Методическая статья

Электрофизиологические записи одноклеточных ионных токов под четко определенным сдвигами

6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/59776

⸱

2 августа 2019 г.

 , 
1Department of Medicine, Division of Pulmonary, Critical Care, Sleep and Allergy, University of Illinois at Chicago

В этой статье

Краткое содержание

Цель юга этого протокола состоит в том, чтобы описать модифицированную камеру потока параллельных пластин для использования в исследовании активации в реальном времени механочувствительных ионных каналов сдвигами.

Аннотация

Стресс сдвига жидкости, как известно, играют важную роль в эндотелиальной функции. В большинстве сосудистых кроватей повышенный сдвига стресс от острого увеличения кровотока вызывает сигнальный каскад, приводящий к вазодилатации, тем самым облегчая механическую нагрузку на сосудистую стенку. Структура сдвига стресс также хорошо известно, является критическим фактором в развитии атеросклероза с ламинар сдвига стресс время атеропротектор и нарушенных сдвига стресс про-атерогенных. Хотя у нас есть детальное понимание различных промежуточных клеточных сигнальных путей, рецепторы, которые сначала переводят механический стимул в химических посредников, полностью не поняты. Механочувствительные ионные каналы имеют решающее значение для реагирования на сдвига и регулируют сигнализирующую ячейку, вызывающую таким образом производство вазоактивных посредников. Эти каналы являются одними из самых ранних активированных сигнальных компонентов для сдвига и были связаны с сдвига индуцированной вазодилатации путем поощрения производства оксида азота (например, внутренне выправляя Kи Кира и переходный потенциал рецепторов »TRP» каналы) и эндотелия гиперполяризующий фактор (например, Кир и кальций активированный K »KCa» каналов) и сдвига индуцированного сосудосуживаемого через неопределенный механизм, который включает в себя пьезо каналов. Понимание биофизического механизма, с помощью которого эти каналы активируются силами сдвига (т.е. непосредственно или через первичный механо-рецептор) может обеспечить потенциальные новые цели для решения патофизиологии, связанной с эндотелиальной дисфункцией и атерогенез. По-прежнему существует серьезная проблема для записи потокиндуированной активации ионных каналов в режиме реального времени с помощью электрофизиологии. Стандартные методы, позволяющие подвергнуть клетки четко определенному стрессу сдвига, таким как конус и реометр пластин и замкнутая камера потока параллельной пластины, не позволяют в режиме реального времени изучать активацию ионного канала. Целью этого протокола является описание модифицированной параллельной камеры потока пластины, которая позволяет в режиме реального времени электрофизиологической записи механочувствительных ионных каналов под четко определенным напряжением сдвига.

Введение

Гемодинамические силы, генерируемые кровотоком, хорошо известны, играют важную роль в эндотелиальной и сосудистой функции1,2. Также хорошо известно, что несколько типов ионных каналовостро реагируют на изменения в стрессе сдвига 3,4,5, что приводит к гипотезе, что ионные каналы могут быть первичными датчиками стресса сдвига. Совсем недавно мы и другие показали, что механочувствительные ионные каналы играют важную роль в нескольких сдвига стресса чувствительных сосудистых функций, в том числе вазоактивной реакции на сдвига стресс6,7,8 , и развития ангиогенез9. Механизмы чувствительности сдвига-стресса ионных каналов, однако, почти полностью неизвестны. Этот пробел в знаниях, вероятно, объясняется технической сложностью выполнения электрофизиологических записей при четко определенном стрессе сдвига. В этой статье, таким образом, мы предоставляем шаг за шагом подробныйпротокол обычно выполняется в нашей лаборатории для достижения этой цели 6,7,10,11.

