Методическая статья

Стандартная операционная процедура для lyssavirus наблюдение за популяцией летучих мышей на Тайване

DOI:

10.3791/59421

⸱

27 августа 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Animal Health Research Institute, Council of Agriculture, Executive Yuan, 2Institute of Ecology and Evolutionary Biology, National Taiwan University, 3Bat Conservation Society of Taipei

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол вводит стандартную лабораторную процедуру для диагностического тестирования лиссавирусных антигенов у летучих мышей на Тайване.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Вирусы в пределах рода Lyssavirus являются зоонозными патогенами, и по крайней мере семь видов лиссавирусов связаны с случаями заболевания человека. Поскольку летучие мыши являются естественными резервуарами большинства лиссавирусов, программа наблюдения за лиссавирусами летучих мышей проводится на Тайване с 2008 года, чтобы понять экологию этих вирусов у летучих мышей. В рамках этой программы неправительственные организации по сохранению летучих мышей и местные центры по борьбе с болезнями животных сотрудничали в сборе мертвых летучих мышей или летучих мышей, умирающих от слабости или болезни. Мозг ткани летучих мышей были получены через некропсию и подвергаются прямому флуоресцентному тесту на антитела (FAT) и обратной транскрипции полимеразной цепной реакции (RT-PCR) для обнаружения лиссавирусных антигенов и нуклеиновых кислот. Для FAT, по крайней мере два различных диагноза бешенства conjugates рекомендуется. Для RT-PCR для усиления частичной последовательности гена нуклеопротеина (JW12/N165-146, N113F/N304R) используются два набора грунтовок. Эта программа наблюдения отслеживает лиссавирусы и другие зоонозные агенты у летучих мышей. Тайваньский лиссавирус летучей мыши обнаружен в двух случаях японского пипитштила(Pipistrellus abramus)в 2016-2017 годах. Эти выводы должны информировать общественность, специалистов в области здравоохранения и ученых о потенциальных рисках контакта с летучими мышами и другими дикими животными.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Вирусы в пределах рода Lyssavirus являются зоонозными патогенами. Есть по крайней мере семь видов лиссавирусов, связанных с человеческими случаями1. В дополнение к 16 видов в этом роду1,2,3, Тайвань летучая мышь lyssavirus (TWBLV)4 и Kotalahti летучая мышь lyssavirus5 были недавно определены в летучих мышей, но их таксономические статусы до сих пор быть определены.

Летучие мыши являются естественными хозяевами большинства лиссавирусов, за исключением лиссавируса Mokola и лиссавируса Икома,которые до сих пор не выявлены ни у одной летучей мыши 1,2,3,6. Информация о лиссавирусах у азиатских летучих мышей по-прежнему ограничена. Два нехарактерных лиссавирусов у азиатских летучих мышей (один в Индии, а другой в Таиланде)7,8 были зарегистрированы. Один случай бешенства человека, связанный с укусом летучей мыши в Китае, был зарегистрирован в 2002 году, но диагноз был поставлен только путем клинического наблюдения9. В Центральной Азии, Араван лиссавирус был выявлен в меньшей мыши ушастый летучая мышь (Myotis blythi) в Кыргызстане в 1991 году, и Худжанд лиссавирус был выявлен в усатые летучая мышь (Myotis mystacinus) в Таджикистане в 2001году 10. В южной Азии, Gannoruwa летучая мышь лиссавирус был выявлен в индийской летучей лисы(Pteropus medius) в Шри-Ланке в 20153. В юго-восточной Азии, несколько серологических исследований на летучих мышей на Филиппинах, Таиланде, Бангладеш, Камбодже и Вьетнаме показали переменную серораспространенность11,12,13,14, 15. Хотя иркутский лизсавирус был выявлен в большей трубчатой летучей мыши(Murina leucogaster) в провинции Цзилинь, Китай в 2012 году16, точные виды и места лизавирусов в восточноазиатских популяциях летучих мышей остаются неизвестными.

