Методическая статья

В реальном времени визуализации и анализа хондроцитов травмы вследствие механической загрузки в полной сохранности мышиных хряща эксплантов

6.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/58487

⸱

7 января 2019 г.

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Rochester

В этой статье

Краткое содержание

Мы представляем метод для оценки пространственных масштабов вреда/смерти клетки на поверхности суставной нетронутыми мышиных суставов после применения контролируемых механических нагрузок и воздействий. Этот метод может использоваться для изучения, как остеоартрит, генетические факторы и/или различных загрузки схемы влияет на уязвимость в situ хондроцитов.

Аннотация

Гомеостаз суставного хряща зависит жизнеспособность клеток-резидентов (хондроцитов). К сожалению механическая травма может вызвать широкое хондроцитов смерти, потенциально ведет к необратимым разбивка Объединенной и начала остеоартрита. Кроме того поддержание жизнеспособности хондроцитов важно остеохондральные трансплантата процедур для оптимального хирургических исходов. Мы представляем метод для оценки пространственных масштабов вреда/смерти клетки на поверхности суставной нетронутыми мышиных синовиальных суставов после применения контролируемых механических нагрузок и воздействий. Этот метод может использоваться в сравнительных исследований изучить последствия различных механических загрузки схемы, различных экологических условий или генетических манипуляций, а также различные стадии дегенерации хряща на кратко - и долгосрочные Уязвимость в situ суставной хондроцитов. Цель Протокола, введена в рукопись является для оценки пространственных масштабов вреда/смерти клетки на поверхности суставной мышиных синовиальных суставов. Важно отметить, что этот метод позволяет, испытания на полностью нетронутыми хряща без ущерба для собственного граничных условий. Кроме того она позволяет в реальном времени визуализации жизненно окрашенных суставной хондроцитов и единого анализа на основе изображения клетки травмы, вызванные применение контролируемых статические и влияние загрузки схемы. Наш представитель результаты показывают, что в здоровых хрящей эксплантов, пространственные масштабы повреждения клеток зависит от чутко масштабы и влияние интенсивности нагрузки. Наш метод может быть легко адаптирована для изучения последствий различных механических загрузки схемы, различных экологических условий или различных генетических манипуляций на механические уязвимость в situ суставной хондроцитов.

Введение

Суставной хрящ (AC) является несущей ткани, которая покрывает и защищает кости в синовиальной суставов, обеспечивая плавный артикуляции совместных. Гомеостаз ткани зависит от жизнеспособности хондроцитов, тип единственной ячейки, проживающих в переменного тока. Однако воздействие хряща крайних сил из-за травмы (например, водопад, несчастного случая или спортивных травм транспортного средства) или из-за посттравматического совместной нестабильности может вызвать смерть хондроцитов, приводит к необратимым разбивка суставов (артроз) 1. Кроме того, в остеохондральные прививки процедуры, которые направлены на ремонт локальных дефектов в поврежденный хрящ, трансплантат вставки связанных механической травмы уменьшает хондроцитов жизнеспособности и оказывает негативное воздействие на результаты хирургического2.

Хрящ экспланта модели обычно используется для изучения подверженность суставной хондроцитов механически индуцированной клеточной смерти. Эти модели обычно используют эксплантов от крупных животных для изучения последствий загрузки условий, экологических условий и других факторов на ячейку уязвимости3,4,5,6, 7,8,9,10,11,12,13,14,15. Однако из-за большого размера родной суставов, эти модели, как правило, требуют удаления вилки от суставной поверхности неповрежденной сустава, тем самым подрывая родной граничных условий. Кроме того они, как правило, требуют применения больших механических нагрузок заставить клетки травмы. Кроме того мышиных хряща экспланта модели предоставляют несколько преимуществ над более крупных животных моделей в изучении механические уязвимость в situ хондроцитов. В частности из-за их небольших размеров, эти модели облегчить тестирование полностью нетронутыми суставного хряща, не изменяя родной ткани целостности. Кроме того, Загрузка мышиных хряща происходит более мелких зон контакта, таким образом, что хондроцитов смерти/травмы может быть наведено с небольшой нагрузкой (< 1 N). Наконец геном мыши легко манипулировать, позволяя тестирование влияния как конкретных генов восприимчивости в situ хондроцитов механической травмы.