Общая цель этого метода заключается в том, чтобы в режиме реального времени исследование ионного канала механоактивации под четко определенным напряжением сдвига в физиологическом диапазоне. Это достигается путем изменения стандартной параллельной камеры потока пластины, чтобы электрофизиологические пипетки, которые будут опущены в камеру и доступа клеток, выращенных на нижней пластине в режиме реального времени воздействия потока, обеспечивая уникальный подход для достижения этой цели цель6,7,11. В отличие от стандартных параллельных камер потока пластин, описанных в предыдущих публикациях может быть использован для анализа изображений в режиме реального времени клеток, подверженных сдвига сил12 или других неинвазивных подходов13,14, но не для Электрофизиологии. Аналогичным образом, конус и пластины аппарата, другой мощный подход подвергать клетки сдвига стресс15,16 также не подходит для электрофизиологических записей. Таким образом, эти устройства потока не позволяют исследуемую чувствительность напряжения сдвига ионных каналов. Трудность в выполнении электрофизиологических записей под потоком является основной причиной скудности информации о механизмах, ответственных за эти решающие эффекты.

С точки зрения альтернативных подходов к достижению той же цели, нет ни одного, кто был бы столь точным или контролируемым. Некоторые более предыдущие изучения попытались зафиксировать деятельность канала иона под потоком путем подвергать действию клетки к потоку жидкости приходя от другого pipette принесенных к vicinity клетки от выше17,18. Это очень нефизиологическое, так как механические силы, генерируемые в этих условиях, имеют мало общего с физиологическими профилями сдвига стресса в кровеносных сосудах. Аналогичные опасения относятся к попыткам имитировать физиологический стресс сдвига путем перфузии открытых камер. Как подробно описано в нашем предыдущем исследовании10, открытый жидко-воздушный интерфейс создает многочисленные нарушения и рециркуляции, которые являются нефизиологическими. Для решения всех этих проблем, мы разработали модифицированную параллельную пластину (MPP) системы подачи, также именуемую "минимально инвазивным устройством потока" в наших предыдущих исследованиях6,7,10,11, от акрила и широко используется в нашей лаборатории. Однако, несмотря на то, что оригинальное описание дизайна было опубликовано почти 20 лет назад и является единственным устройством потока, которое позволяет выполнять электрофизиологические записи под четко определенным напряжением сдвига, эта методология не была принятые другими лабораториями и Есть только очень мало исследований, которые пытаются зафиксировать токи под потоком. Поэтому мы считаем, что предоставление подробного описания для использования камеры потока MPP будет большим подспорьем для исследований, которые заинтересованы в механочувствительных ионных каналов и сосудистой биологии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Использование животных в наших исследованиях одобрено Университетом Иллинойса в Чикагском комитете по уходу за животными (#16-183).

1. Сборка модифицированной параллельной плитной камеры потока

ПРИМЕЧАНИЕ: Пожалуйста, обратитесь к таблице 1 и рисунку 1 для Идентиадирований частей части потока MPP. Пожалуйста, обратитесь к рисунку 1 для схемы, подробно описывающей ориентацию камерных частей для сборки.

  1. Чтобы придерживаться прямоугольного стекла крышки, кусок D, в нижней части кусок C, сначала сделать силиконовый эластомер решение, тщательно смешивая 500 л силиконового elastomer лечащий агент в 5 мл силиконовой эластомер базы.
  2. Нанесите тонкий слой раствора силиконового эластомера по краям прямоугольного пространства части С и аккуратно поместите прямоугольную крышку стеклянной части D непосредственно на раствор эластомера, так что кусок D полностью покрывает открытое прямоугольное пространство части С. Аккуратно стереть излишки силиконового эластомера.
  3. Повторите шаг 1.2 для придерживания прямоугольного стекла крышки, кусок F, на дно кусок E и позволяют раствор улавливания кремниевых вылечить в течение ночи при комнатной температуре.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После вылеченного, прямоугольное стекло крышки будет оставаться придерживаться в течение шести месяцев, прежде чем необходимо заменить.
  4. Начиная с нижней части камеры, кусок E, собрать MPP потока камеры последовательно размещения каждого куска на вершине предыдущего в следующем порядке: кусок E (внизу), кусок C, кусок B, кусок B, кусок A (вверху).
  5. Выровнять винтовые отверстия каждой части на углах и плотно винт куски вместе, чтобы предотвратить утечки от происходящих во время администрирования потока в камеру потока MPP.

