Методическая статья

Вынуждены слюноотделение как метод для анализа вектора компетенции комаров

DOI:

10.3791/57980

⸱

7 августа 2018 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Bernhard Nocht Institute for Tropical Medicine, 2German Centre for Infection Research (DZIF)

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для эффективного контроля комаров несут передачи вируса знание Векторный потенциал соответствующих комаров представляет особый интерес. Мы описываем принудительного слюноотделение как метод для анализа вектора компетенции Aedes albopictus и три различных таксонов Culex для передачи вируса Зика.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Вектор компетенция определяется как потенциал видов комаров для передачи комарами вирус (mobovirus) к узлу позвоночных. Жизнеспособные вирусные частицы передаются во время еды крови через слюну инфицированных комаров. Принудительного слюноотделение анализы позволяют определять потенциал вектора на основе единого комаров, избегая использования экспериментов на животных. Этот метод подходит для анализа большое количество комаров в одном эксперименте в течение короткого периода времени. Принудительного слюноотделение анализов были использованы для анализа 856 индивидуальных комары захваченных в Германии, в том числе два различных биотипов Culex pipiens pipiens , Culex torrentium , а также Aedes albopictus, которые были экспериментально зараженных с вирусом Зика (ZIKV) и инкубируют при 18 ° C или 27 ° C для двух и трех недель. Результаты показали отсутствие векторных компетенции различных таксонов Culex для ZIKV. В противоположность этому Aedes albopictus был восприимчивы к ZIKV, но только в 27 ° C, при скорости передачи данных похож на Aedes aegypti лабораторные колонии испытания параллельно.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В 2015 году, Зика вирус (ZIKV), связанный комарами вирус (mobovirus) семейства Flaviviridae, появились в Колумбии и Бразилии и быстро распространилась по всей Северной и Южной Америки и Карибского бассейна, вызывая эпидемии с заметным количеством Клинические случаи микроцефалия и синдром Гийена-Барре1. Комаров рода Aedes aegypti и Aedes albopictus считаются первичных и вторичных векторов ZIKV2, но также другие виды рода Aedes оказались иметь экспериментальный вектор компетентности3 . В отличие от вида Aedes большинство видов Culex тестирование пока не способны передавать вирус4. Просто неоднозначные результаты3представлены данные для Culex quinquefasciatus . В настоящее время отсутствует информация на комаров вектор компетенции для ZIKV в условиях умеренной температуре (< 20 ° C). Однако эта информация является существенной для оценки риска возможных распространяется на регионы с умеренным климатом, таких как Центральной Европы.

Компетентные вектор для ZIKV имеет возможность приобретать, сохранять, усиливают и наконец передачи вируса. Таким образом тестирование Москито тела или части тела, включая ноги, средняя, руководитель или слюнных желез, для ZIKV не достаточно, чтобы определить вектор компетенции. Он является обязательным для проверки инфекционных вирусных частиц в пределах выпустила слюны. Чтобы оценить компетентность вектор, инфекции (IR, количество ZIKV-инфицированных комаров органов за количество комаров наполненный) и скорость передачи данных (TR, количество комаров с ZIKV-позитивных слюны на количество ZIKV-инфицированных комаров органов), должны быть определены. IRs комаров могут легко анализироваться просто гомогенизации комары, следуют обратной транскриптазы в реальном времени полимеразной цепной реакции (RT-ПЦР) ориентации ZIKV. Кроме того инфекция может быть также характеризуется определения вирусной копии номера за комаров. Напротив анализ скорости передачи зависит от выявления жизнеспособных вирусных частиц в слюне отдельных комаров. Это может достигаться путем кормления инфицированных комаров на восприимчивых принимающей животных, затем анализ виремии в хост-5. Однако этот метод опирается на подходящую модель организмов и является дорогостоящим и ограничен правилами защиты животных. Чтобы избежать использования лабораторных животных для анализа скорости передачи данных и снизить затраты, искусственное повторно систем с использованием крови капли были описаны6. Однако тестирование отдельных масштабе в сочетании с большим числом лиц является сложным и трудоемким. Первое описание пробирного слюноотделение индивидуальных масштабах был опубликован в 1966 году7 и в последние годы, принудительного слюноотделение экспериментов стал методом выбора для оценки компетенции вектор комаров3,8 .