Метод, представленный в этой рукописи Общая цель заключается в количественном определении и визуализации в реальном времени-пространственного экстента в situ клеток смерть/травмы вследствие прикладной механических нагрузок на полностью нетронутыми мыши хряща на кости эксплантах в пробирке. Этот метод требует тщательного вскрытия мыши синовиальной суставов без ущерба для жизнеспособности хондроцитов, следуют механические испытания жизненно окрашенных эксплантов с помощью микроскопа монтируется устройство похоже на тестирование платформы, которую мы недавно разработали для количественного определения механических свойств мышиных хряща16. Во время механические испытания, значительная часть (нетронутыми) суставной поверхности расчлененных кости видны на одном флуоресценции Микрофотография, позволяя быстрый анализ жизнеспособности клеток после нагрузки применяется. Аналогичный анализ жизнеспособности поверхности клеток в мышиных хряща эксплантов была выполнена ранее, но без одновременного применения нагрузки17. Потенциальные применения нашего метода включают сравнительные исследования для изучения уязвимости суставной хондроцитов различных контролируемых экологических и механических условий, а также проверки процедур, направленных на уменьшение чувствительности хондроцитов к механическим нагрузкам.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все животные работы был одобрен Комитетом Рочестерского Университета по ресурсам животных.

1. решения

  1. Подготовить Хэнка сбалансированного солевого раствора (1 X HBSS) содержит кальций, магний и не красный фенола. Отрегулируйте пэ-аш до 7,4, добавляя небольшое количество HCl или NaOH.
  2. Отрегулируйте осмолярности до 303 мОсм, добавляя NaCl или обессоленной воды. Используйте буфер во время вскрытия, подготовка образца и механические испытания.

2. вскрытия дистальной бедренной кости и проксимального отдела плечевой кости с полностью нетронутыми суставного хряща