Для оценки присутствия лиссавируса в популяциях тайваньских летучих мышей была начата программа эпиднадзора, в рамках которой использовались как прямые FAT, так и RT-PCR. Тайваньский лиссавирус летучей мыши был выявлен в двух случаях японского pipistrelle(Pipistrellus abramus)4 в 2016-2017 годах. В настоящей статье вводится лабораторная стандартная процедура эксплуатации для лиссавирусного наблюдения за популяцией летучих мышей на Тайване. Диаграмма потока лиссавирусной диагностики летучих мышей в нашей лаборатории представлена на рисунке 1.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Меры предосторожности при обращении с лиссавирусами

  1. Убедитесь, что все работники лаборатории обработки летучих мышей получают предэкспозиционную профилактику бешенства17. Мониторинг уровня антител бешенства работников заранее и повторно изучить их каждые 6 месяцев17. Последующая вакцинация против бешенства необходима тем, укого антитела которых ниже 0,5 МЕ/мл17.
  2. В зависимости от правил биобезопасности в стране, где расположена лаборатория, убедитесь, что следующие процедуры выполняются в подходящих лабораториях уровня биобезопасности (например, лаборатории BSL-2 на Тайване и лаборатории BSL-3 в Австралии), и что работники в настоящее время квалифицированы и носить надлежащее индивидуальное защитное оборудование18.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вакцинация против бешенства практически не обеспечивает никакой защиты от лиссавирусов, принадлежащих к филогруппам II и III18. Рабочие должны быть проинформированы о том, что у летучих мышей19 было выявлено несколько зоонозных патогенов, и они должны обрабатывать образцы в подходящих лабораторных условиях уровня биобезопасности с надлежащим оборудованием для индивидуальной защиты.

2. Коллекция образцов

  1. Использование найдено слабых или больных летучих мышей или туш.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Слабые или больные летучие мыши доставляются в Общество сохранения летучих мышей Тайбэя для ветеринарной помощи или исследований, в то время как туши подаются непосредственно в Научно-исследовательский институт здоровья животных. В этой программе наблюдения не было усыплено ни одно здоровое летучее мыши.
  2. Поиметь летучую мышь эколог определить летучих мышей видов через морфологические характеристики20.
  3. Выполните ДНК-баркодирование видов летучих мышей при диагностировании лиссавируса, используя ранее опубликованные процедуры21.
  4. Отправить информационный лист каждой туши летучей мыши (место сбора, виды, клинические признаки и т.д.).

3. Некропсия летучих мышей

  1. Подготовка материалов.
    1. Подготовьте чистую доску для вскрытия и поместите стерильную абсорбциентную площадку для некропсии.
    2. Подготовьте трубки для сбора органов летучих мышей.
    3. Подготовка одноразовых пинцета и скальпелей для некропсии. Изменение инструментов между некропсией каждой летучей мыши. Приготовьте ватные шарики, смоченные 70% этанолом для очистки пинцета и скальпелей во время отбора проб.
    4. Подготовьте два слайда микроскопа для FAT. Соберите свежие образцы и зафиксите их в формально-растворе для гистопатологического обследования.
  2. Изучите все внешние нористы перед некропсией. Фотографируй внешние особенности летучей мыши, особенно головы, уши и крылья, для дифференциации видов.
  3. Соберите устный образец тампона. Поместите летучую мышь в вентральный recumbency на доске и исправить голову летучей мыши с пинцетом. Вырежьте кожу вдоль средней линии кальварии скальпелем и потяните кожу до боковых сторон. Разрежьте череп вдоль средней линии кальварии скальпелем и откройте его пинцетом, чтобы разоблачить ткани мозга.
  4. Удалить ткани мозга из черепа и поместить его на стерильный язык депрессор, и сделать впечатление мазки из ткани мозга (см. шаг 4.2). Соберите небольшой кусочек свежей ткани мозга и зафиксировать его в формалине для гистопатологического обследования. Содержите оставшуюся ткань мозга в трубке для извлечения нуклеиновой кислоты.
  5. Чистый пинцет и скальпель с ватными шариками, увлажненные 70% этанолом, чтобы удалить сохранившихся тканей между сбором образцов.
  6. Поместите летучую мышь на доске в подошве лежачих и исправить его на доске с иглами по обе стороны от аксиллы и хвостпят.
  7. Разрезать кожу вдоль средней линии тела от челюсти до ануса. Поднимите и отделите кожу и лежащие в основе мышечные ткани с помощью пинцета. Соберите слюнные железы, которые находятся рядом с нижнечелюстной костью.
  8. Поднимите грудину слегка пинцетом, и вырезать грудины и брюшной стенки вдоль средней линии скальпелем. Вырезать ключицы скальпелем. Закрепите левую и правую грудные клетки к доске с помощью игл, чтобы открыть грудную полость.
  9. Запись грубых поражений и степени посмертных изменений.
  10. Удалить висцеральные ткани (наведок сердца, легких, печени, почек, кишечника) из туши с помощью пинцета и скальпеля. Соберите висцеральные образцы по мере необходимости для будущих исследований.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется сбор дубликатов образцов. Одно должно быть собрано для молекулярного диагноза, и другое должно быть заморожено на -80 qC с или без вирусного средства перехода для вирусной культуры22.