Основываясь на изучение компетентности наших вектор Центральной Европы комары Опубликовано недавно9, мы описываем принудительного слюноотделение, как сообщает Андерсон и др. 8 с некоторыми изменениями. Этот метод позволяет высокую пропускную способность стандартизированных эксперименты в условиях высокой биобезопасности уровня (BSL-3) и включает в себя выявление активных вируса клетки культуры на основе анализов. Эксперименты, описанные здесь включают 856 комаров. Они были заражены искусственной крови еды с ZIKV и впоследствии анализируется на наличие инфекционных вирусных частиц в слюне. Комаров, введены в эксперименты входят две популяции давно лаборатории А.е. aegypti и Culex pipiens pipiens биотипа molestus (Cx. p. molestus), а также поле поймали Culex pipiens pipiens биотипа pipiens (Cx. p. pipiens), Culex torrentium (Cx. torrentium) и два А.е. albopictus населения. За исключением одной из двух групп населения А.е. albopictus , которые собирались в Италии, все комары были собраны в Германии.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. подготовить женщин комаров

  1. Соберите большой клетке комаров с помощью аспиратор (примерно 400 комаров в большой клетке).
  2. Анестезировать комаров с углекислым газом (CO2), 7 s.
  3. Сортировать 20 женщины на пластиковом флаконе (Ø 50 мм × 100 мм).
    Примечание: Если комаров звонок, используйте другой 3 s CO2.
  4. Голодать комаров на ночь.

2. искусственной крови еды

Примечание: Все шаги выполняются в условиях BSL-3.

  1. Готовить инфекционных крови.
    1. Разбавить запасов вируса с концентрацией 1 x 10-8 металлической пластинкы формируя единиц (ОРП) / мл.
      Примечание: Запасов концентрация определяется путем выполнения культуры ткани инфекции доза 50 метод (TCID50) и рассчитывается по10,11алгоритм Спирмена и Kärber.
    2. Mix человеческая кровь (консервация крови) от банка крови истек (не подходит для человека больше, но полезно для комаров) с фруктозой (8% раствор), отфильтровывать технического индикатора бычьим сывороточным (ФБС) и рабочий раствор запасов вируса (истек человеческой крови: фруктоза: ФБС: Рабочий раствор = 5:3:1:1).
      Примечание: Мы выбрали человеческой крови, потому что это известные природные млекопитающих принимающей ZIKV.
  2. Заморозить 140 мкл крови еды смеси для дальнейшего анализа через TCID50.
  3. Выполните искусственного кормления с использованием различных методов кормления, в зависимости от вида:
    1. Aedes aegypti: используйте мембраны, системы кормления для 30 мин (1 мл на фидер).
    2. Culex spp.: обеспечивают инфекционных кровь через палку хлопка на ночь и не согреться крови (300 мкл на флакон).
    3. Aedes albopictus: положить две капельки (по 50 мкл) в крови еды смесь в пластиковую пробирку и пусть комаров кормить 2 h. Не согреться крови.
      Примечание: Комаров будет кормить в первые 15 мин. Время длительного инкубации необходимо из соображений безопасности. Каплями крови дренируются после 2 h, таким образом уменьшается риск заражения во время сортировки кормить комаров.
  4. Анестезировать комаров с CO2 7 s.
    Примечание: Если комаров звонок, используйте другой 3 s CO2.
  5. Сортировка и количество полностью наполненный комаров в новый флакон.
  6. Добавление ватным тампоном, насыщенных с фруктозой (8% раствор) между флакона и вилкой.
  7. Держите москитов на назначенный температура 18 ° C или 27 ° C, влажность 80% на 14 или 21 дней.
  8. Кормить комаров с фруктоза насыщенный ватный тампон. Пополнять каждые 72 ч с 1,5 мл фруктозы (8% раствор) на флакон (до 20 комаров, в зависимости от кормления оценить, шаг 2.5).

3. принудительное слюноотделение Assay на 14 или 21 день

Примечание: Все шаги выполняются в условиях BSL-3.