  1. Усыпить мыши согласно институциональных руководящих принципов, с помощью CO2 ингаляции палата следуют шейки матки дислокации. Следуйте асептической техники во всем.
    Примечание: Может использоваться мышь между 8 и 81 недель любого штамма и секс.
  2. Используйте следующие хирургические инструменты для вскрытия: микро ножницы (используется для разрезов), стандартная рассечения ножницы (используется для резки костей), скальпеля с #11 лезвие скальпеля (используется для резки мягких тканей), щипцы ювелира (используется для удаления мягких ткани) и стандартные щипцы (используется для пилинг кожи и мягких тканей).
  3. Для вскрытия дистальной бедренной кости следуйте приведенным ниже инструкциям.
    1. Поместите указатель мыши в лежачем положении.
    2. Сделайте небольшой (~ 5 мм) разрез в коже на передней части колена.
    3. Расширить разрез весь путь вокруг колена и потяните кожу подвергать коленного сустава и ноги мышц.
    4. Начиная с конца проксимального отдела бедренной кости, используйте лезвие скальпеля (#11) для резки в дистальном направлении. Поместите лезвие между блоком мышцы сухожилия четырехглавой и передней стороне бедра вала. Расширить разрез направлении и за коленной чашечки и закончить, проходящем через середины коленного сухожилия, тем самым удаляя блока мышц сухожилия четырехглавой мышцы.
    5. Начиная с конца проксимального отдела бедренной кости, используйте лезвие скальпеля (#11) для резки в дистальном направлении. Поместите лезвие между блоком подколенного сухожилия мышц сухожилия и задняя сторона бедренная вала. Как только вырезать подходы коленного сустава, начните резки через мягкие ткани, избегая контакта между скальпель и суставной поверхности на дистальном мыщелков бедренной кости. Закончите вырезать мимо коленного сустава.
    6. Тяните обратно четырехглавой мышцы и мышцы подколенного сухожилия подвергать бедренной кости. Отрежьте любые излишки мышцы боковые и медиальной стороны бедра.
    7. Вырезать икроножных мышц на задней стороне проксимального отдела голени и флип ноги, чтобы визуализировать в задней части бедра.
    8. Разоблачить дистальной мыщелков бедра и задней поверхности проксимальной голени, удалив избыток ткани вокруг коленного сустава.
    9. Вырежьте передней и задней крестообразной связки с помощью скальпеля, резка от мыщелков бедренной кости. Вытяните голени от бедренной кости и вырезать все связки, чтобы отделить нижнюю ногу от бедра.
    10. С помощью стандартных рассечения ножницы, рассекала бедренной кости в проксимальном конце кости (8 мм выше tibio бедренного сустава) с боковой стороны. После резки кости, вытереть каких-либо видимых костного мозга на внешней стороне кости, чтобы избежать возможного загрязнения из клеток костного мозга.
      Примечание: Резка с латеральной стороны уменьшает риск распространения трещины вдоль кости.
    11. Удаление окружающих мягких тканей (то есть, связок и избыток мышц) от бедра с использованием щипцы ювелира и разоблачить хряща на обоих мыщелков на дистальном конце бедра. Избегайте контакта между хряща и пинцет.
  4. Для вскрытия плечевой кости следуйте приведенным ниже инструкциям.
    1. Поместите указатель мыши в лежачем положении.
    2. Сделать надрез (~ 5 мм) в коже на задней стороне локтя с помощью микро ножницы, расширить надрез вокруг локоть и потяните кожу подвергать мышц руки и плеча.
    3. Начиная от проксимального конца плечевой кости, используйте лезвие скальпеля (#11) для резки в дистальном направлении. Поместите лезвие между блоком мышц сухожилие трицепс и в задней части плечевой кости. Расширить разрез сторону дистального конца плечевой кости и закончить, проходящем через трицепс сухожилия.
    4. Затем потяните назад трицепс в конце проксимального отдела плечевой кости до тех пор, пока головку плечевой подвергается.
    5. Вырезать соединительной ткани вокруг плечевой головки с помощью лезвием скальпеля (#11) без касатьться суставной поверхности и удалить конечности (руки и плеча) из организма. Периодически увлажняют суставной поверхности плечевой головки с HBSS.
    6. Отсоедините плечевой кости от руки, первый облом проксимальный конец локтевой на задней стороне рукоятки с помощью щипцов, а затем резки соединительной ткани вокруг дистального конца плечевой кости. Удалите любые излишки ткани на плечевой кости.
    7. Отрежьте дельтовидной бугра на задней стороне плеча, с использованием стандартных рассечения ножницы.
  5. Поместите расчлененных абразивной в трубу microcentrifuge 1,5 мл, содержащих HBSS буфера.

3. жить (Флуорексон AM) / Dead (пропидий йодидом) пятная протокол

  1. Пятно использованием Флуорексон AM следующим образом.
    1. Сделайте Стоковый раствор Флуорексон AM, добавив 12,5 мкл диметилсульфоксида (ДМСО) во флаконе 50 мкг Флуорексон утра, в результате в складе концентрации 4 мг/мл (4.02 мм).
    2. Разбавьте 1: 400 акций Флуорексон решение в HBSS достичь концентрации 10 мкг/мл (10,05 мкм) кальция AM (например, мкл 1,25 Стоковый раствор для 500 мкл HBSS).
    3. Центрифуга разбавленный раствор окрашивания для 5 s на 2000 x g обеспечить что все краски, которые могут иногда прилипнет к стенкам трубки, смешивается с буфером. Не удалить супернатант. Вихрь решение для обеспечения надлежащего перемешивания.
    4. Положите расчлененных образца в 1,5 мл microcentrifuge трубка, содержащая 500 мкл разбавленного раствора окрашивание. Инкубируйте образца при 37 ° C на 30 мин в thermomixer во время агитацию на 800 об/мин. Убедитесь, что трубы покрыты алюминиевой фольги для защиты от воздействия света.
    5. Передача образца в Флуорексон HBSS AM-бесплатная буфер. На данный момент образца готова для механических испытаний.
  2. Подготовьте пропидий йодидом (PI) пятная решение следующим.
    1. Подготовьте окрашивание раствора путем разбавления приобретенных Стоковый раствор (1 мг/мл, 1,5 мм)-1:25 в HBSS до 40 мкг/мл (60 мкм) Пи Пи. Например добавьте 40 мкл Стоковый раствор 1000 мкл HBSS.
    2. Держите PI, окрашивание раствора в алюминиевой фольги, чтобы защитить его от воздействия света. Используйте окрашивание решение немедленно после механических испытаний для обнаружения потерпевшего клетки (см. раздел 4).
      Примечание: Можно выполнить, окрашивание Пи до погрузки, а также для того, чтобы более строго оценивать качество вскрытия.