4. Прямой флуоресцентный тест на антитела (FAT)

  1. Сделать впечатление мазки ткани мозга для FAT. Выполните FAT, как описано ранее18,23 со следующими изменениями.
  2. Аккуратно отделить ткани мозга от подключенной нервной ткани с пинцетом и передать ткани мозга стерильного языка депрессор. Вырезать поперечное сечение мозга, в том числе ствола мозга и мозжечка18,23. Сделать впечатление мазки ткани мозга, слегка касаясь вырезанной поверхности ткани мозга, и нажмите слайд на ткани хрусталика, чтобы удалить избыток ткани.
  3. Исправьте слайды с ацетоном при -20 градусов в течение 30 мин. Высушите проверенные горки и положительные и отрицательные элементы управления перед окрашиванием конъюгированными.
  4. Использование каждого из двух коммерчески доступных FITC-конъюгированных антител против бешенства для окрашивания лиссавирус антигена настоятельно рекомендуется23. Определить рабочую концентрацию коммерческого конъюгирования до первого окрашивания. Бросьте разбавленные конъюги через фильтр шприца 0,45 мкм на слайды и инкубировать слайды при 37 градусов по Цельсию в течение 30 минут в мокрой камере.
  5. Слейте избыток конъюгированных со слайдов и мыть слайды с фосфат-буфером солей (PBS) после инкубации.
  6. Падение небольшое количество 10% глицерола на слайдах и крышка с крышкой слайдов.
  7. Изучите слайды с помощью флуоресцентного микроскопа.

5. Добыча нуклеиновой кислоты

  1. Добавьте надлежащий объем MEM-10 (минимальная необходимая среда, дополненная 10% сыворотки плода) в ткани мозга (10% w/v).
  2. Гомогенировать ткани мозга с 5 мм стальной бисер в инструменте гомогенизатора и центрифуги на 825 х г в течение 10 мин.
  3. Извлеките нуклеиновой кислоты, конечный объем которой составляет 50 зл,, в пределах 200 л супернатанта, используя коммерчески доступный общий комплект для извлечения нуклеиновой кислоты с инструментом.

6. РТ-ПЦР и филогенетический анализ

ПРИМЕЧАНИЕ: Несколько наборов грунтовки были опубликованы для обнаружения всех известных лиссавирусов или конкретных лиссавирусов. Описанный здесь протокол является примером того, что наша лаборатория использует и может не соответствовать всем экспериментальным потребностям. Выбирайте подходящие грунтовки в соответствии с лабораторными потребностями.