  1. Семя клеток Vero4 2 x 10 / за хорошо в 96 также пластины с 200 мкл среднего роста (Dulbecco´s изменение орел среднего (DMEM) дополнены с 3% FBS, 100 ед/мл пенициллин, стрептомицин 100 мг/мл, 5 мкг/мл амфотерицин B, 2 мм L-глютамина 1% несущественные аминокислот (NEAA), пируват натрия 1%).
  2. Подготовьте устройство слюноотделение:
    1. Место прямоугольной стеклянной пластины (20 × 20 см) на скамейке в угол 30°.
      Примечание: Это необходимо за счет разрежения в лаборатории безопасности. Если пластина является горизонтальной или вертикальной, будет утечка жидкости.
    2. Место двухсторонней клейкой лентой на вершине стеклянной пластиной.
    3. Роль моделирования глины пока он достигает диаметром 0,5 см и приложите его горизонтально 1 см от двухсторонняя клейкая лента.
    4. Отрежьте первые 0,3 см наконечник наконечник фильтра 10 мкл.
      Примечание: Рекомендуется подготовить это перед началом эксперимента вне лаборатории биобезопасности.
    5. Наполните фильтр советы 10 мкл-фосфатный буфер (PBS, рН 7,4).
    6. Поместите фильтр советы на глина моделирования с кончика к липкой лентой.
    7. Безопасный советы фильтр с нежным давлением.
  3. Подготовьте комаров:
    1. Анестезировать комаров с CO2.
    2. Удалите ножки и крылья для иммобилизации комаров.
    3. Исправьте органов живых комаров на липкой ленте выше кончика фильтра.
    4. Осторожно поместите Хоботок в кончик фильтра.
    5. Запустите слюноотделение assay для 30 мин.
    6. Удалите фильтр советы и утилизируйте глины и ленты.

4. обработка слюны

Примечание: Шаги 4.1 – 4.6.2 выполняются в условиях BSL-3.

  1. Высылать содержимое в реакции пробирки, содержащие 10 мкл PBS.
  2. Осторожно перемешать и передачи содержимого в скважины подготовленный 96 хорошо пластину, используя один колодец на сэмпл.
  3. Инкубируйте пластину для 7 дней при 37 ° C с 5% CO2.
  4. Для проверки ячейки на наличие цитопатического эффекта (CPE) используйте бинокль.
  5. Если колодец является положительным для CPE, урожай супернатанта, дозирования 140 мкл в реакции трубку для извлечение RNA.
  6. Очищайте РНК с помощью РНК добыча комплект.
    1. Mix 140 мкл супернатант с 560 мкл AVL буфера (вирусный литического буфера) и проинкубируйте втечение 10 мин при комнатной температуре.
    2. 560 мкл этанола (96%) и вихревой образца.
      Примечание: Образцы инактивируются после этого шага и может быть освобожден из лаборатории BSL-3.
    3. Накапайте 630 мкл образца на столбец и центрифуги с 6000 x g за 1 мин.
    4. Фильтрат, накапайте оставшиеся 630 мкл на столбце отменить и повторить центрифугирования.
    5. Вымойте РНК, обязан мембраны колонны, добавив 500 мкл отмывающего буфера 1 колонка и центрифуги на 6000 x g за 1 мин.
    6. Отменить коллекции трубки и поместить столбец в новой коллекции трубки. Добавьте 500 мкл Отмывающий буфер 2 и центрифуги на 12 500 x g на 3 мин.
    7. Отказаться от сбора трубки и столбце в 1,5 мл реакции.
    8. Добавьте 50 мкл буфера и инкубировать в течение 1 мин при комнатной температуре.
    9. Центрифуга на 6000 x g за 1 мин и затем удалить столбец.
  7. Анализировать образцы для ZIKV РНК через RT-ПЦР.

5. обработка органов комаров

Примечание: Шаги 5.1 – 5.5 выполняются в условиях BSL-3.

