Методическая статья

Изготовление приборов рефракционной соответствует индекс для биомедицинских микрофлюидика

DOI:

10.3791/58296

⸱

10 сентября 2018 г.

 ,  , 
1Department of Chemical Engineering, University of Utah, 2Huntsman Cancer Institute, University of Utah

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол описывает изготовление microfluidic приборы от MY133-V2000 для устранения артефактов, которые часто возникают в микроканалов из-за преломления между микроканальные структуры и водный раствор. Этот протокол использует Акриловый держатель для сжатия инкапсулированные устройство, улучшение адгезии, химически и механически.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Использование устройств microfluidic стала определяющим инструментом для биомедицинских приложений. В сочетании с методами современной микроскопии, эти устройства могут осуществляться как часть надежной платформы способны сделать одновременных дополнительных измерений. Основная задача, созданная комбинации этих двух методов является несоответствие в преломления между материалов, традиционно используемых сделать microfluidic приборы и водные растворы, обычно используется в биомедицине. Это несоответствие может создавать оптических артефакты по краям канала или устройства. Одно из решений заключается в том, чтобы сократить показатель преломления материала, используемого для изготовления устройства с помощью фторсодержащих полимерных таких MY133-V2000 индексом преломления похож на воды (n = 1,33). Здесь, свидетельствует строительство microfluidic устройства, сделанные из MY133-V2000 методами мягкой литографии, используя O2 плазмы в сочетании с Акриловый держатель для повышения адгезии между устройством MY133-V2000 сфабрикованы и Полидиметилсилоксан (PDMS) субстрат. Устройство затем проверяется инкубации он наполнен СМИ культуры клеток для 24 h продемонстрировать способность устройства для поддержания условий культуры клеток в течение типичного изображений эксперимента. Наконец количественную фазу микроскопии (QPM) используется для измерения распределения массы внутри живой адэрентных клеток в микроканальные. Таким образом, повышение точности, активизируемые изготовления устройства с низким показателем преломления полимера как MY133-V2000 вместо традиционной литографии мягкие материалы, такие как PDMS, продемонстрировал. В целом этот подход для изготовления microfluidic приборы могут быть легко интегрированы в существующие мягкой литографии рабочие процессы для того, чтобы уменьшить оптических артефакты и повысить точность измерения.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Развитие технологии microfluidic позволило широкий спектр новых биомедицинских методов, которые используют уникальный физики микроскопическом масштабе потоков1,2. Это включает в себя методы диагностики, построенный на microfluidic платформ, которые количественно оценить клинически значимые биомаркеров, включая ячейки жесткость3, поверхностных маркеров4и рост5. Манипулируя единичных клеток, microfluidic приборы также может использоваться для измерения биомаркер неоднородность, например как индикатор злокачественности6. Возможность комбинировать microfluidic приложений с помощью микроскопии увеличить полезность этих платформ, позволяя для устройств, которые измеряют Биомаркеры одновременно7.

QPM является методом микроскопии что меры фазовый сдвиг, как свет проходит через и взаимодействует с вопросом внутри прозрачной образцов. Масса отдельных ячеек можно рассчитать QPM измерений, используя известные отношения между преломления и плотность биомассы,8,,9. Предыдущая работа показала, что QPM способна измерения клинически значимых параметров, таких как клетки роста10,11 и клеток механических свойств через расстройство прочность12. При сочетании с микрофлюидика, QPM потенциально может использоваться для измерения поведение ячейки в очень контролируемой среды в пробирке. Одна из основных задач, стоящих перед сочетаются микрофлюидика QPM является высокий показатель преломления большинства полимеров, используется для создания каналов microfluidic через мягкие литографии13.

Важной задачей, стоящей перед сочетанием микрофлюидика с различными технологиями микроскопии является несоответствие между преломления материала устройства по отношению к преломления воды14,15. Один из способов решения этой проблемы является использование низкий показатель преломления полимера CYTOP16 или MY133-V200013. Последний является фторированные ультрафиолетового (УФ)-полимер уретанакрилата излечима, имеющий преломления похож на воде (n = 1,33) и это совместимо с мягкой литографии методы, позволяя гладкой интеграции многих установленных microfluidic для рабочие процессы изготовления устройства. Это делает MY133-V2000 подходит не только для изготовления microfluidic устройства, но и позволяет его легко сочетаться с QPM и другие подходы, микроскопия, чтобы измерить поведение клеток как в колонии, так и в масштабах одной ячейки. MY133-V2000 устраняет артефакты из-за этап, разверток, производя мало, если таковые имеются, фазовый сдвиг, как свет проходит через интерфейс воды MY133.

