Методическая статья

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) у мышей

DOI:

10.3791/58517

⸱

23 сентября 2018 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Tecnologia em Medicina Molecular (CTMM), Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Minas Gerais

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является лечебный метод предложил для лечения психических заболеваний. Животную модель имеет важное значение для понимания конкретных биологические изменения, вызываемые ЦТД. Этот протокол описывает модель мыши ЦТД, использующая хронически имплантированных электродов.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является методом неинвазивной neuromodulation, предложил в качестве альтернативного или дополнительного лечения для нескольких психоневрологических заболеваний. Биологические эффекты ЦТД полностью не поняты, которые отчасти объясняется из-за трудностей в получении ткани человеческого мозга. Этот протокол описывает модель мыши ЦТД, использующая хронически имплантированных электродов, позволяя изучение долгосрочных биологических эффектов ЦТД. В этой экспериментальной модели ЦТД изменения экспрессии генов корковых и предлагает выдающийся вклад в понимание обоснование для терапевтического использования.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Постоянного тока транскраниальной стимуляции (ЦТД) является неинвазивным, лоу кост, терапевтический метод, который фокусируется на нейрональных модуляция с помощью малой интенсивности непрерывное токов1. Есть в настоящее время двух установок (одна и cathodal) для ЦТД. Хотя одна стимуляция оказывает текущее электрическое поле слишком слабы, чтобы вызвать потенциалы действия, электрофизиологии исследования показали, что этот метод производит изменения в синаптической пластичности2. Например доказательств показывает, что ЦТД индуцирует долгосрочные потенцирование (LTP) эффекты, такие как увеличение пиковых амплитудно возбуждающих постсинаптических потенциалов3,4 и модуляции корковой возбудимости5.

И наоборот cathodal стимуляция вызывает ингибирование, что приводит к мембране гиперполяризации6. Гипотеза для этого механизма на основе физиологических выводов, где описывается ЦТД для модуляции частоты потенциал действия и продолжительности в нейрональных тела3. В частности этот эффект не напрямую вызывают потенциалы действия, хотя он может перейти порог деполяризации и содействовать или препятствовать нейронов стрельбы7. Эти контрастных эффекты мы продемонстрировали ранее. Например одна и cathodal стимуляции противоположные последствия условных реакций зарегистрировано активности через электромиографии в кроликов8. Однако исследования также показали, что пролонгированной стимуляции одна сессий может привести к снижению возбудимости увеличение cathodal токи могут привести к возбудимости, представляя самостоятельно контрастных эффекты3.

Как одна, так и cathodal стимулам агрегирования использование электродных пар. Например одна стимуляции, «активный» или «анод» электрода помещается над областью мозга для модуляции, тогда как «ссылка» или «катод» электрод расположен над регионом, где эффект тока предполагается незначительное9. В cathodal стимуляции перевернут расположения электродов. Интенсивность стимуляции для эффективного ЦТД зависит от текущей интенсивности и электрода аспекты, которые затрагивают электрического поля по-разному10. В наиболее опубликованных исследований, средняя интенсивность тока составляет 0,10 до 2.0 мА и 0,1 мА до 0,8 мА для человека и мышей, соответственно6,11. Хотя электродов размером 35 см2 обычно используется в организме человека, отсутствует надлежащее понимание относительно размеров электродов для грызунов и более тщательное расследование является необходимой6.

ЦТД было предложено в клинических исследованиях с попыткой предоставления альтернативного или дополнительного лечения для нескольких неврологических и нервно-психических расстройств11 таких как эпилепсия12, биполярное расстройство13, ход5 , майор14депрессии, болезни Альцгеймера15, рассеянный склероз16 и болезнь Паркинсона17. Несмотря на растущий интерес к ЦТД и его использование в клинических испытаний, подробные сотовых и молекулярных вызвали изменения в ткани мозга, короткие и долгосрочные последствия, а также поведенческих результатов, являются еще более глубоко быть расследовано18, 19. Поскольку прямой человека подход к тщательно изучить ЦТД не является жизнеспособным, использование ЦТД животной модели могут предложить ценную информацию в клеточном и молекулярном события, лежащие в основе терапевтические механизмы ЦТД благодаря доступности для ткани головного мозга животного.