2. Подготовка клеток и посев в mPP Поток камеры

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги 2.1'2.7 для культивированных эндотелиальных ячеек. Следуйте методу, подробно описанному в шагах 2.8–2.14 для изоляции эндотелиальных клеток от кремнеемой артериальной аркады мыши и подготовки свежеизолированных эндотелиальных клеток.

  1. В 6-колодец пластины, место от четырех до пяти 12 мм покрытия стеклянных кругов / хорошо и семенных клеток между 10% и 30% выпуклость, таким образом, что одиночные клетки могут быть доступны для электрофизиологических записей.
  2. Инкубировать клетки в стандартных условиях культуры (5% CO2, 37 КК) для не менее 2 ч, чтобы позволить клеткам придерживаться и не более 24 ч, как эндотелиальные клетки в опыте авторов становятся очень плоскими и трудно патч, когда семенами в суб-выпуклости для более чем 24 H.
  3. Удалить крышку стекла, содержащего присоединенные клетки из колодца 6-хорошо пластины, быстро промыть в фосфат-буферных солен (PBS), и передать 35 мм Петри блюдо, содержащее 2 мл электрофизиологического раствора ванны (Таблица 2) до передачи в поток MPP Камеры.
  4. Передача крышки стеклянного круга в прямоугольную крышку стекла, кусок D, который придерживается кусок C камеры потока MPP будучи уверенным, что адекватное решение остается на крышке стекла, так что клетки, чтобы не стать подвержены воздействию воздуха. Добавьте желаемый раствор ванны (250 евро) в клетки, чтобы крышка стеклянного круга и клетки были полностью погружены в раствор.
  5. Позиция крышка стеклянного круга так, что она лежит в половине ближе к стороне вакуумного резервуара так, что клетки будут в соответствии с разрезом отверстия кусок B. Убедитесь, что стеклянный круг крышки придерживается кусок D через раствор стекла сцепление так, что применение поток в камеру не нарушает положение крышки стеклянного круга.
  6. Соберите камеру потока MPP, завинчивая части вместе в соответствующем порядке, как описано в шагах 1.4 и 1.5 и как показано на рисунке 1. Перенесите камеру на стадию микроскопа и немедленно надоете в камеру раствором ванны, чтобы раствор достиг вакуумного резервуара для аспирации (10 мл).
  7. Определите здоровую клетку для эксперимента, идентифицируя клетку с темной границей и очевидным ядром. Избегайте клеток, которые, как представляется, blebbing или клетки, которые находятся в контакте с другими клетками.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В лаборатории авторов используются эндотелиальные клетки аорты человека и первичные мезентерические эндотелиальные клетки мыши в культуре. Тем не менее, любой другой тип адепта клетки, которая представляет интерес для конкретных потребностей исследования могут быть использованы таким же образом.
  8. Вымойте изолированную артериальную аркаду в диссоциационном растворе(Таблица 2). Перенесите аркаду в центрифугу 2 мл, содержащую 2 мл предварительно разогретого (37 градусов по Цельсию) диссоциационизмового раствора (рецепт диссоциационизмного раствора, показанного в таблице2), содержащей нейтральную протезу (0,5 мг/мл) и эластазу (0,5 мг/мл). Инкубировать в течение 1 ч при 37 градусах Цельсия с нежной тряской каждые 10 минут.
  9. Удалить 1 мл нейтрального раствора диссоциации протеазы/эластаза и добавьте 1 мг/мл коллагеназы типа 1. Верните раствор коллагеназа в раствор, содержащий артерии, для конечной концентрации коллагеназа типа 1 0,5 мг/мл. Инкубировать в течение 2-3 мин при 37 градусах Цельсия.
  10. Используя 5-классные щипцкие пущи, быстро переместите аркаду на блюдо диаметром 35 мм Петри, содержащее каплю свежего, охлаждевшегося диссоциации в 750 л. Дальнейшее диссоциировать ткани с помощью двух 20 G шприц иглы механически освободить эндотелиальных клеток от ферментативно усваивается артерий.
  11. Используя 9-процентный стеклянный трубку Pasteur, стримируйте клеточный раствор в 10 раз перед переносом клеток в новую центрифугу мощностью 1,5 мл с помощью стеклянной трубки.
  12. Вымойте чашку Петри с другой 750 л раствора диссоциации и перенесите в ту же трубку. Используя стеклянный пипетка, дальнейшее механически разогнать клетки, труба по крайней мере 10x для создания одной подвески ячейки быть осторожным, чтобы не ввести пузырьки, которые могут повредить эндотелиальной целостности клеток.
  13. Добавьте 750 л эндотелиальной клеточной подвески (500–1000 ячеек) непосредственно к части D камеры потока MPP на половине, близкой к вакуумной стороне резервуара. Разрешить эндотелиальных клеток придерживаться между 45 мин и 1 ч при комнатной температуре.
  14. Соберите камеру потока MPP, завинчивая части вместе в соответствующем порядке, как описано в шагах 1.4 и 1.5 и как показано на рисунке 1. Перенесите камеру на стадию микроскопа и немедленно надоете в камеру раствором ванны, чтобы раствор достиг вакуумного аспирации (10 мл). Определите доступные эндотелиальные клетки по их грубым и круглым фенотипом19,20.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Разнообразие методов пищеварения и ферментных коктейлей были использованы для изоляции эндотелиальных клеток из различных артериальных кроватей. См Таблица 3 для подробного описания протоколов, которые были использованы различными следователями для изоляции эндотелиальных клеток для патч зажима электрофизиологии механочувствительных ионных каналов. Эти методы, вероятно, подходят для использования в сочетании с камерой потока MPP.