Хотя устранение несоответствия в преломления, одна из основных задач, связанные с устройствами, изготовленный из фторопластов, например MY133-V2000, является низкой приверженности других материалов, таких как стекло или PDMS. Настоящая работа демонстрирует изготовление MY133-V2000 microfluidic устройства с помощью мягкой литографии. Использование O2 плазмы для лечения поверхности канала и PDMS субстрата, в сочетании с пользовательские сфабрикованы Акриловый держатель гарантирует, что устройство придерживается к подложке, создание закрытых канала. Это устройство идеально подходит для культуры клеток и QPM для измерения массы клеток в канале, который имеет важные приложения для измерения роста живых клеток и внутриклеточного транспорта биомассы клеток, оба из которых имеют клиническое значение в диагностике Обнаружение медицины и наркотиков.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Изготовление негативной полидиметилсилоксан

  1. Подготовка полидиметилсилоксан
    1. Мера 18 g PDMS силиконового эластомера и 1.8 g отверждения реагентом. Залейте полимеризации реагент в лодку измерения, содержащие эластомера.
    2. Смешать эластомер и полимеризации реагент энергично за 1 мин и поместить смесь в вакуумной камере за 30 мин.
    3. Удаление PDMS из вакуума, залить 15 g на негатив, используя резец печенья (радиус = 3,8 см) для PDMS от бежать в сторону и закрыть остальные смесь PDMS.
    4. Положите формы, содержащие PDMS в вакуумную камеру за 10 мин.
    5. Удалить плесень, содержащие PDMS из вакуумной камеры, поместите ее на горячей плите, равным 150 ° C для 60 мин вылечить, и накрыть алюминиевой фольгой.
    6. Вылейте оставшийся PDMS на перевернутый стакан Петри (10 см в диаметре), используя другой резец печенья как плесень, создать площадку PDMS. Положите это в вакуумную камеру, до тех пор, пока отрицательный PDMS полностью вылечить.
    7. Передать Петри с PDMS из вакуума разогретой поджарки вылечить при 150 ° C для 60 мин.
  2. Плазменная обработка поверхности полидиметилсилоксан
    1. Вставьте острым лезвием под PDMS и бордюров, тщательно удалить PDMS из отрицательной.
    2. Используйте острый перочинного ножа вырезать негатив от большей части PDMS; Он следует сократить с достаточно буферной области прикрепить еще один кусок PDMS поверх него без препятствий отрицательно.
    3. Вставьте острым лезвием под вылечить PDMS с отрицательной тщательно удалить PDMS из Петри.
    4. Использование перочинного ножа вырезать кусок PDMS от площадки, это тот же размер, что кусок сократить негативные. Затем вырежьте прямоугольник из новой частью PDMS с достаточно места, чтобы уместить его вокруг микроканальные помещенный поверх отрицательно.
    5. Поставьте обе части PDMS (негативные и прямоугольник) на плоской подложке (например, слайд, сделанные из стекла, кварца, полистирол или другого материала) и вставить их в радиочастотных (RF) плазмы чище. Закройте дверь и герметизации камеры путем эвакуации воздуха с помощью вакуумного насоса. Вдохнуть воздуха до давления 400 mTorr с использованием контроллера цифровой вакуумного давления.
      Примечание: Если субстрат, используется для очистки плазмы не был использован в плазме чище, положите его в плазме чистых сама по себе за 60 s до лечение отрицательным, избежание акриловые базовый слой от прилипания к подложке.
    6. Включите параметр РФ высокий, и розовый воздушно плазменной должен появиться в окне просмотра. Плазма лечить два куска PDMS для 30 сек, затем выключите параметр РФ. Позволяет воздуху медленно вводить камере во избежание турбулентного воздушный поток от тревожных содержимое камеры.
    7. Удаление PDMS из плазмы чище и поместите его на benchtop. Затем тщательно инвертировать PDMS прямоугольник над отрицательным и нажмите его вниз с парой щипцов. Дайте ему отдохнуть в течение 10 минут позволить двух кусков PDMS присоединиться к друг другу.
  3. Fluorosilane обработка поверхности негативные полидиметилсилоксан
    1. Используйте пипетку поместить 2 капли трихлор (1 H, 1 Ч, 2 Ч, 2 H-перфтор октиловый) силана (PFOTS), в небольшой вес лодки и вставьте его в стеклянной вакуумной камеры.
    2. Инвертировать PDMS на кусок алюминиевой фольги (так что микроканальные отрицательной сталкивается вверх) и положил его в стеклянной вакуумной камеры. Затем эвакуировать зале непрерывно в течение 24 ч.