Имеющиеся данные ограничены относительно ЦТД моделей мышей. Большинство сообщенных моделей используются различные разработке макетов, электрод размеры и материалы. Например, Винклер и др. (2017) имплантированных головы электрода (Ag/AgCl, 4 мм в диаметре), наполненный соленой и зафиксировал его череп с акриловой цемента и винты20. Отличается от нашего подхода, их груди электрод был имплантирован (платины, 20 x 1,5 мм). Nasehi и др. (2017) используется процедура очень похож на наш, хотя грудной электрод был сделан из солевых пропитанной губкой (углерода заполнены, 9,5 см2)21. Другое исследование имплантированных обоих электродов в голову животного, которое было достигнуто с помощью фиксированной пластин и охватывающих голова животного с дирижером гидрогеля22. Здесь мы описываем ЦТД мыши модель, которая использует хронически имплантированных электродов через простой хирургических процедур и ЦТД установки (рис. 1).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Отдельно расположенный взрослых мужчин (8-12 недель) мышей C57BL/6 были использованы в этом эксперименте. Животные получили должного ухода до, во время и после экспериментальных процедур с пищей и водой ad libitum. Все процедуры были утверждены Комитетом животных этики из федерального университета Минас-Жерайс (протокол № 59/2014).

1. электрод размещение

  1. Седативным и фиксирующий животное на стереотаксического аппарата
    1. Стерилизуйте всех хирургических инструментов.
      Роман Хирургические инструменты были стерилизуют в течение 3 минут на 440 ° C. Ватные палочки были газобетона в 20 psi (паундов на квадратный дюйм) при 121 ° C в течение 20 мин.
    2. Отрегулируйте тепловые платформа контроллер до 37 ° C.
    3. Вес животного и рассчитать соответствующие дозы для индукции анестезии. Используйте смесь кетамина и ксилазина в дозе 100 мг/кг кетамина и 8 мг/кг Ксилазина, учитывая внутрибрюшинно (размер иглы, 31 G). Животное должно заснуть в течение 2-3 мин.
    4. Используйте электрические бритвы или бритву для бритья вниз хирургической сайта.
    5. Место животных на стереотаксического аппарата над подогретым нагревательную пластину.
    6. Держите голову животного и вставьте кончик уха баров в каждой из животных уши, чтобы исправить это для стереотаксического платформы.
    7. Убедитесь, что существует не бокового ветра головы и немного вертикального движения после медленно перемещая позиционирования головки животного.
    8. Мягко скользить нос мыши анестезии маски и исправить ее на месте, завинтив винт.
    9. Установите изофлюрановая на 1% с 1,0 Л/мин O2.
    10. Применять мазь глаз для глаза животного для предотвращения высыхания роговицы во время операции.
  2. Придавая имплантат голова животного
    1. Для подготовки хирургической сайта с трех чередующихся скрабы повидон йод (или 2% хлоргексидин) использовать ватные тампоны и 70% этиловом спирте.
    2. Используйте пинцет для проверки глубины анестезии, слегка сжимая пальцами животного и проверка потери животного педали вывода (мыс пинча) рефлекс.
    3. Сделать надрез около 3 мм, задняя линия уха животного и остановки на линии глаз. Разрез сайт должен иметь примерно 1 см в длину, чтобы быть достаточно большим, чтобы получить имплантата.
    4. Аккуратно почистить черепа с кости скребок для улучшения клей и цемент присоединения. Сделать этот свет в одиночку с намерением создать микро царапин.
    5. Осторожно поместите хирургические крючки для сыпучих кожи для поддержания открытой операционного поля и свободной от препятствий такие, как кожи и меха.
    6. Используйте стерильным ватным тампоном для сухой кожи головы животного.
    7. Используйте рассечения микроскоп для визуализации в верхней части черепа животных.
    8. Придавать стереотаксического держателя иглы и найдите bregma. Положение иглы непосредственно над головой животного, слегка касаясь bregma.
    9. Обнулите все координаты на цифровой трассирующими и затем поднимите иглу.
    10. Исправьте ЦТД имплантат на держателе стереотаксического. Наведите имплантат животного голову и медленно опустите его на области интереса, с использованием надлежащего стереотаксического координат.
    11. Супер клей на имплантат базы используйте иглы для распространения 1 капля (около 35 мкл).
    12. Медленно перемещайте держатель вниз, пока он не коснется черепа. Убедитесь, что база имплантата является полностью в контакте с поверхностью.
    13. Подготовьте хирургические цемента согласно инструкциям производителя.
    14. После точного позиционирования, применяются 3 тонким, равномерным слоем цемента через черепной коробки и на нижнюю часть имплантата. Нанесите каплю на каплю с помощью приложения кисти. Слои должны образовывать Хилл образной структуры для дальнейшего структурной поддержки имплантата.
    15. Оставьте имплантат винтовой поток чистого цемента для соединения гладких, беспрепятственный.
    16. Разрешить каждый слой для просушки на примерно 4 минуты.
    17. При сухой, осторожно удалите держатель до тех пор, пока он полностью отделен от имплантата. Всегда используйте крайнюю осторожность при обработке имплантата, так как это может быть случайно извлечены из череп животного.
  3. Отделочные операции и послеоперационный уход
    1. Увлажняют кожу животного на сайте разрез физиологического раствора пропитанной ватным тампоном.
    2. Слой кожи над базой ЦТД имплантата.
    3. Используйте пинцет для сближения ткани и закрыть разрез с капли клея хирургического ткани на 0,2 см ткани.
    4. Проникнуть в 1-2% лидокаин на сайте разрез и лежащие в основе тканей.
    5. Гидрат мыши с 500 мкл раствора рингера лактата подкожно.
    6. Поместите курсор мыши в клетку чистой, сингл здание подогретым (37 ° C).
    7. Положите небольшое блюдо с мокрой питания гранулы в клетке для легкого доступа к продовольствию в следующие часы.
    8. Зарегистрируйте послеоперационные веса животного.
    9. Подкожно дать животных кетопрофена (5 мг/кг), после операции и на ближайшие 2 дня.
    10. Контролировать восстановление животного тесно для по крайней мере за 1 неделю. Оцените любой знак бедствия, такие как piloerection, отсутствие ухода, снижение локомоции, царапин раны и воспаления хирургической сайта.