  1. Подготовьте одноступенчатый реагент RT-PCR следующим образом: добавьте 5 qL извлеченной нуклеиновой кислоты в реакционную смесь, содержащую 2,5 л 10x реакционного буфера, 0,5 л форварда и обратного грунтовки (10 мкм каждого), 4 л 1,25 мМ dNTP, 0,3 л ингибитора RNase (40 мЛ/л) , 0,3 л обратной транскриптазы (10 U/Л), 0,4 л полимеразы ДНК (5 U/L) и 11,5 л очищенной от ДЕПК воды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Грунтовые наборы, используемые в этом протоколе JW12 (5'-ATGTAACACTACAATG-3') и N165-146 (5'-GCAGGGTAYTRTACTCATCATA-3')24. Изменение подготовки реагентов и условий езды на велосипеде в соответствии с используемыми наборами грунтовки.
  2. Выполните велопробег при следующих условиях: инкубация при 42 градусах по Цельсию в течение 40 мин; первоначальная денатурация при 94 градусах по Цельсию в течение 10 мин; 35 циклов 94 градусов по Цельсию на 30 с, 55 градусов по Цельсию на 30 с и 72 градуса по Цельсию на 30 с; и, наконец, дальнейшее расширение при 72 градусах по Цельсию в течение 10 мин.
  3. Используйте еще один или несколько наборов грунтовки для повышения чувствительности к диагностике.
    1. Используйте N113F (5'-GTAGGATGCATTATGGG-3') и N304R (5'-TTGACGAGATCTTGCTCAT-3')25,26 для подготовки одноступенчатого реагента RT-PCR следующим образом: добавьте 5 qL извлеченной нуклеиновой кислоты в реакционную смесь, содержащую 5 qL 10x буфера 10x, 5 л буфера 10x, 5 л буфера 10x, 5 л буфера 10x, 5 qR l буфера 10x, 5 qR l буфера 10x, 5 qL буфера 10x, 5 qL буфера 10x, 5 qR. вперед и обратной грунтовки (4 мкм каждого), 5 л 1,25 мМ dNTP, 0,5 л ингибитора RNase (40 U /L), 0,2 л обратной транскриптазы (10 U/L), 1 л полимеразы ДНК (5 U/l) и 23,3 л очищенной от ДЭП воды.
    2. Выполните велопробег при следующих условиях: инкубация при 42 градусах по Цельсию в течение 40 мин; начальная денатурация при 95 градусах по Цельсию в течение 5 мин; 35 циклов по 95 градусов по Цельсию в течение 1 мин, 55 градусов по Цельсию в течение 1 мин и 20 с и 72 градусов по Цельсию в течение 1 мин; и, наконец, дальнейшее расширение при 72 градусах по Цельсию в течение 10 мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от лабораторных потребностей, выберите подходящие грунтовки для диагностики. N113F был первоначально разработан для усиления вируса бешенства, но он не может хорошо работать для других лиссавирусов. Набор N113F и N304R хорошо работает для вируса бешенства (тайваньский вариант барсука хорька) и тайваньских лиссавирусов летучей мыши. Это будет легче получить целые нуклеопроиновые последовательности с помощью набора JW12 и N304R грунтовки, если лиссавирус усиливается как из вышеуказанных двух наборов грунтовки.
  4. Проанализируйте продукт ПЦР на 2% электрофореза агарозного геля и визуализировать с помощью ультрафиолетового освещения.
  5. Секвенирование продукта ПЦР коммерческим сервисом секвенирования.
  6. Введите или загрузите последовательность на веб-страницу Nucleotide Basic Local Alignment Search Tool (BLAST). Выберите базу данных "другие (nr и т.д.)" и введите организм в качестве лиссавируса. Выберите алгоритм MegaBlast и запустите BLAST.

7. Вирусная изоляция

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните изоляцию вируса, когда либо 1) FAT или 2) RT-PCR указывает на положительность.