3. Управление сдвига стресс MPP поток камеры для электрофизиологических записей сдвига активированных механочувствительных ионных каналов

  1. Настройка гравитационной системы перфузии путем подключения 30 мл градуированный цилиндр шприца к 3-сторонним замком luer оснащена микроборами труб (внутренний диаметр: 0,05 дюйма, внешний диаметр: 0,09 дюйма), подходит для вставки в 3 мм диаметр впускного отверстия кусок A MPP Камеры.
  2. Прикрепите цилиндр к внешнему лицу клетки Фарадея, окружающей электрофизиологию установки(рисунок 2) с помощью двусторонней ленты. Перед вставкой трубки в камеру MPP предварительно заполните шприц и трубки раствором для ванны (см. Таблицу 2 для раствора для ванны, используемого для исследования внутренне выправляющих каналов Kи в эндотелиальных клетках). Вставьте трубку в входе камеры MPP отверстие входе части А.
  3. Предварительно заполните камеру потока MPP раствором, чтобы раствор удаляться в вакуумном резервуаре. Остановить поток в камеру и пополнить градуированный цилиндр на верхней отметке. Рассчитайте скорость потока вручную, позволяя раствору протекать через камеру и используя стоп-часы для расчета мЛ/с на заданной высоте цилиндра шприца.
  4. Поднимите или опустите шприц, чтобы изменить поток, и, таким образом, сдвига в камере, и продолжать этот процесс, пока желаемый уровень сдвига стресс найден.
  5. Рассчитайте стресс сдвига в параллельной камере, используя следующее уравнение21:
    6 х/ч2w
    где - вязкость жидкости (г/см), скорость потока (мл/с) и параллельная ширина плитообразной камеры (w - 2,2 см) и высота (ч - 0,1 см).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В текущей системе перфузии тяжести, на высоте цилиндра шприца (измеренной из верхней части цилиндра) на 57 см над стадией микроскопа, скорость потока составляет 0,3 мл/с. Сдвига рассчитывается в камере при этом шприц цилиндр высоты и скорости потока 0,7 dyn/cm2. Следует также отметить, что другие перфузийные системы, такие как перистальтический насос, могут быть использованы для управления потоком в камеру потока MPP. Тем не менее, эти устройства могут добавить нежелательной турбулентности и влиять на стабильность измерения электрофизиологии под потоком, поэтому, используя гравитационную перфузионную систему, описанную здесь, рекомендуется.
  6. Перенесите собранную камеру, содержащую присоединенные клетки, на стадию микроскопа электрофизиологии и вставьте трубку, предварительно заполненную раствором ванны, в отверстие куска А. Одновременно заполните камеру и промойте клетки 10 мл раствора для ванны поворота 3-путь Luer блокировки таким образом, что решение течет в камеру.
  7. После того, как желаемая конфигурация патча успешно получена позволяют токи канала стабилизироваться в статической ванне при комнатной температуре. После того, как токи стабилизировались, применять сдвига в шаг-мудрый моды позволяет увеличивается в ток, чтобы стабилизироваться до следующего шага увеличение сдвига стресса.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Наибольший успех авторы отмечают с перфорированной конфигурацией патча при изучении механоактивированных ионных каналов в эндотелиальных клетках. Для выполнения перфорированных цельноклеточных патч конфигураций, добавить 5 л 60 мг/мл бульона амфотерицин B в диметил сульфоксид (DMSO) до 1 мл 0,2 мкм стерильный фильтрованный раствор пипетки. После создания гига-омового уплотнения в конфигурации, прикрепленной к ячейке, перфорированные цельноклеточные пластыри образуются в течение 2–5 минут.
  8. Удалите воздействие сдвига на клетки, остановив поток в камеру, позволяя механочувствительным тонам канала вернуться к исходным тонам, наблюдаемым в статической ванне.