2. ЦТД установки и стимуляции

  1. ЦТД установки (см. Рисунок 2)
    Примечание. Убедитесь, что ЦТД стимулятор полностью заряжена.
    1. Присоедините кабели анодом и катодом к стимулятор ЦТД и сделать их доступными рядом с сайта стимуляции. Прикрепите ПИН тип электрода для стереотаксического держателя.
    2. Установите платформу тепловой до 37 ° C.
    3. Включите расходомера кислорода на системе ингаляционной анестезии до 1 Л/мин.
    4. Поместите указатель мыши в камеру индукции анестезии.
    5. Включите изофлюрановая испарителя до 3%. Позвольте животным пройти изофлюрановая эффекты на 4 мин.
    6. В то время как животное находится в зале индукции, используйте стерильный шприц для заполнения тело электрод с 0,9% физиологического раствора.
    7. Удаление животное из камеры для индукции и расположите ее груди над тело электрод.
    8. Мягко скользить нос мыши анестезии маски и исправить ее на месте. Нижняя изофлюрановая вывода до 1,5%.
    9. Заполнить имплантат и pin типа электрода с солевой раствор и тщательно прикрепить их.
    10. Отрегулируйте время стимуляции и интенсивность тока.
    11. Проверьте качество контакта на ЦТД стимулятор. Оптимальный контакт идет от 7 до 10 по шкале 1-10.
  2. Стимуляция
    1. Запустите стимуляции.
    2. Наблюдать за текущей ramping вверх для 30 s выбранное значение и поддержания себя устойчивый на установленный срок, а затем, в конце сессии, наращивает вниз снова.
    3. Активируйте кнопку Шам для управления мышей.
    4. Наблюдать за текущей ramping вверх для 30 s в выбранное значение, а затем вплоть до 1 для остальной части периода стимуляции с окончательной пандус к значению, выбранному в конце с подряд пандус вниз.
    5. После завершения сеанса стимуляции тщательно передачи животное в клетке подогретым (37 ° C) 10 мин.
      Роман Животные начинают пробудить через 3 мин.
    6. Выключите систему ингаляционной анестезии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хирургический протокол представлен долгосрочной стабильности имплантата для по крайней мере один месяц, без воспалительных сигналы на объекте стимулируется, ни любой другой нежелательный эффект. Все животные выжили хирургические процедуры и ЦТД сессий (n = 8). В этом эксперименте ЦТД имплантаты были размещены над М1 и м2 коре (+ 1.0 мм передней задней и боковых 0.0 мм для bregma). Неделю спустя, ЦТД (n = 3-4) и Шам (n = 3) мышей были стимулировали пять дней подряд в течение 10 мин на 0,35...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В последние годы нейростимуляция методы ввода клинической практике как перспективный процедура для лечения нервно-психиатрическими расстройствами23. Чтобы уменьшить ограничения, налагаемые отсутствие знаний о механизмах нейростимуляция, мы представили здесь модель мыши ЦТД, перевозящих электрод, который может целевых регионах мозга. Так как электрод хронически имплантируемые, животных модель позволяет расследование долгосрочные биологические эффекты, вызываемые ЦТД (для по крайней мере 1 месяц) в ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарим г-н Родриго де Соуза за помощь в поддержании мыши колоний. L.A.V.M-Докторантура научный накидки. Эта работа была поддержана Грант PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
BD Ultra-Fine 50U ШприцBD10033430026для внутрибрюшинных инъекций.
Бритва (Philips Multigroom)Philips (Бразилия)QG3340/16Для обрезки места операции.
Surgical Equipment