  1. Гомогенизировать образец мозга в 10% (w/v) подвеске в MEM-10. Центрифуга при 825 х г в течение 10 мин.
  2. Прививать 200 зл супернатанта с подвеской 3 х 106 MNA (нейробластома мышки) в 1 мл MEM-10 на 1 ч при 37 C с 1% CO2. Перенесите суспензию мозга на 25 см2 колбы и добавьте 6 мл МЕМ-10.
  3. Культивировать 1 мл мозга гоменат-клеточной подвески в 4 хорошо тефлоновые покрытием стеклянной слайд с диаметром 6 мм в то же время.
  4. После 3-4 дней инкубации при 37 градусах Цельсия с 1% CO2,зафиксировать клетки на 4 хорошо слайд со 100% ацетон (v/v).
  5. Пятно слайды с двумя FITC-конъюгированных антител борьбы с бешенством следующие шаги 4.4-4.7. Клетки заражаются при изучении интрацитоплазмических включений. Запись процент инфицированных клеток.
  6. Выполните трипсинизацию и субкультуру привитой клеточной культуры, когда слайды окрашены как отрицательные:
    1. Удалите средний и промыть колбу с 5 мл PBS.
    2. Добавьте 1 мл трипсина в колбу и твердо ударяйте дно колбы.
    3. Добавьте 6 мл MEM-10 и переприостановите клетки.
    4. Положите суспензию клетки в новую тканевую колбу (6 мл) и на 4 хорошо слайд (1 мл).
  7. Повторите шаги 7.4-7.6 до достижения 100% инфекционности.
  8. Соберите супернатант после 24 ч инкубации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

С 2014 года по май 2017 года для наблюдения было собрано 332 туши летучих мышей из 13 видов. Два положительных результатов. В первом случае летучая мышь, впечатление мозга испытания отрицательным с помощью FAT с одним из коммерческих FITC-конъюгированных антител против бешенства (Рисунок 2), в то время как RT-PCRs, используя каждый из двух наборов грунтовки (JW12/N165-146, N113F/N304R) дали положительные результаты(рисунок 3). Была получена последовательность ам...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта лабораторная стандартная операционная процедура (SOP) обеспечивает серийный процесс для тестирования образцов летучих мышей на наличие лиссавирусных антигенов на Тайване. Ключевыми шагами являются занятость FAT и RT-PCR. Важное значение имеет также выбор подходящих образцов и успешная изоляция вируса. Кроме того, в ходе мониторинга лиссавирусов летучих мышей была проведена определенная неполадка. Основным отличием были целевые животные. Первоначально (2008-2009), целевыми животными лиссавирусной слежки летучих мышей ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Конфликт интересов не декларируются.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарим Тянь-Чэн Ли, И-Тан Глин, Чиа-Чжун Цай и Я-Лан Ли за помощь в этом исследовании. Это исследование было поддержано грантом No 107AS-8.7.1-B'B2 (1) от Бюро инспекции здоровья животных и растений и карантина, Совета по сельскому хозяйству, Исполнительный юань, Тайвань.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2,5% Трипсин (10x)Gibco15090046Трипсин
25 см2 колбаGreiner bio-one690160
АцетонHoneywell32201-1L
Agarose IVWR Life Science97062-250
СпиртNIHON SHIYAKU REAGENTNS-32294
AMV Обратная транскриптазаPromegaM5101
Антибиотик-антимикотик (100X) Gibco15240-062MEM-10
ЛезвиеBraunBA215
Центрифугаeppendorf5424R
химиллюминеanceTOP BIO CO.MGIS-21-C2-1M
Сборная трубкаQiagen990381
Сборная трубкаSSI2341-SO
Крышка слайдаMuto Pure chemical Co., LTD.24505
Анализатор ДНКApplied Biosystems3700XL
Фетальная сыворотка крупного рогатого скотаGibco10437028MEM-10
FITC Anti-Rabies Моноклональный глобулинFujirebio Diagnostic Inc.800-092FITC-конъюгированные антитела против бешенства: реагент B
Четырехлуночное стеклостекло с тефлоновым покрытиемThermo Fisher Scientific30-86H-WHITE
Система гель-электрофорезаMajor ScienceMJ-105-R
HBSS (1x)Gibco14175095инкубатор трипсина
ASTECSCA-165DS
Инвертированный микроскопOlympusIX71
L-глютамин 200 мМ (100x)GibcoA2916801MEM-10
LIGHT DIAGNOSTICS Rabies FAT реагентEMD Millipore Corporation5100FITC-конъюгированные антитела против бешенства: реагент A
MagNA Pure Compact InstrumentRoche03731146001
MagNA Pure Compact NA Isolation Kit 1Roche03730964001
MEM (10x)Gibco11430030MEM-10
MEM NEAA (100x)Gibco11140050MEM-10 MEM
витаминный растворGibco11120052MEM-10
NaHCO3Merck1.06329.0500MEM-10
иглаTerumoNN*2332R9
PBSMedicago09-8912-100
Синтез праймераМиссия Биотех
РНКазин ингибитор рибонуклеазыPromegaN2111
Сервис секвенированияМиссия Биотех
СлайдThermo ScientificAA00008032E00MNT10
Пируват натрия (100 мМ)Gibco11360070MEM-10
Бусины из нержавеющей сталиQIAGEN69989
Стерильная абсорбирующая прокладка3M1604T-2
Фильтр для шприцаNalgene171-0045
Taq полимеразаJMR HoldingsJMR-801
ТермоамплификаторApplied Biosystems2720
TissueLyser IIQIAGEN85300
Депрессор языкаHONJER CO., LTD.
TweezerTennyson medical instrument developing CO., LTD.A0601
Тилозина тартратSigmaT6271-10GMEM-10
Система 122246