4. механические испытания протокол

  1. Место образца (бедренной и плечевой кости) на стекло слайд пользовательских Микроскоп монтируется механические испытания устройства, таким образом, чтобы суставной поверхности на задней мыщелков бедренной или плечевых голова сидит на стекле (рис. 1).
    Примечание: Закрепите 10 мм длинные деревянные аппликатор (диаметр = 2 мм) в дистальной части плечевой кости с помощью Цианакрилатный клей перед установкой его на устройство для стабилизации образца на плоской поверхности. Для подробного описания механического тестирования платформы увидеть дополнительный файл 1: раздел 1.
  2. Гидрат образца с HBSS и поместите устройство с образца на флуоресцентным микроскопом.
  3. Изображение, суставной хрящевые клетки окрашивали Флуорексон AM (волны возбуждения/выбросов = 495/515 нм) до (базовый уровень) применение нагрузки под флуоресцентным микроскопом с 4 X сухого объектива (NA = 0,13). Настройте параметры приобретения для оптимизации качества изображения.
  4. Применение механических погрузки поверх образца таким образом, что суставного хряща сжимается против покровным стеклом.
    1. Для статической нагрузкиприменяются предписанные статической нагрузки (например, 0,5 N) поверх образца (бедренной и плечевой кости). Держите нагрузки на 5 мин и затем удалите его.
    2. Для воздействияприменять предписанные воздействия энергии (например, 1 МДж) образца, сбрасывая цилиндрических ударного известных веса (например, 0,1 N) с установленной высоты (например, 1 см). Выпуск загрузки 5 s после удара.
      Примечание: Вес ударного элемента (мг) и предписанные высота (h) могут быть преобразованы в энергии удара (E), используя следующее уравнение: E = mgh.
  5. Проинкубируйте образцы в PI, окрашивание раствора для 5 мин при комнатной температуре.
  6. Изображение, суставной хрящевые клетки окрашивали Флуорексон утра и PI (волны возбуждения/выбросов = 535/617 Нм) под флуоресцентным микроскопом (рис. 2).

5. анализ данных

  1. Определить области ранения/мертвые клетки из-за режима применяются механические нагрузки.
    1. Откройте микроскопии суставной поверхности, полученные до и после применения механической нагрузки в ImageJ18.
    2. Объединяйте изображения в стек.
    3. Установите масштаб изображений, основанный на разрешение изображения.
    4. Используйте инструмент « многоугольник » для определения области, где клетки стал Флуорексон отрицательной (потеря зеленой флуоресценцией) и PI-позитивные (усиление красной флуоресценцией). Эти клетки считаются потерпевшего или мертвых.
    5. Определите области ранения/мертвые клетки, с помощью инструмента измерения .

