Method Article

Использование Нейрон Spiking деятельности триггера закрытой петли стимулы в нейрофизиологических экспериментов

DOI:

10.3791/59812

⸱

November 12th, 2019

 ,  ,  , 
1Canadian Center for Behavioural Neuroscience, Department of Neuroscience, University of Lethbridge, 2Clinical Neurosciences, Cumming School of Medicine, University of Calgary

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол демонстрирует, как использовать электрофизиологическую систему для стимуляции замкнутого цикла, вызванной нейронной активностью. Также предоставляется пример кода Matlab, который можно легко модифицировать для различных устройств стимуляции.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Нейрофизиологические системы замкнутого цикла используют модели нейронной активности для вызвать стимулы, которые, в свою очередь, влияют на активность мозга. Такие системы замкнутого цикла уже встречаются в клинических приложениях и являются важными инструментами для фундаментальных исследований мозга. Особенно интересным в последнее время является интеграция подходов замкнутого цикла с оптогенетикой, так что специфические модели нейронной активности могут вызвать оптическую стимуляцию отдельных нейронных групп. Однако создание электрофизиологической системы для экспериментов с замкнутым циклом может быть затруднено. Здесь для запуска стимулов предусмотрен готовый к применению код Matlab, основанный на активности одиночных или множественных нейронов. Этот пример кода может быть легко изменен в зависимости от индивидуальных потребностей. Например, он показывает, как вызвать звуковые стимулы и как изменить его, чтобы вызвать внешнее устройство, подключенное к серийному порту ПК. Представленный протокол предназначен для работы с популярной нейрональной системой записи для исследований на животных (Neuralynx). Внедрение замкнутого цикла стимуляции демонстрируется бодрствующим крысой.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Цель юга в этом протоколе – продемонстрировать, как внедрить замкнутую петлю стимуляции в нейрофизиологических экспериментах. Типичная установка для экспериментов с замкнутым циклом в неврологии включает в себя запуск стимулов на основе онлайн считывания нейронной активности. Это, в свою очередь, вызывает изменения в активности мозга, тем самым закрывая цикл обратной связи1,2. Такие эксперименты с замкнутым циклом дают несколько преимуществ по сравнению со стандартными открытыми установками, особенно в сочетании с оптогенетикой, что позволяет исследователям ориентироваться на определенный подмножество нейронов. Например, Сигл и Уилсон использовали манипуляции с замкнутым циклом для изучения роли тета-колебаний в обработке информации3. Они продемонстрировали, что стимулирование гиппокампа нейронов на падающей фазе тета колебаний было различное влияние на поведение, чем применение той же стимуляции на восходящей фазе. Эксперименты с замкнутыми петлями также приобретают все большее значение в доклинических исследованиях. Например, несколько исследований эпилепсии показали, что стимуляция нейронов, вызванная при судорогами, является эффективным подходом к снижению тяжести судорог4,5,6. Кроме того, системы автоматического обнаружения изъятий и условной доставки терапии7,8 показали значительные преимущества у больных эпилепсией9,10,11,12. Еще одной областью применения с быстрым продвижением методологий замкнутого цикла является контроль нейропротезирования с корковыми интерфейсами мозга и машины. Это потому, что предоставление мгновенной обратной связи с пользователями протезов устройств значительно повышает точность и возможность13.

В последние годы несколько лабораторий разработали пользовательские системы для одновременной электрической записи нейронной активности и доставки стимулов в замкнутой системе14,15,16,17,18. Хотя многие из этих установк имеют впечатляющие характеристики, не всегда легко реализовать их в других лабораториях. Это связано с тем, что системы часто требуют от опытных специалистов собрать необходимую электронику и другие необходимые аппаратные и программные компоненты.

Таким образом, для того, чтобы облегчить принятие замкнутого цикла экспериментов в неврологии исследований, в этой статье содержится протокол и код Matlab для преобразования открытой петли электрофизиологической записи установки19,20,21,22 в замкнутой петли системы2,6,23. Этот протокол предназначен для работы с цифровым оборудованием для записи Lynx, популярной лабораторной системой для нейронных записей популяций. Типичный эксперимент состоит из следующих: 1) Запись 5-20 минут пикирования данных; 2) Спайк сортировки для создания нейрональных шаблонов; 3) Использование этих шаблонов для выполнения онлайн-обнаружения моделей нейронной активности; и 4) стимулирование триггеров или экспериментальные события при обнаружении установленных пользователем закономерностей.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все описанные здесь процедуры были выполнены в соответствии с Протоколом исследований в отношении животных, утвержденным Комитетом по защите животных Университета Летбриджа.