Модель 940 Стереотаксический инструмент для мелких животных с цифровой консольюдисплея KOPF940Для хирургического ограничения и позиционирования животных.
Модель 922 Неразрывные ушные накладки с углом наклона 60 градусовKOPF922Для хирургического ограничения и позиционирования животных.
Держатель канюлиKOPF1766-APДля установки имплантата.
Прецизионный стерео зум-бинокулярный микроскоп (III) на штангеWPIPZMIII-BSДля локализации брегмы и позиционирования имплантатов.
Модель системы термостатирования KOPFTCAT-2LVДля термоконтроля животных.
Источник холодного света WPIWA-12633Для фокусной яркости
Настольная система анестезии лабораторных животных с очисткойVetEquip901820Для доставки изофлурана и безопасности.
Адсорбционный фильтр с активированным углем VaporGuardVetEquip931401Меры безопасности системы доставки.
Модель 923-B Держатель головки для газовой анестезии мышиKOPF923-BДля ограничения животных и доставки O2 и изофлурана.
Кислородный регулятор, Е-баллон VetEquip901305для регулирования и доставки O2.
Кислородный шланг – green VetEquip931503для доставки O2 и изофлурана.
Инфракрасный стерилизатор 800 º CMarconiMA1201Для стерилизации инструментов.
Surgical Tools
Fine Scissors - ToughCutFine Science Tools14058-11Для разреза.
Хирургические крючкиINJEX1636собственного производства - используются для очистки места операции от кожи и шерсти.
Стандартный пинцет или щипцы-для захвата кожи.
Surgical Consumables
Vetbond3MSC-361931Для закрытия разреза.
Набор цемента и катализатора (Duralay)Reliance2OZДля фиксации имплантатов.
Стерильные ватные тампоны (автоклавные)JnJ75UДля антисептики в области хирургического вмешательства. 
24-луночная пластина (Tissue Culture Plate)SARSTEDT831,836Для приготовления цемента.
Применение ЩеткаparkellS286Для замешивания и нанесения цемента.
Pharmaceutics
Xylazin (ANASEDAN 2%)Ceva Pharmaceutical (Brazil)P10160Для индукции анестезии.
Кетамин (ДОПАЛЕН 10%)Ceva Pharmaceutical (Бразилия)P30101Для индукции анестезии.
Изофлуран (100%)Кристá lia (Бразилия)100 млДля поддержания анестезии.
Лидокаин (КСИЛЕСТЕЗИН 5%)CristalPharma-Дляпослеоперационного ухода.
Кетопрофен (ПРОФЕНИД 100 мг)Санофи Авентис20млДля послеоперационного ухода.
Раствор лактата Ringer'sSANOBIOL LAB 7898153652145для послеоперационного ухода.
TobraDex (Дексаметазон 1 мг/г)Alcon631Для смазки и защиты глаз.
Stimulation
Animal Transcranial StimulatorSoterix Medical2100Для текущего поколения.
Держатель электродов штифтового типа (цилиндрическое основание держателя)Опора для электродовSoterix Medical2100
Электрод штифтового типа (Ag/AgCl)Soterix Medical2100Для подачи тока (электрод). 
Штифтовый электродный колпачокSoterix Medical2100Для защиты имплантатов.
Корпусной электрод (с покрытием Ag/AgCl)Soterix Medical2100для подачи тока (электрод). 
Солевой раствор (0.9%)FarmaX7896902206441Проводящая среда для подачи тока.
Стандартный пинцет или щипцы-для настройки tDCS.
Real Time Polymerase Chain Reaction
BioRad CFX96 Real Time SystemBioRadC1000Для количественной ПЦР
SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1 мл)BioRad1725271для qPCR
Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96BioRadHSP9601Для qPCR
Microseal "B" seal pct c/ 100BioRadMSB1001для количественной ПЦР
(имплантат).

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047(2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2(2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180(2015).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

tDCS

Похожие статьи