  1. Удаление тела комара и место каждого органа в реакции трубку.
    Примечание: Это возможно на данный момент паузы эксперимент и хранить образцы-80 ° c.
  2. Добавьте 500 мкл гомогенизации СМИ (DMEM без каких-либо дополнениями) в реакции трубку.
  3. Однородный тела с помощью мотора миксер и использовать новый пестик для каждого образца.
  4. Добавьте 200 мкл огневки в 96-хорошо пластина для очистки.
    Примечание: Это возможно на данный момент паузы эксперимент и хранить образцы-80 ° c.
  5. Инактивирует пластину по инкубации 60 мин при 60 ° C.
  6. Очищайте РНК путем очистки автоматизированных нуклеиновых кислот.
    Примечание: Это возможно на данный момент паузы эксперимент и хранить образцы-80 ° c.

6. анализ

  1. Количественного определения вирусных копий РНК с помощью RT-ПЦР.
    Примечание: Копий РНК были среднем над всеми органами ZIKV-инфицированных комаров и без включения ZIKV-отрицательных комаров.
  2. Вычислите ИК, определяется как количество ZIKV-инфицированных комаров органов за количество кормить самок.
  3. Вычислите TR, определяется как количество комаров с ZIKV-позитивных слюны на количество органов ZIKV-инфицированных комаров. Скорость передачи не может быть рассчитан для комбинаций видов температуры с не ZIKV-положительных органами.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aedes aegypti известен как компетентным вектор для ZIKV по крайней мере под12тропических климатических условиях. Таким образом мы использовали А.е. aegypti как позитивный элемент управления установить пробирного и анализировать IRs, а также технических регламентов на инкубация температура 27 ° c и влажности 80%. IR и TR были определены, как описано ранее, Фортуна и др. 13. оспаривается А.е. aegypti показал IR 50% и 72% и TR 42% и 31% в 14 и 21 дней после инфекции (dpi), соответственно (рис. 1A и 1B). Впоследствии Европейский комаров были протестированы для ZIKV инфекции и передачи с использованием тропических, а также умеренных климатических условий.

При 27 ° C температуре инкубации всех видов комаров показал ZIKV инфекции на 14 ДОИ, а также 21 dpi, за исключением Cx. p. pipiens и Cx. torrentium лиц, которые были позитивными в 14 ДОИ только. Всех видов Aedes показали выше IRs (между 50% и 72%), а также высокую концентрацию вирусной РНК (106 до 10 образцы копий/комаров9 РНК) по сравнению с различных таксонов Culex , выявившей IRs, колеблется от 0 % и 32% и вирусной нагрузки 103 до 10 особей4 РНК копий/комаров. Все виды Aedes отображается ZIKV-положительных слюны (TR 13 – 42%), тогда как ни один из образцов слюны из таксонов Culex ZIKV (Рисунок 1A и 1B). Интересно, что скорость передачи на 21 ДОИ были схожими в А.е. aegypti и А.е. albopictus из Германии (30%), но были значительно ниже в А.е. albopictus из Италии (13%).

Инкубации из оспаривается комаров на вмеру температуре от 18 ° C в целом показало, что нижняя вирус загружает видами Aedes (104– 106 РНК копий/комаров), а также в различных таксонов Culex (102-104 Копий РНК/комаров). Однако при 18 ° C температуре инкубации, передача ZIKV не наблюдалось для любых видов комаров, расследование.

figure-results-1
Рисунок 1: скорость передачи комаров, экспериментально зараженных ZIKV. Результаты исследований компетенции вектор с ZIKV видами различных комаров. Шесть различных комаров таксонов были заражены ZIKV и инкубировали при 27 ° C или 18 ° C в течение 14 (A) или (B) 21 дней. TR определяется как количество комаров с ZIKV-позитивных слюны на количество органов ZIKV-инфицированных комаров. Общее количество комаров расследование было 856, с минимум 30 лиц для каждого времени точки/температуры/комаров таксонов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ранее было показано, что результаты, полученные с принудительным слюноотделение соответствуют классической повторно подавая эксперименты6. Однако, повторного кормления экспериментов и в наших представленных метода принудительного слюноотделение, невозможно напрямую доказательство слюноотделение активности или контролировать выпуск слюны. Чтобы доказать деятельность слюноотделение, образцы могут быть опробованы для других компонентов, присутствующих в слюне (например., белки, углеводы, и т.д.). Кроме того дополнительные ценообразующие позволит обнаружения вирусных копий РНК. Это, однако, требует расщепления образцов слюны для различных анализов, которые могут ограничить чувствительность в assay клетки культуры в случае очень низкой частиц чисел. В свою очередь это может привести к недооценке скорости определяется передачи.