  9. Изолировать механочувствительные ионные каналы, представляющие интерес, изменяя валентность раствора (например, 60 мМ К, в растворе для ванны с 0 Ca2 в pipette растворе для изучения внутренне исправимых каналов КЗ. В таблице 2 показаны примерные рецепты решений) и/или фармакологическое ингибирование потенциально загрязняющих текущих источников.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Несколько фотографий, показывающих различные виды камеры потока MPP на стадии микроскопа (верхняя панель) и схематическое представление камеры потока MPP (нижняя панель) показаны на рисунке 1. Схема тикатизирует размеры всего устройства и камеры потока. На рисунке 2 показана фотография гравитационной перфузионной системы в камеру потока MPP в нашей лаборатории (верхняя панель). Также показано схематическое представление системы п...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Сосудистая система постоянно подвергается воздействию активных гемодинамических сил, которые активируют механочувствительные ионные каналы3,22, но физиологические роли этих каналов в сдвига стресс-индуцированной механотрансдукции только начинают появляться4,6,8. Механизмы, ответственные за механочувствительность сдвига стресс-активированных каналов остаются неизвестными....

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа финансировалась Национальным институтом сердца, легких и крови (R01 HL073965, IL) и (T32 HL007829-24, ISF). Авторы также хотели бы отметить, Научная машина магазин в Университете Иллинойса в Чикаго для генерации наших последних MPP потока камер.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,2 & микро; m стерильные шприцевые фильтрыVWR28145-501Используются для фильтрации электрофизиологического раствора пипетки
5 класса щипцыFine Scientific Tools1252-30Используются для переноса переваренных артерий в свежий раствор
9" Pasteur PipetFisher Scientifc13-678-20DИспользуются для механического разрушения переваренных артерий и переноса свежевыделенных эндогтелиальных клеток 
Круги из защитного стекла диаметром 12 ммFisher Scientifc12-545-80Для использования в исследованиях с использованием культивируемых клеток и многократных обработок. Ячейки, прикрепленные к покровному стеклу, используются для анализа патч-зажимов
24 мм x 40 мм Прямоугольное защитное стеклоSigma-AldrichCLS2975224Защитное стекло для добавления к частям проточной камеры MPP C (Рисунок 1)
24 мм x 50 мм Прямоугольное защитное стеклоSigma-AldrichCLS2975245Защитное стекло для добавления в проточную камеру MPP E (Рисунок 1)
20 G Иглы для шприцевBecton Dickinson and Co305175Для использования при механическом разрушении переваренных брыжеечных артерий
35 мм чашка ПетриGenesee Scientific32-103Для использования при механическом разрушении переваренных брыжеечных артерий
Амфотерицин B солюбилизированныйSigma-AldrichA9528-50MGИспользуется для создания перфорированной конфигурации целоклеточного пластыря.
Коллагеназа, тип IWorthington Biochemical100 мг - LS004194Фермент, используемый в нашей лаборатории в качестве кратковременного пищеварения после первоначального коктейля из нейтральной протеазы и эластазы
Диметилсульфоксид (ДМСО)Fisher Scientifc67-68-5Растворитель для амфотерицина B, используемый в перфорированном целоклеточном зажиме
Эластаза, лиофилизированныйWorthington Biochemical25 мг - LS002290 Фермент используется в нашей лаборатории в виде коктейля с нейтральной протеазой/диспазой для начала переваривания артерий для выделения эндотелиальных клеток.
Планшет для культивирования тканей Falcon, 6-луночный, плоскодонный с крышкой с низким уровнем испарения Corning353046Для использования с исследованиями с участием культивируемых клеток и многократным лечением
Нейтральная протеаза/диспазаWorthington Biochemical10 мг - LS02100 50 мг - LS02104Фермент, используемый в нашей лаборатории в коктейле с эластазой для начала переваривания артерий для выделения эндотелиальных клеток
SylGard World Precision InstrumentsSYLG184Силиконовый эластомер для приклеивания прямоугольной крышки к проточной камере MPP детали C и E (Рисунок 1)
Трубка Tygon ND 10-80 ТрубкамикроотверстиемAAQ04133ID: 0,05 дюйма, внешний диаметр: 0,09 дюйма, входная перфузионная трубка для управления потоком в камеру
с