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Шесть различных применяемых загрузки протоколы (статической нагрузки: 0,1 N, 0,5 N и 1 N 5 мин; и влияние загрузки: 1 МДж, 2 МДЖ и 4 МДж) можно воспроизвести индуцированной количественной оценке локализованных участков клетки травмы в бедренной и плечевой хряща, полученные от 8-10-недельных (мышей BALB/c Рисунок 2). Важно отметить, что пространственные масштабы хондроцитов травмы на суставной поверхности была измерена быстро и легко в ImageJ. Представитель ре...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Визуализировать жизнеспособных и погибших и раненых в situ суставной хондроцитов от мыши суставов после того, как предписано механических нагрузок и воздействий успешно использовались методы, описанные выше. В частности, мы были в состоянии анализировать механические уязвимость хондроцитов в полной сохранности суставного хряща из двух разных синовиальных суставов: коленного сустава (дистальной части бедра) и плеча (электрошокер). Наш представитель результаты показывают, что пространственные масштабы повреждения ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют ничего сообщать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить д-ра Ричарда УО и Луис Delgadillo за щедрое использование их рН метр и осмометре. Кроме того авторы хотели бы поблагодарить Андреа ли за вклад в развитие первоначальной механической системы тестирования. Это исследование финансировалось NIH Р30 AR069655.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Кальцеин, AM Invitrogen от Thermo Fisher ScientificC3100MP20x50 мг, Eugene, OR, США
Propidium IodideInvitrogen от Thermo Fisher ScientificP35661 мг/мл раствор в воде, 10 мл, Eugene, OR, США
Диметилсульфоксид (ДМСО)Sigma-Aldrich2768551 л ДМСО, безводный, ≥ 99,9%, Сент-Луис, Миссури, США
HBSS (кальций, магний, без фенола красный) Gibco by Thermo Fisher Scientific14025-0921X, 500mL, Гранд-Айленд, Нью-Йорк, США
Хирургическое лезвие из перьев (#11)VWR102097-822Хатфилд, Пенсильвания, США
Осмометр давления пара, VAPROELITechGroupМодель 5520Пюто, Франция
pH-метр BeckmanМодель Phi 32 Бреа, Калифорния, США
Термомиксер Eppendorf Eppendorf AG Модель 5350Гамбург, Германия
Моторизованный инвертированный исследовательский микроскопOlypmusModel IX-81Center Valley, PA, США
Деревянный аппликаторPuritan Medical Products Company, LLC8076"x100, Гилфорд, ME, США
1.5 Стеклянные покровные стеклаWarner Instruments, LLC64-1696#1.5, толщина 0,17 мм, диаметр 40 мм, Хамден, Коннектикут, США