1. Хирургия

ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургия процедуры, используемые для имплантации зондов для нейрофизиологических записей были представлены в других публикациях24,25,26. Точные детали операции по стимуляции замкнутого цикла зависят от типа используемых записывающих зондов и целевых областей мозга. В большинстве случаев, однако, типичная операция будет состоять из следующих шагов.

  1. Принесите в операционную комнату клетку с крысой, которая будет имплантирована с силиконовым зондом или электродным массивом для записи нейронной активности.
  2. Анестезируйтесь у грызуна с помощью 2-2,5% изолюрани и зафиксировать голову в стереотаксической раме. Убедитесь, что животное находится в бессознательном состоянии во время операции, наблюдая любую моторную реакцию на мягкие тактильные раздражители25.
  3. Нанесите глазную мазь, чтобы свести к минимуму сухость во время операции.
  4. Бритье хирургической области и дезинфицировать кожу с 2% хлоргексидина растворить и 70% изопропиловый спирт.
  5. Вводят лидокаин (5 мг/кг) под кожу головы над областью мозга, где будут имплантированы электроды.
  6. Сделайте разрез кожи головы над областью будущего имплантата, и используйте скальпель и ватный тампон, чтобы очистить периостеум от открытыхчерепа 25.
  7. Просверлить 4-8 отверстий в черепе для имплантации якорных винтов (0,5 мм) в качестве структурной поддержки имплантата25. Прикрепите винты к черепу, вставив их в отверстия и убедитесь, что они прочно удерживаются на месте.
  8. Просверлите краниотомию по указанным координатам и впишните имплантат микропривода/зонда.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Описанный протокол для стимуляции замкнутого цикла будет работать для любой области мозга, в которую вставляются электроды.
  9. Исправьте микропривод/зонд и любой необходимый электрический разъем интерфейса к черепу с помощью акрила зубов. Количество зубного акрила должно быть достаточно, чтобы прочно прикрепить имплантат, но он не должен вступать в контакт с окружающими мягкихтканей 25.
  10. После операции внимательно следите за животным до тех пор, пока оно не придет в себя достаточное сознание для поддержания строгого recumbency25. В течение последующих 3 дней вводят подкожно анальгетик (например, метакам, 1 мг/кг) и антибиотик для профилактики инфекции (например, энрофлоксацин, 10 мг/кг).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Животные, как правило, остаются, чтобы восстановиться после операции в течение одной недели до любого тестирования или записи.

2. Установка программного обеспечения

ПРИМЕЧАНИЕ: Это было протестировано на Windows 10, 64 битовой версии.

  1. Установка программного обеспечения для сбора и обработки данных.
    1. Установите систему сбора данных Cheetah 6.4 (https://neuralynx.com/software/category/sw-acquisition-control), которая включает в себя библиотеки для взаимодействия с системой приобретения гепарда.
    2. Установите SpikeSort3D (https://neuralynx.com/software/spikesort-3d) или любое другое программное обеспечение, которое использует KlustaKwik27 для сортировки шипов. Программное обеспечение для онлайн-обнаружения использует определения кластера из движка KlustaKwik. Это программное обеспечение может работать на том же компьютере, или оно может работать на отдельных компьютерах, которые находятся в одной сети.
    3. Установите NetComDevelopmentPackage (https://github.com/leomol/cheetah-interface/blob/master/NetComDevelopmentPackage_v3.1.0), который также можно загрузить с https://neuralynx.com/software/netcom-development-package.
  2. Установить Matlab (https://www.mathworks.com/downloads/; код был протестирован на версии Matlab R2018a). Убедитесь, что Matlab включен в брандмауэре Windows. Обычно всплывающее окно придет во время первого соединения.
    1. Войти в учетную запись Matlab. Выберите лицензию. Выберите версию. Выберите операционную систему.
  3. Загрузите следующую библиотеку для онлайн-событий, запускающих из: https://github.com/leomol/cheetah-interface и извлеките файлы в папку «Документы/Matlab». Копия кода приведена в сопроводительных дополнительных материалах.

3. Первоначальное получение данных

  1. Начало сбора данных с помощью программного обеспечения Cheetah.
  2. Запись несколько минут spiking данных для заполнения шаблона волн.
  3. Остановить сбор данных и выполнить сортировку спайков на записанных данных.
    1. Откройте SpikeSort3D, нажмите файл (ru) Меню Загрузите файл Spikeи выберите файл спайка из папки с записанными данными.
    2. Нажмите кластерное меню, а затем Autocluster с помощью KlustaKwik, оставляя настройки по умолчанию и нажмите Run.

