del Bene, F., et al. Filtering of visual information in the tectum by an identified neural circuit. Science. 330 (6004), 669-673 (2010).
  16. Semmelhack, J. L., et al. A dedicated visual pathway for prey detection in larval zebrafish. Elife. 3, 04878(2014).
  17. Preuss, S. J., Trivedi, C. A., vom Berg-Maurer, C. M., Ryu, S., Bollmann, J. H. Classification of object size in retinotectal microcircuits. Curr Biol. 24 (20), 2376-2385 (2014).
  18. Romano, S. A., et al. Spontaneous Neuronal Network Dynamics Reveal Circuit's Functional Adaptations for Behavior. Neuron. 85 (5), 1070-1085 (2015).
  19. Barker, A. J., Baier, H. Sensorimotor decision making in the zebrafish tectum. Curr Biol. 25 (21), 2804-2814 (2015).
  20. Ewert, J. -P. Neuroethology: an Introduction to the Neurophysiological Fundamentals of Behavior. , Springer Verlag. (1980).
  21. Muto, A., et al. Activation of the hypothalamic feeding centre upon visual prey detection. Nat Commun. 8, 15029(2017).
  22. Muto, A., Kawakami, K. Calcium Imaging of Neuronal Activity in Free-Swimming Larval Zebrafish. Methods Mol Biol. 1451, 333-341 (2016).
  23. Westerfield, M. THE ZEBRAFISH BOOK, 5th Edition. , University of Oregon Press. (2007).
  24. National BioResource Project Paramecium. , Available from: http://nbrpcms.nig.ac.jp/paramecium/?lang=en (2017).
  25. Fiji. , Available from: https://fiji.sc (2017).
  26. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Trans Image Process. 7 (1), 27-41 (1998).
  27. Mueller, T., Wullimann, M. F. BrdU-, neuroD (nrd)- and Hu-studies reveal unusual non-ventricular neurogenesis in the postembryonic zebrafish forebrain. Mech Dev. 117 (1-2), 123-135 (2002).
  28. Muto, A., et al. Forward genetic analysis of visual behavior in zebrafish. PLoS Genet. 1 (5), 66(2005).
  29. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Z

Похожие статьи