Ссылки

  1. Green, D. J., Hopman, M. T., Padilla, J., Laughlin, M. H., Thijssen, D. H. Vascular Adaptation to Exercise in Humans: Role of Hemodynamic Stimuli. Physiological Reviews. 97 (2), 495-528 (2017).
  2. Gimbrone, M. A. Jr, Topper, J. N., Nagel, T., Anderson, K. R., Garcia-Cardena, G. Endothelial dysfunction, hemodynamic forces, and atherogenesis. Annals of the New York Academy of Sciences. 902, discussion 239-240 230-239 (2000).
  3. Olesen, S. P., Clapham, D. E., Davies, P. F. Haemodynamic shear stress activates a K+ current in vascular endothelial cells. Nature. 331 (6152), 168-170 (1988).
  4. Barakat, A. I., Lieu, D. K., Gojova, A. Secrets of the code: do vascular endothelial cells use ion channels to decipher complex flow signals? Biomaterials. 27 (5), 671-678 (2006).
  5. Beech, D. J. Endothelial Piezo1 channels as sensors of exercise. Journal of Physiology. 596 (6), 979-984 (2018).
  6. Ahn, S. J., et al. Inwardly rectifying K(+) channels are major contributors to flow-induced vasodilatation in resistance arteries. Journal of Physiology. 595 (7), 2339-2364 (2017).
  7. Fancher, I. S., et al. Hypercholesterolemia-Induced Loss of Flow-Induced Vasodilation and Lesion Formation in Apolipoprotein E-Deficient Mice Critically Depend on Inwardly Rectifying K(+) Channels. Journal of the American Heart Association. 7 (5), (2018).
  8. Rode, B., et al. Piezo1 channels sense whole body physical activity to reset cardiovascular homeostasis and enhance performance. Nature Communications. 8 (1), 350(2017).
  9. Li, J., et al. Piezo1 integration of vascular architecture with physiological force. Nature. 515 (7526), 279-282 (2014).
  10. Levitan, I., Helmke, B. P., Davies, P. F. A chamber to permit invasive manipulation of adherent cells in laminar flow with minimal disturbance of the flow field. Annals of Biomed Engineering. 28 (10), 1184-1193 (2000).
  11. Fang, Y., et al. Hypercholesterolemia suppresses inwardly rectifying K+ channels in aortic endothelium in vitro and in vivo. Circulation Research. 98 (8), 1064-1071 (2006).
  12. Shetty, S., Weston, C. J., Adams, D. H., Lalor, P. F. A flow adhesion assay to study leucocyte recruitment to human hepatic sinusoidal endothelium under conditions of shear stress. Journal of Visualized Experiments. (85), e51330(2014).
  13. Man, H. S. J., et al. Gene Expression Analysis of Endothelial Cells Exposed to Shear Stress Using Multiple Parallel-plate Flow Chambers. Journal of Visualized Experiments. (140), e58478(2018).
  14. White, L. A., et al. The Assembly and Application of 'Shear Rings': A Novel Endothelial Model for Orbital, Unidirectional and Periodic Fluid Flow and Shear Stress. Journal of Visualized Experiments. (116), e54632(2016).
  15. Franzoni, M., et al. Design of a cone-and-plate device for controlled realistic shear stress stimulation on endothelial cell monolayers. Cytotechnology. 68 (5), 1885-1896 (2016).
  16. Dewey, C. F. Jr, Bussolari, S. R., Gimbrone, M. A. Jr, Davies, P. F. The dynamic response of vascular endothelial cells to fluid shear stress. Journal of Biomechanical Engineering. 103 (3), 177-185 (1981).