4. Эксперимент с замкнутым циклом

  1. Возобновить сбор данных в Гепарде.
  2. Откройте Матлаб.
    1. Открыть ClosedLoop.m и нажмите на Run. Кроме того, в окне команды Matlab выполните ClosedLoop(). Убедитесь, что ClosedLoop.m находится на пути Matlab. Если пользователь хочет использовать пользовательскую функцию для вызова на каждый триггер, выполните ClosedLoop ('-callback', customFunction) вместо этого, где customFunction является ручкой для этой функции.
    2. Загрузите информацию о пике, определенную на начальной записи, нажав на Load,просматривая папку записи и выбрав один из файлов пиковых данных (.ntt, .nse).
    3. Выберите один или несколько нейронов, которые вызовут стимуляцию, нажав на флажок под нарисованными волновыми формами.
    4. Определите минимальное количество нейронов, которые вызовут стимуляцию, введя целый ряд в текстовом окне"мин матчей"; и определить временное окно, в котором шипы, соответствующие различным формам волн, считаются соактивными, введя число в текстовом окне "окна".
    5. Нажмите Отправить, чтобы начать. Это начнется онлайн срабатывание событий (тонов по умолчанию) на основе пиковой активности выбранных нейронов.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Крысы Фишер-Браун Норвегия, родившиеся и выросвшие на месте, привыкли к обработке в течение двух недель до начала эксперимента. Запись диск был хирургически имплантирован, как методы, описанные ранее28,29,30,31,32,33,34. Нейронные сигналы были записаны на 32 кГц с цифровой системой приобрете...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В описанном здесь протоколе показано, как использовать стандартную нейрофизиологическую систему записи для выполнения стимуляции замкнутого цикла. Этот протокол позволяет нейробиологам с ограниченным опытом в области компьютерных наук быстро внедрять различные эксперименты с замкнутым циклом с небольшими затратами. Такие эксперименты часто необходимы для изучения причинно-следственных связей в головном мозге.

После подготовки животного и установки программного обеспечения (Шаги 1 и 2), экспери...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет никакого конфликта интересов, связанного с этой работой.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана nsERC Discovery гранты для AL и AG.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
BaytrilBayer, Mississauga, CADIN 02169428антибиотик; 50 мг/мл
Cheetah 6.4NeuraLynx, Tucson, AZ6.4.0.betaПрограммные интерфейсы для сбора данных 
Цифровая Lynx 4SXNeuraLynx, Tucson, AZ4SXЗаписывающее оборудование
Headstage transmitterTBSIB10-3163-GKпередает нейронный сигнал на приемник
IsofluraneFresenius Kabi, Toronto, CADIN 02237518ингаляционный анестетик
Jet Denture Powder & LiqudLang Dental, Wheeling, US1230стоматологический акриловый
Lacri-LubeAllergan, Markham, CADIN 00210889глазная мазь
Lido-2Rafter 8, CalgaryDIN 00654639местный анестетик; 20 мг/мл
MatlabMathworksR2018bпрограммное обеспечение для обработки сигналов и запуска внешних событий
MetacamBoehringer, Ingelheim, DEDIN 02240463анальгетик; 5 мг/мл
NetcomNeuraLynxv1Application Programming Interface (API), который взаимодействует с
силиконовым зондомCambridge NeurotechASSY-156-DBC2имплантированным устройством
SpikeSort 3D NeuraLynx, Tucson, AZSS3DИнструменты классификации спайковых сигналов в ячейки
Беспроводной радиоприемникTBSI911-1062-00передает нейронный сигнал на Digital Lynx
Cheetah