2. Изготовление микроканальные MY133

  1. Формирование MY133-V2000 микроканальные структуры
    1. Заполните с 400 мкл MY133-V2000 PDMS отрицательные.
      Примечание: Негативные должны быть слегка переполнен.
    2. Место MY133-V2000-заполнены PDMS негативные в вакуумную камеру 2 h удалить любые пузыри.
    3. Удаление MY133-V2000 из вакуума и медленно нажмите на стеклянное скольжение против верхней части слегка переполнена негативных для создания плоской поверхности MY133-V2000 и предотвратить ингибирующих полимеризации кислород.
      Примечание: PDMS, на поверхности канала, частично препятствуют полимеризации, позволяя склеивание в более поздних стадиях. Стеклянное скольжение имеет слегка снижение прозрачности УФ (35%), по сравнению с кварц, который помогает предотвратить любые пожелтение вылечить устройства.
    4. Вставьте MY133-V2000 в 400 Вт УФ печь и установка УФ-излучения 50% максимальной силы света для 300 s для лечения MY133-V2000 микроканальные.
      Примечание: Длина волны максимума, используется для лечения устройства составляет примерно 375 Нм с пропускной способностью около 25 Нм. Примерно 4500 МДж/см2 власти был использован для лечения microchannel, который немного больше, чем двойной минимальной отверждения питания, рекомендованного изготовителем.
  2. Строительство Акриловый держатель
    1. Нарисуйте акриловые базовый слой с помощью векторного рисования программного обеспечения. Убедитесь, что базовый слой представляет собой прямоугольник, 1,5 мм толщиной, 75 мм, длиной и 25 мм шириной, с по центру прямоугольника, что меры 25 мм х 11 мм.
    2. Нарисуйте акриловые среднего слоя с помощью векторной графики программного обеспечения. Убедитесь в том, что средний слой является прямоугольник (толщиной 1,5 мм, 75 мм длиной и 25 мм) с центром квадрат (5 x 5 мм) и два круга (оба с диаметром 3 мм) разделенных 15 мм.
    3. Нарисуйте акриловые верхнего слоя с помощью векторной графики программного обеспечения. Убедитесь, что верхний слой представляет собой прямоугольник (толщиной 3 мм, 30 мм длиной и 25 мм) с центром квадрат (5 x 5 мм) и два круга (оба с диаметром 3 мм) разделенных 15 мм.
    4. Вырежьте дизайн устройства, созданный в векторный рисунок программное обеспечение с лазерной резки. Используйте параметры выборки 100% мощности и 30% скорости. Запустите программу дважды, чтобы обеспечить, что акриловые вырезается.
    5. Нажмите отверстия в акриловые верхнего слоя с помощью инструмента размер 0,80 мм выстукивать M5.
    6. Протрите акриловые куски с помощью ацетона для удаления любых остаточных марок или ожоги.
  3. Склеивание MY133-V2000 в Акриловый держатель
    1. Прикрепите базовый слой акрила на стеклянной подложке, с помощью клея, например Цианакрилатный клей супер. Место два маленьких капель на краях акриловые и затем использовать одноразовый инструмент для равномерно клей. Место стеклянной подложке на акриловые и позволяют клей для просушки, используя вес стекла чтобы удерживать его на месте.
    2. Шерсть подвергается стекло с 100 мкл PDMS с помощью пипетки нагнетательным; затем вставьте базовый слой в вакуумной спин coater и установить его на 1500 об/мин на 2 мин, чтобы равномерно покрыть стекло с пленкой PDMS около 10 мкм толщиной.
    3. Удаление базового слоя из спин coater и тщательно вытереть излишки PDMS, которые покрыты акриловые с ацетоном и бумажных полотенец. Будьте осторожны, чтобы не нарушить неотвержденных PDMS.
    4. Выпекать базовый слой с PDMS в духовке при температуре 65 ° C для 2 h вылечить PDMS.
    5. Пипетка 1 мл PDMS на слайд стекла и, затем, использовать другой слайд стекла для равномерно PDMS до тех пор, пока он начинает сочиться стороны. Лечить это на горячей плите при 150 ° C для 10 мин.
    6. Нарезать прямоугольник с теми же размерами, как устройство MY133-V2000 вылечить PDMS и, затем, используя среднего слоя акриловой как плесень, пробивки отверстий для водохранилища и Вырезать квадрат окна просмотра в PDMS сделать прокладку PDMS.
    7. Место MY133-V2000, канал стороны вверх, на том же или аналогичные плоской подложке используется для плазменной обработки PDMS шаге 1.2.5. Место акриловые базовый слой, содержащий вылечить PDMS субстрата вместе с MY133-V2000 канала в плазме2 O чище. Установка вакуумного давления 200 mTorr и РФ уровня высоких и поверхности лечить канала и стеклянной подложке для 30 s.
    8. С помощью щипцов, немедленно поместите канал MY133-V2000 сторону вниз в прямоугольный вырез базового слоя акриловой таким образом, что MY133-V2000 контакты PDMS.
    9. Место прокладки PDMS поверх MY133-V2000 устройство, выстраиваются отверстия в прокладку с водохранилищ в устройстве.
    10. Место незавершенной устройство на возвышении над скамейке предоставлять зажимная поверхность для монтажа устройства.
    11. Экстракт 3 мл акриловые цемента с помощью шприца. Распространите достаточно акриловые цемента поверх базового слоя предоставлять тонким слоем. Сделайте слой, даже как можно скорее и не позволяйте материала фильтрата в канал.
    12. Место акриловые кусок среднего слоя поверх базового слоя акриловой. Убедитесь, что отверстия выстраиваются с резервуарами MY133-V2000 канала.
    13. Использование 3 небольших зажимы для хранения базового слоя и середины слоя вместе, как плотно, как можно за 2 мин, а акриловые цемента твердеет, для склеивания частей акрил вместе. Убедитесь, что резервуары не препятствовали во время этого шага для предотвращения воздуха от застревания под MY133-V2000 устройство.
    14. Снять давление от устройства и место акриловые цемента на среднего слоя в местах предполагаемого контакта с верхним слоем акрила.
    15. Поместите верхний слой акрила на среднего слоя кусок акрила, обеспечивая соответствие отверстия водоемов и позволяют это отдых на скамейке за 2 мин, а акриловые цемента высыхает.