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kuzmin, I. V. Basic facts about lyssavirus. Current laboratory techniques in rabies diagnosis, research, and prevention, volume 1. Rupprecht, C. E., Nagarajan, T. , Elsevier. California. 3-21 (2014).
  2. Aréchiga Ceballos, N., et al. Novel lyssavirus in bat, Spain. Emerging Infectious Diseases. 19 (5), 793-795 (2013).
  3. Gunawardena, P. S., et al. Lyssavirus in Indian Flying Foxes, Sri Lanka. Emerging Infectious Diseases. 22 (8), 1456-1459 (2016).
  4. Hu, S. C., et al. Lyssavirus in Japanese Pipistrelle, Taiwan. Emerging Infectious Diseases. 24 (4), 782-785 (2018).
  5. Nokireki, T., Tammiranta, N., Kokkonen, U. -M., Kantala, T., Gadd, T. Tentative novel lyssavirus in a bat in Finland. Transboundary Emerging Diseases. 65 (3), 593-596 (2018).
  6. Banyard, A. C., Evans, J. S., Luo, T. R., Fooks, A. R. Lyssaviruses and bats: emergence and zoonotic threat. Viruses. 6 (8), 2974-2990 (2014).
  7. Pal, S. R., et al. Rabies virus infection of a flying fox bat, Pteropus policephalus in Chandigarh, Northern India. Tropical and Geographical Medicine. 32 (3), 265-267 (1980).
  8. Smith, P. C., Lawhaswasdi, K., Vick, W. E., Stanton, J. S. Isolation of rabies virus from fruit bats in Thailand. Nature. 216 (5113), 384(1967).
  9. Tang, X. Pivotal role of dogs in rabies transmission, China. Emerging Infectious Diseases. 11 (12), 1970-1972 (2005).
  10. Kuzmin, I. V., et al. Bat lyssaviruses (Aravan and Khujand) from Central Asia: phylogenetic relationships according to N, P and G gene sequences. Virus Research. 97 (2), 65-79 (2003).
  11. Arguin, P. M., et al. Serologic evidence of Lyssavirus infections among bats, the Philippines. Emerging Infectious Diseases. 8 (3), 258-262 (2002).
  12. Lumlertdacha, B., et al. Survey for bat lyssaviruses, Thailand. Emerging Infectious Diseases. 11 (2), 232-236 (2005).
  13. Kuzmin, I. V., et al. Lyssavirus surveillance in bats, Bangladesh. Emerging Infectious Diseases. 12 (3), 486-488 (2006).
  14. Reynes, J. -M., et al. Serologic evidence of lyssavirus infection in bats, Cambodia. Emerging Infectious Diseases. 10 (12), 2231-2234 (2004).
  15. Nguyen, A. T., et al. Bat lyssaviruses, northern Vietnam. Emerging Infectious Diseases. 20 (1), 161-163 (2014).
  16. Liu, Y., Zhang, S., Zhao, J., Zhang, F., Hu, R. Isolation of Irkut virus from a Murina leucogaster bat in China. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (3), 2097(2013).
  17. Kaplan, M. M. Safety precautions in handling rabies virus. Laboratory Techniques in Rabies, 4th Ed. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Kiprowski, H. , World Health Organization. Geneva. 3-8 (1996).
  18. World Organization for Animal Health (OIE). Rabies (infection with rabies and other lyssavirus. , Available from: http://www.oie.int/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/3.01.17_RABIES.pdf (2019).