Ссылки

  1. Lotz, M. K., Kraus, V. B. New developments in osteoarthritis. Posttraumatic osteoarthritis: pathogenesis and pharmacological treatment options. Arthritis Research & Therapy. 12 (3), 211(2010).
  2. Pallante, A. L., et al. The in vivo performance of osteochondral allografts in the goat is diminished with extended storage and decreased cartilage cellularity. American Journal of Sports Medicine. 40 (8), 1814-1823 (2012).
  3. Delco, M. L., Bonnevie, E. D., Bonassar, L. J., Fortier, L. A. Mitochondrial dysfunction is an acute response of articular chondrocytes to mechanical injury. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 739-750 (2018).
  4. Ewers, B. J., Dvoracek-Driksna, D., Orth, M. W., Haut, R. C. The extent of matrix damage and chondrocyte death in mechanically traumatized articular cartilage explants depends on rate of loading. Journal of Orthopaedic Research. 19 (5), 779-784 (2001).
  5. Goodwin, W., et al. Rotenone prevents impact-induced chondrocyte death. Journal of Orthopaedic Research. 28 (8), 1057-1063 (2010).
  6. Issa, R., Boeving, M., Kinter, M., Griffin, T. M. Effect of biomechanical stress on endogenous antioxidant networks in bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 760-769 (2018).
  7. Bartell, L. R., Fortier, L. A., Bonassar, L. J., Cohen, I. Measuring microscale strain fields in articular cartilage during rapid impact reveals thresholds for chondrocyte death and a protective role for the superficial layer. Journal of Biomechanics. 48 (12), 3440-3446 (2015).
  8. Levin, A. S., Chen, C. T., Torzilli, P. A. Effect of tissue maturity on cell viability in load-injured articular cartilage explants. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (6), 488-496 (2005).
  9. Lee, W., et al. Synergy between Piezo1 and Piezo2 channels confers high-strain mechanosensitivity to articular cartilage. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (47), E5114-E5122 (2014).
  10. Jeffrey, J. E., Gregory, D. W., Aspden, R. M. Matrix damage and chondrocyte viability following a single impact load on articular cartilage. Archives of Biochemistry and Biophysics. 322 (1), 87-96 (1995).
  11. Chen, C. T., Bhargava, M., Lin, P. M., Torzilli, P. A. Time, stress, and location dependent chondrocyte death and collagen damage in cyclically loaded articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 888-898 (2003).
  12. Morel, V., Mercay, A., Quinn, T. M. Prestrain decreases cartilage susceptibility to injury by ramp compression in vitro. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (11), 964-970 (2005).
  13. Sauter, E., Buckwalter, J. A., McKinley, T. O., Martin, J. A. Cytoskeletal dissolution blocks oxidant release and cell death in injured cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 30 (4), 593-598 (2012).
  14. Martin, J. A., Buckwalter, J. A. Post-traumatic osteoarthritis: the role of stress induced chondrocyte damage. Biorheology. 43 (3,4), 517-521 (2006).
  15. Martin, J. A., Brown, T., Heiner, A., Buckwalter, J. A. Post-traumatic osteoarthritis: the role of accelerated chondrocyte senescence. Biorheology. 41 (3-4), 479-491 (2004).
  16. Kotelsky, A., Woo, C. W., Delgadillo, L. F., Richards, M. S., Buckley, M. R. An Alternative Method to Characterize the Quasi-Static, Nonlinear Material Properties of Murine Articular Cartilage. Journal of Biomechanical Engineering. 140 (1), (2018).
  17. Zhang, M., et al. Induced superficial chondrocyte death reduces catabolic cartilage damage in murine posttraumatic osteoarthritis. Journal of Clinical Investigation. 126 (8), 2893-2902 (2016).
  18. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  19. Habouri, L., et al. Deletion of 12/15-lipoxygenase accelerates the development of aging-associated and instability-induced osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (10), 1719-1728 (2017).
  20. Higuchi, Y., et al. Conditional knockdown of hyaluronidase 2 in articular cartilage stimulates osteoarthritic progression in a mice model. Scientific Reports. 7 (1), 7028(2017).
  21. Zhu, M., et al. Activation of beta-catenin signaling in articular chondrocytes leads to osteoarthritis-like phenotype in adult beta-catenin conditional activation mice. Journal of Bone and Mineral Research. 24 (1), 12-21 (2009).
  22. Hu, K., et al. Pathogenesis of osteoarthritis-like changes in the joints of mice deficient in type IX collagen. Arthritis & Rheumatology. 54 (9), 2891-2900 (2006).
  23. Mooney, R. A., Sampson, E. R., Lerea, J., Rosier, R. N., Zuscik, M. J. High-fat diet accelerates progression of osteoarthritis after meniscal/Ligamentous injury. Arthritis Research & Therapy. 13 (6), R198(2011).
  24. Griffin, T. M., Huebner, J. L., Kraus, V. B., Yan, Z., Guilak, F. Induction of osteoarthritis and metabolic inflammation by a very high-fat diet in mice: effects of short-term exercise. Arthritis & Rheumatology. 64 (2), 443-453 (2012).
  25. Kamekura, S., et al. Osteoarthritis development in novel experimental mouse models induced by knee joint instability. Osteoarthritis and Cartilage. 13 (7), 632-641 (2005).
  26. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis and Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  27. Huang, H., Skelly, J. D., Ayers, D. C., Song, J. Age-dependent Changes in the Articular Cartilage and Subchondral Bone of C57BL/6 Mice after Surgical Destabilization of Medial Meniscus. Scientific Reports. 7, 42294(2017).
  28. Hamada, D., Sampson, E. R., Maynard, R. D., Zuscik, M. J. Surgical induction of posttraumatic osteoarthritis in the mouse. Methods in Molecular Biology. 1130, 61-72 (2014).
  29. Wilhelmi, G., Faust, R. Suitability of the C57 black mouse as an experimental animal for the study of skeletal changes due to ageing, with special reference to osteo-arthrosis and its response to tribenoside. Pharmacology. 14 (4), 289-296 (1976).
  30. Stoop, R., et al. Type II collagen degradation in spontaneous osteoarthritis in C57Bl/6 and BALB/c mice. Arthritis & Rheumatism. 42 (11), 2381-2389 (1999).
  31. McNeil, P. L., Kirchhausen, T. An emergency response team for membrane repair. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6 (6), 499-505 (2005).
  32. Adebayo, O. O., et al. Kinematics of meniscal- and ACL-transected mouse knees during controlled tibial compressive loading captured using roentgen stereophotogrammetry. Journal of Orthopaedic Research. 35 (2), 353-360 (2017).
  33. Vahedipour, A., et al. Uncovering the structure of the mouse gait controller: Mice respond to substrate perturbations with adaptations in gait on a continuum between trot and bound. Journal of Biomechanics. , (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Calcein AMImageJ

Похожие статьи