3. Тестирование и использование устройства MY133-V2000

  1. Утечка тестирование
    1. Проверьте устройство MY133-V2000 путем добавления 10 мкл пищевой краситель или обессоленной воды в одно из отверстий водохранилища для тестирования для адгезии и потока.
    2. Вставьте трубу (с 1/8-в наружный диаметр) в водохранилище и подключите другой конец к вакуумной ловушку. Включите пылесос на тянуть красителя или воды через канал, убедитесь, что устройство успешно создан.
    3. Проверить под микроскопом, чтобы убедиться, что есть нет утечки в канал или водохранилище, заполните резервуар с этанолом и позволить этанола сидеть за 10 мин при комнатной температуре. Затем отведите этанола через использование вакуума, очистить красителя или воды из канала.
    4. Спрей канал с этанолом и положил его в стерильных полистирола блюдо. Оберните его плотно с парафина и хранить его в стерильных условиях до тех пор, пока требуется.
      Примечание: на данный момент, устройство должно быть обработаны асептически для предотвращения загрязнения. Когда будете готовы использовать устройство, вне контейнера следует стерилизовать использование этанола и привел в биобезопасности кабинета до открытия контейнера.
  2. Обшивка MCF7 клетки в устройстве MY133-V2000
    1. Расти MCF7 клеток на 10см Петри в полной СМИ, состоящий из минимальных основных средних Дульбекко в (DMEM), дополнена плода бычьим сывороточным 10%, пенициллин стрептомицином, глютамин и несущественные аминокислот, в инкубатор культуры клеток, поддерживает влажная атмосфера, содержащая 5% CO2 и 20% O2 при температуре 37 ° C. Перед посевом их в микроканальные расти приблизительно 80% слияния клетки.
    2. Во-первых спрей из полистирола блюдо, содержащие микроканальные с 70% этиловом спирте. Затем привести его в биобезопасности кабинета до удаления парафина, защита канала от окружающего лабораторной среде.
    3. Иммобилизации человека плазмы производные фибронектин на поверхности микроканальные путем разбавления в Дульбекко фосфат амортизированное saline (DPBS) до 10 мкг/мл. Затем привнести 20 мкл этого решения в канал и проинкубируйте его при 20 ° C по 45 мин.
    4. Промывочный раствор фибронектин из канала инъекций 20 мкл СМИ культуры клеток в канал и позволить ему для инкубации при 20 ° C на 10 мин.
    5. Вымыть клетки с 10 мл DPBS и trypsinize клетки, добавив 1 мл 1 x трипсина. Инкубируйте клетки при 37 ° C для 7 min. нейтрализовать трипсина с 9 мл полной СМИ.
    6. Привнести 20 мкл клеток в канал и инкубировать их при 37 ° C для 45-120 мин Разрешить вложение к подложке до изображений.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол описывает изготовление MY133-V2000, фторированный полимер с низким показателем преломления соответствия воды. Ключевой особенностью этого протокола является как преодолеть отсутствие прилипания, что характерно фторсодержащих полимеров с помощью кислородной плазмы и изготовления устройства в Акриловый держатель для предоставления дополнительной механической силы, необходимые для герметизации каналов против PDMS субстрата (рис. 1). Низкий показате...