  19. Smith, I., Wang, L. F. Bats and their virome: an important source of emerging viruses capable of infecting humans. Current Opinion in Virology. 3 (1), 84-91 (2013).
  20. Corbet, G. B., Hill, J. E. The mammals of the Indomalayan region: a systematic review. , Oxford University Press. Oxford, New York. (1992).
  21. Mayer, F., von Helversen, O. Cryptic diversity in European bats. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 268 (1478), 1825-1832 (2001).
  22. Epstein, J. H., Field, H. E. Anthropogenic epidemics: the ecology of bat-borne viruses and our role in their emergence. Bats and viruses: a new frontier of emerging infectious diseases. Wang, L. F., Cowled, C. , John Wiley & Sons, Inc. Hoboken, New Jersey. 249-280 (2016).
  23. Centers for Disease Control and Prevention. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing. , Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019).
  24. Hayman, D. T. S., et al. A universal real-time assay for the detection of Lyssaviruses. Journal of Virological Methods. 177 (1), 87-93 (2011).
  25. Franka, R., et al. A new phylogenetic lineage of rabies virus associated with western pipistrelle bats (Pipistrellus hesperus). Journal of General Virology. 87 (8), 2309-2321 (2006).
  26. Trimarchi, C. V., Smith, J. S. Diagnostic evaluation. Rabies, 1st ed. Press, A., Jackson, A. C., Wunner, W. H. , Academic Press. San Diego, CA. 307-349 (2002).
  27. Moldal, T., et al. First detection of European bat lyssavirus type 2 (EBLV-2) in Norway. BMC Veterinary Research. 13, 216(2017).
  28. Robardet, E., et al. Comparative assay of fluorescent antibody test results among twelve European National Reference Laboratories using various anti-rabies conjugates. Journal of Virological Methods. 191 (1), 88-94 (2013).
  29. Hanlon, C. A., Nadin-Davis, S. A. Laboratory diagnosis of rabies. Rabies, 3rd ed. Jackson, A. C. , Academic Press. San Diego, CA. 409-459 (2013).
  30. Fischer, M., et al. A step forward in molecular diagnostics of lyssaviruses--results of a ring trial among European laboratories. PLoS ONE. 8 (3), 58372(2013).
  31. David, D., et al. Rabies virus detection by RT-PCR in decomposed naturally infected brains. Veterinary Microbiology. 87 (2), 111-118 (2002).
  32. Robardet, E., Picard-Meyer, E., Andrieu, S., Servat, A., Cliquet, F. International interlaboratory trials on rabies diagnosis: an overview of results and variation in reference diagnosis techniques (fluorescent antibody test, rabies tissue culture infection test, mouse inoculation test) and molecular biology techniques. Journal of Virological Methods. 177 (1), 15-25 (2011).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

JW12 N165 146

Похожие статьи