Для воспроизводимых результатов необходимо обеспечить, чтобы все комары остаться в живых до конца эксперимента. Это контролируется визуально мониторинга активности движения тела комаров. Кроме того принцип использования слюноотделение assay для данного комаров видов испытание должно проводиться путем кормления управления вирусов, которые известны препроводит этот конкретный комаров видов. Наоборот каждый вирус, включены в эксперимент должен испытываться в восприимчивых комаров.

Принудительного слюноотделение анализов имеют много преимуществ. Большое количество комаров может испытываться одновременно на единичная база контролируемых стандартных условиях без конфликта с животными правила9.

Этот метод используется в нескольких лабораториях. Однако точной настройки могут различаться, что может привести к различия в результатах между лабораториями. Одним из важнейших компонентов является капилляр для сбора слюны, которые могут быть сделаны из стекла14 или пластиковые15. В соответствии с положениями высокая безопасность insectary третьего уровня биобезопасности, мы использовали пластиковый фильтр советы вместо стекла капилляров, тем самым уменьшая риск возникновения травм. Кроме того фильтр советы имеют то преимущество, что собранные жидкость легко могут быть переведены с помощью пипетки.

Настройка пробирного принудительного слюноотделение, представленные здесь основан на двух следователей, совместной работы и распределения обязанностей. Демобилизации комаров выполняется одним человеком, в то время как другие одновременно готовит установки принудительного слюноотделение. Это значительно сокращает время обработки и минимизирует риск образца переключение как меняется между демобилизации-на рабочем месте и слюноотделение плита не является необходимым. Кроме того она позволяет размещать комаров на устройстве принудительного слюноотделение сразу же после демобилизации. Это довольно короткий комаров, время обработки имеет важное значение для успешной принудительной слюноотделение. И наконец комаров может контролироваться непосредственно для подвижности на протяжении всего эксперимента.

Assay слюноотделение, представленные здесь используется для получения проницательности в Векторный потенциал видов комаров. Однако чтобы ответить на некоторые конкретные вопросы (например., количество укусов комаров, которые необходимы для заразить позвоночных), животных эксперименты по-прежнему может потребоваться.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарим Weinert Элла, Мишель Хелмса и Марлис Badusche за отличную техническую помощь, Джессика Börstler для анализа Culex комаров, Норберт Беккер и Бьорн Плускота для предоставления Aedes albopictus яйца и Олли Vapalahti для обеспечение запасов вируса. МЛ было поддержано Лейбница; Предоставьте номер пила-2014-SGN-3.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Inject+matic SleeperInject+matic
Bugdorm-1 Клетка для разведения насекомыхBugDorm Store
Пробирки для выращивания дрозофилыcarl rothPK11.2пластиковый флакон для комаров
Пробка для трубок для выращивания дрозофилcarlroth PK15.1
Постоянная климатическая камераBinderKBF-240
Кровьв банке человеческая, с истекшим сроком годности, не пригодна для медицинского применения
Dumont-Pincette Electronic SSDumontB40c
Vero cellsBNITM
Вспышка света аспираторBioquip2809
двусторонняя клейкая лентабез конкретного поставщика
Gammex Неопудренные перчатки с AMTAnsellиз соображений безопасности необходим во время работы с уколами в лаборатории BSL3
RealStar Вирус Зика RT-PCR-Kitaltona диагностика591013
MagMax Pathogen RNA/DNA KitThermo fisher научная4462359выделение РНК тел комаров
Qiamp вирусная РНК Mini KitQiagen52906РНК-Изоляция супернатантного
фильтра Советы (20 & микро; L)Sarstedt701,116,210Отрежьте первые 3 мм наконечника
ручного моторного миксераcarl rothраспродано
микропестики для ручного моторного миксераcarl rothCXH8.1
DMEMP0403550
л глутамин пенициллин/стрептомицинPANP0819100
амфотерицин BPANP06-0110
ФруктозаCarl Roth4981.5
Фосфат буферный физиологический PANP04-36500
FBSPAN
ПирватPANP0443100
MEM NAAPAN
Hemotek FeederHemotekPS6
Light CyclerRoche480 II
Light Cycler Software Roche480 SW 1.5.1
Пластилинбез конкретного поставщика
King Fisher Flex Purification SystemThermoFisher scientific
Aedes albopictusяйца были собраны во Фрайбурге, Германия
БинокльMOTICSMZ-168
Бинокулярный фонарьMOTICMLC-150C
CO2-инкубаторThermo scientificMIDI 40
натрия P0832100 для лепки