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MY133-V2000 может использоваться как альтернатива традиционной мягкой литографии изготовление материалов, таких как PDMS. Предыдущая работа показала, что материалы с высоким показателем преломления, например PDMS, ввести значительные артефакты возле стены канала связи не соответствующих показателей преломления между материал изготовления и водный раствор внутри канала 13. MY133-V2000 позволяет сопоставления преломления microfluidic устройства для водных растворов, широко используется в биомедицинс...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана в университете штата Юта, канцелярии вице-президента для проведения исследований, а также средств в сочетании с Грант Р30 CA042014 института рака охотник и программе Оро в институте рака егерь присуждена.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
MY133-V2000MY ПолимерыMY133-V2000
Sylgard 184Ellsworth Adhesives184 SIL ELAST KIT 0,5 кг
Предметные стекла для микроскопа Fisher PremiumFisher Scientific12-544-4,118
дюйма (3,0 мм) x 12 x 12 дюймов Акриловый листUnited States Plastic Corp44290,060
дюйма (1,5 мм) x 12 дюймов x 12 дюймов Акриловый листUnited States Plastic Corp44200
SCIGRIP 3 Очень быстро схватывающийся акриловый цементUnited States Plastic Corp45735
Стандартная алюминиевая фольга (толщина .6 мм)VWR89107-726
Kim WipesFisher Scientific06-666
Insta-Cure+ СуперклейBob Smith IndustriesBSI-109
1/8"Трубка из ПВХMcMaster Carr5231K55
McCormick Пищевой красительМишень13353207
X-Acto #1 Прецизионный ножX-ActoX3201
X-Acto #18 Тяжелое лезвие для долбления дереваX-ActoX218
VWR Лезвия для бритвыVWR55411-055
Обработанная поверхность Тарелки для клеточных культурFisher НаучныйFBO12922
Фибронектин Плазма крови человекаSigma-AldritchF0895-1MG
Трипсин-ЭДТА 10xFisher Scientific15-400-054
Corning Dulbecco's Phosphate Buffered SaltMinerals Fisher ScientificMT21030CM
Gibco Пенициллин-стрептомицинFisher Scientific15-140-148
Заменимые аминокислоты HyClone 100xFisher ScientificSH3023801
Сыворотка плода крупного рогатого скотаOmega ScientificFB-12
Corning DMEM с L-глутамином и глюкозойFisher ScientificMT10013CV
Трихлор(1H,1H,2H,2H-перфтороктил)силанСигма-Олдрич448931Бурно реагирует с водным
этанолом, 200 пробы Decon LabsFisher Scientific04-355-223
АцетонFisher ScientificA18P-4
Bel-Art 42025 Пластиковый дессикаторCole-ParmerEW-06514-30
Epilog Fusion Лазерный резак, 120 ВтEpilog LaserEpilog Fusion M2 32 Лазер
Isotemp Мешалка для нагреваFisher ScientificSP88850200
Ateco 14111 1,5-дюймовый резак из нержавеющей сталиAteco14111
Pyrex Стеклянная чашка для клеточной культурыFisher Scientific08-747B
Радиочастотный плазменный очистительHarrick PlasmaPDC-32GИспользуется с кислородом Черные
дыры Лаборатории DigivacЧерная дыра Модель215
Intelli-Ray Ультрафиолетовая печьUvitronUVO338
Компактный пипетка для нанесенияMTI CorporationVTC-100A
Fisher Brand Isotemp OvenFisher Scientific15-103-0510Дозатор принудительной конвекции воздуха
Gilson Positive Displacement P1000Fisher ScientificFD10006G
HeraCell VIOS 160iFisher Scientific13 998 212PM
покрытий