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Grosenick, L., Marshel, J. H., Deisseroth, K. Closed-loop and activity-guided optogenetic control. Neuron. 86 (1), 106-139 (2015).
  2. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nature Protocols. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  3. Siegle, J. H., Wilson, M. A. Enhancement of encoding and retrieval functions through theta phase-specific manipulation of hippocampus. Elife. 3, 03061(2014).
  4. Paz, J. T., et al. Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury. Nature neuroscience. 16 (1), 64-70 (2013).
  5. Krook-Magnuson, E., Armstrong, C., Oijala, M., Soltesz, I. On-demand optogenetic control of spontaneous seizures in temporal lobe epilepsy. Nature Communications. 4, 1376(2013).
  6. Berényi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsáki, G. Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation. Science. 337 (6095), 735-737 (2012).
  7. Peters, T. E., Bhavaraju, N. C., Frei, M. G., Osorio, I. Network system for automated seizure detection and contingent delivery of therapy. Journal of Clinical Neurophysiology. 18 (6), 545-549 (2001).
  8. Fountas, K. N., Smith, J. Operative Neuromodulation. , Springer. 357-362 (2007).
  9. Heck, C. N., et al. Two-year seizure reduction in adults with medically intractable partial onset epilepsy treated with responsive neurostimulation: final results of the RNS System Pivotal trial. Epilepsia. 55 (3), 432-441 (2014).
  10. Osorio, I., et al. Automated seizure abatement in humans using electrical stimulation. Annals of Neurology. 57 (2), 258-268 (2005).
  11. Sun, F. T., Morrell, M. J., Wharen, R. E. Responsive cortical stimulation for the treatment of epilepsy. Neurotherapeutics. 5 (1), 68-74 (2008).
  12. Fountas, K. N., et al. Implantation of a closed-loop stimulation in the management of medically refractory focal epilepsy. Stereotactic and Functional Neurosurgery. 83 (4), 153-158 (2005).
  13. Abbott, A. Neuroprosthetics: In search of the sixth sense. Nature. 442, (2006).
  14. Venkatraman, S., Elkabany, K., Long, J. D., Yao, Y., Carmena, J. M. A system for neural recording and closed-loop intracortical microstimulation in awake rodents. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (1), 15-22 (2009).
  15. Nguyen, T. K. T., et al. Closed-loop optical neural stimulation based on a 32-channel low-noise recording system with online spike sorting. Journal of Neural Engineering. 11 (4), 046005(2014).
  16. Laxpati, N. G., et al. Real-time in vivo optogenetic neuromodulation and multielectrode electrophysiologic recording with NeuroRighter. Frontiers in Neuroengineering. 7, 40(2014).
  17. Su, Y., et al. A wireless 32-channel implantable bidirectional brain machine interface. Sensors. 16 (10), 1582(2016).
  18. Ciliberti, D., Kloosterman, F. Falcon: a highly flexible open-source software for closed-loop neuroscience. Journal of Neural Engineering. 14 (4), 045004(2017).
  19. Luczak, A., Bartho, P., Harris, K. D. Gating of sensory input by spontaneous cortical activity. The Journal of Neuroscience. 33 (4), 1684-1695 (2013).
  20. Luczak, A., Barthó, P., Harris, K. D. Spontaneous events outline the realm of possible sensory responses in neocortical populations. Neuron. 62 (3), 413-425 (2009).
  21. Schjetnan, A. G., Luczak, A. Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat. Journal of Visualized Experiments. (56), (2011).
  22. Bermudez Contreras, E. J., et al. Formation and reverberation of sequential neural activity patterns evoked by sensory stimulation are enhanced during cortical desynchronization. Neuron. 79 (3), 555-566 (2013).
  23. Girardeau, G., Benchenane, K., Wiener, S. I., Buzsáki, G., Zugaro, M. B. Selective suppression of hippocampal ripples impairs spatial memory. Nature Neuroscience. 12 (10), 1222-1223 (2009).
  24. Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat. Journal of Visualized Experiments. (56), (2011).
  25. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. Journal of Visualized Experiments. (61), e3568(2012).
  26. Sariev, A., et al. Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus. Journal of Visualized Experiments. (128), e56438(2017).
  27. Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsáki, G. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. Journal of Neurophysiology. 84 (1), 401-414 (2000).
  28. Jiang, Z., et al. TaiNi: Maximizing research output whilst improving animals' welfare in neurophysiology experiments. Scientific Reports. 7 (1), 8086(2017).
  29. Gao, Z., et al. A cortico-cerebellar loop for motor planning. Nature. 563 (7729), 113(2018).
  30. Neumann, A. R., et al. Involvement of fast-spiking cells in ictal sequences during spontaneous seizures in rats with chronic temporal lobe epilepsy. Brain. 140 (9), 2355-2369 (2017).
  31. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  32. McNaughton, B. L. Google Patents. , (1999).
  33. Wilber, A. A., et al. Cortical connectivity maps reveal anatomically distinct areas in the parietal cortex of the rat. Frontiers in Neural Circuits. 8, 146(2015).
  34. Mashhoori, A., Hashemnia, S., McNaughton, B. L., Euston, D. R., Gruber, A. J. Rat anterior cingulate cortex recalls features of remote reward locations after disfavoured reinforcements. Elife. 7, 29793(2018).
  35. Luczak, A., McNaughton, B. L., Harris, K. D. Packet-based communication in the cortex. Nature Reviews Neuroscience. , (2015).
  36. Luczak, A. Analysis and Modeling of Coordinated Multi-neuronal Activity. , Springer. 163-182 (2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Closed Loop StimulationNeuron Spiking ActivityMATLAB CodeElectrophysiological RecordingSpikeSort 3DCheetah SoftwareOnline Event TriggeringAwake Rat ExperimentOptogenetics IntegrationExternal Device Triggering

Related Articles