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Musso, D., Gubler, D. J. Zika Virus. Clinical Microbiology Reviews. (3), 487-524 (2016).
  2. World Health Organization Regional Office for Europpe (WHO/Europe). No Title. , Available from: http://www.euro.who.int/en/health-topics/emergencies/zika-virus/technical-reports-and-guidelines-on-zika-virus/zika-virus-technical-report.-interim-risk-assessment-for-who-european-region (2016).
  3. Epelboin, Y., Talaga, S., Epelboin, L., Dusfour, I. Zika virus: An updated review of competent or naturally infected mosquitoes. PLOS Neglected Tropical Diseases. 11 (11), e0005933(2017).
  4. Aliota, M. T., Peinado, S. A., Osorio, J. E., Bartholomay, L. C. Culex pipiens and Aedes triseriatus Mosquito Susceptibility to Zika Virus. Emerging Infectious Diseases. (10), 1857-1859 (2016).
  5. Turell, M. J., Linthicum, K. J., Patrican, L. A., Davies, F. G., Kairo, A., Bailey, C. L. Vector competence of selected African mosquito (Diptera: Culicidae) species for Rift Valley fever virus. Journal of Medical Entomology. 45 (1), 102-108 (2008).
  6. Cornel, A. J., Jupp, P. G. Comparison of three methods for determining transmission rates in vector competence studies with Culex univittatus and West Nile and Sindbis viruses. Journal of the American Mosquito Control Association. 5 (1), 70-72 (1989).
  7. Hurlbut, H. S. Mosquito salivation and virus transmission. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 15 (6), 989-993 (1966).
  8. Anderson, S. L., Richards, S. L., Smartt, C. T. A simple method for determining arbovirus transmission in mosquitoes. Journal of the American Mosquito Control Association. 26 (1), 108-111 (2010).
  9. Heitmann, A., Jansen, S., Lühken, R., Leggewie, M., Badusche, M., Pluskota, B., et al. Experimental transmission of Zika virus by mosquitoes from central Europe. Eurovsurveillance. 22 (2), (2017).
  10. Hierholzer, J. C., Killington, R. A. Virus Isolation and Quantitation - Virology methods manual. , (1996).
  11. Horzinek, R. W., Marian, C. Kompendium der allgemeinen Virologie. Zentralblatt für Veterinärmedizin R A. 32 (1-10), 480(2010).
  12. Richard, V., Paoaafaite, T., Cao-Lormeau, V. -M. Vector Competence of French Polynesian Aedes aegypti and Aedes polynesiensis for Zika Virus. PLOS Neglected Tropical Diseases. 10 (9), (2016).
  13. Fortuna, C., Remoli, M. E., Di Luca, M., Severini, F., Toma, L., Benedetti, E., et al. Experimental studies on comparison of the vector competence of four Italian Culex pipiens populations for West Nile virus. Parasites & Vectors. 8, 463(2015).
  14. Weger-Lucarelli, J., Rückert, C., Chotiwan, N., Nguyen, C., Garcia Luna, S. M., et al. Vector Competence of American Mosquitoes for Three Strains of Zika Virus. PLOS Neglected Tropical Diseases. Turell, M. J. 10 (10), (2016).
  15. Dubrulle, M., Mousson, L., Moutailler, S., Vazeille, M., Failloux, A. -B. Chikungunya virus and Aedes mosquitoes: saliva is infectious as soon as two days after oral infection. PLOS ONE. 4 (6), e5895(2009).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Forced SalivationVector CompetenceMosquito SalivaZika VirusMosquito FeedingCytopathic EffectVero CellsTCID50 AssaySaliva CollectionMosquito Incubation

Похожие статьи