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zare, R. N., Kim, S. Microfluidic platforms for single-cell analysis. Annual Review Biomedical Engineering. 12, 187-201 (2010).
  2. Neuzi, P., Giselbrecht, S., Lange, K., Huang, T. J., Manz, A. Revisiting lab-on-a-chip technology for drug discovery. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (8), 620-632 (2012).
  3. Xu, W., et al. Cell stiffness is a biomarker of the metastatic potential of ovarian cancer cells. PLoS ONE. 7 (10), 46609(2012).
  4. Karakas, H. E., et al. A microfluidic chip for screening individual cancer cells via eavesdropping on autophagy-inducing crosstalk in the stroma niche. Scientific Reports. 7 (1), 2050(2017).
  5. DeBerardinis, R. J., Lum, J. J., Hatzivassiliou, G., Thompson, C. B. The biology of cancer: metabolic reprogramming fuels cell growth and proliferation. Cell Metabolism. 7 (1), 11-20 (2008).
  6. Yin, H., Marshall, D. Microfluidics for single cell analysis. Current Opinion in Biotechnology. 23 (1), 110-119 (2012).
  7. Kemper, B., et al. Monitoring of laser micromanipulated optically trapped cells by digital holographic microscopy. Journal of Biophotonics. 3 (7), 425-431 (2010).
  8. Barer, R. Interference micorscopy and mass determination. Nature. 169 (4296), 366-367 (1952).
  9. Zangle, T. A., Teitell, M. A. Live-cell mass profiling: an emerging approach in quantitative biophysics. Nature Methods. 11 (12), 1221-1228 (2014).
  10. Chun, J., et al. Rapidly quantifying drug sensitivity of dispersed and clumped breast cancer cells by mass profiling. Analyst. 137 (23), 5495-5498 (2012).
  11. Reed, J., et al. Live cell interferometry reveals cellular dynamism during force propagation. Acs Nano. 2 (5), 841-846 (2011).
  12. Eldridge, W. J., Steelman, Z. A., Loomis, B., Wax, A. Optical Phase Measurements of Disorder Strength Link Microstructure to Cell Stiffness. Biophysical Journal. 112 (4), 692-702 (2017).
  13. Kim, D. N. H., Kim, K. T., Kim, C., Teitell, M. A., Zangle, T. A. Soft lithography fabrication of index-matched microfluidic devices for reducing artifacts in fluorescence and quantitative phase imaging. Microfluidics and Nanofluidics. 22 (1), 11(2018).
  14. Byron, M. L., Variano, E. A. Refractive-index-matched hydrogel materials for measuring flow-structure interactions. Experiments in Fluids. 54 (2), 6(2013).
  15. Ogawa, T., Hanada, Y. Microfabrication of the UV transparent polymer CYTOP using a conventional pulsed green laser. Applied Physics a-Materials Science & Processing. 122 (3), 6(2016).
  16. Hanada, Y., Ogawa, T., Koike, K., Sugioka, K. Making the invisible visible: a microfluidic chip using a low refractive index polymer. Lab on a Chip. 16 (13), 2481-2486 (2016).
  17. Zangle, T. A., Burnes, D., Mathis, C., Witte, O. N., Teitell, M. A. Quantifying biomass changes of single CD8+ T cells during antigen specific cytotoxicity. PLoS One. 8 (7), 68916(2013).
  18. Huang, D., et al. High Speed Live Cell Interferometry: A New Method for Rapidly Quantifying Tumor Drug Resistance and Heterogeneity. Analytical Chemistry. 90 (5), 3299-3306 (2018).
  19. Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response. PLoS ONE. 9 (2), 89000(2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

MY133 V2000

Похожие статьи