  17. Hoger, J. H., Ilyin, V. I., Forsyth, S., Hoger, A. Shear stress regulates the endothelial Kir2.1 ion channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (11), 7780-7785 (2002).
  18. Moccia, F., Villa, A., Tanzi, F. Flow-activated Na(+)and K(+)Current in cardiac microvascular endothelial cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 32 (8), 1589-1593 (2000).
  19. Crane, G. J., Walker, S. D., Dora, K. A., Garland, C. J. Evidence for a differential cellular distribution of inward rectifier K channels in the rat isolated mesenteric artery. Journal of Vascular Research. 40 (2), 159-168 (2003).
  20. Hannah, R. M., Dunn, K. M., Bonev, A. D., Nelson, M. T. Endothelial SK(Ca) and IK(Ca) channels regulate brain parenchymal arteriolar diameter and cortical cerebral blood flow. Journal of Cereberal Blood Flow and Metabolism. 31 (5), 1175-1186 (2011).
  21. Lane, W. O., et al. Parallel-plate flow chamber and continuous flow circuit to evaluate endothelial progenitor cells under laminar flow shear stress. Journal of Visualized Experiments. (59), e3349(2012).
  22. Lieu, D. K., Pappone, P. A., Barakat, A. I. Differential membrane potential and ion current responses to different types of shear stress in vascular endothelial cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 286 (6), C1367-C1375 (2004).
  23. Le Master, E., et al. Proatherogenic Flow Increases Endothelial Stiffness via Enhanced CD36-Mediated Uptake of Oxidized Low-Density Lipoproteins. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (1), 64-75 (2018).
  24. Kim, J. G., et al. Measurement of Ion Concentration in the Unstirred Boundary Layer with Open Patch-Clamp Pipette: Implications in Control of Ion Channels by Fluid Flow. Journal of Visualized Experiments. (143), e58228(2019).
  25. Kim, J. G., et al. Fluid flow facilitates inward rectifier K(+) current by convectively restoring [K(+)] at the cell membrane surface. Scientific Reports. 6, 39585(2016).
  26. Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. Journal of the American Medical Association. 282 (21), 2035-2042 (1999).
  27. Jacobs, E. R., et al. Shear activated channels in cell-attached patches of cultured bovine aortic endothelial cells. Pflugers Archiv. European Journal of Physiology. 431 (1), 129-131 (1995).
  28. Barakat, A. I., Leaver, E. V., Pappone, P. A., Davies, P. F. A flow-activated chloride-selective membrane current in vascular endothelial cells. Circulation Research. 85 (9), 820-828 (1999).
  29. Fitzgerald, T. N., et al. Laminar shear stress stimulates vascular smooth muscle cell apoptosis via the Akt pathway. Journal of Cellular Physiology. 216 (2), 389-395 (2008).
  30. Ueba, H., Kawakami, M., Yaginuma, T. Shear stress as an inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Role of transforming growth factor-beta 1 and tissue-type plasminogen activator. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 17 (8), 1512-1516 (1997).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи