Методическая статья

Кальвариальная модель увеличения костей в кролике для оценки роста костей и неоваскуляризации в материалах замены костей

DOI:

10.3791/59976

⸱

13 августа 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, Biomaterials Laboratory, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, 2Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial Surgery (HUG), Unity of Oral Surgery and Implantology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, 3Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial surgery (HUG), Laboratory of Oral & Maxillofacial Pathology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, 4Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы представляем хирургический протокол у кроликов с целью оценки костного замещения материалов с точки зрения способности к регенерации костей. С помощью цилиндров PEEK, закрепленных на черепах кроликов, остеопроводлении, остеоиндукции, остеогенеза и васкулогенеза, индуцированных материалами, можно оценивать либо на живых, либо на эвтаназии животных.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Основной принцип кроличьей модели кролика заключается в том, чтобы выращивать новую костную ткань вертикально поверх корковой части черепа. Эта модель позволяет оценить материалы замены костей для пероральной и черепно-мозговой регенерации костей с точки зрения роста костей и поддержки неоваскуляризации. После того, как животные обезболиваются и проветриваются (эндотрахеальная интубация), четыре цилиндра из полиэтилеера эфира кетона (PEEK) привинчиваются на череп, по обе стороны от средних и корональных швов. Пять интрамедуллярных отверстий пробурены в костной области, делимитированных каждым цилиндром, что позволяет приток клеток костного мозга. Образцы материала помещаются в цилиндры, которые затем закрываются. Наконец, хирургическое место зашивается, и животные пробуждаются. Рост костей можно оценить на живых животных с помощью микротомографии. После эвтаназии животных рост костей и неоваскуляризация могут быть оценены с помощью микротомографии, иммуногистологии и иммунофлуоресценции. Поскольку оценка материала требует максимальной стандартизации и калибровки, клизменная модель выглядит идеальной. Доступ очень прост, калибровка и стандартизация облегчаются использованием определенных цилиндров и четыре образца могут быть оценены одновременно. Кроме того, можно использовать живую томографию, и в конечном итоге можно ожидать значительного сокращения числа животных, которые должны быть усыплены.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Кальвариальная модель увеличения костей была разработана в 90-х годах с целью оптимизации концепции управляемой регенерации костей (GBR) в устной и черепно-мозговой хирургической области. Основной принцип этой модели заключается в том, чтобы выращивать новую костную ткань вертикально поверх корковой части черепа. Для этого реактор (например, титан-купол, цилиндр или клетка) фиксируется на черепе для защиты регенерации костей, проводимой трансплантатом (например, гидрогелем, заменителем костей и т.д.). С помощью этой модели, титанаили керамических клеток 1, 2,3,4,5,6, GBR мембраны7,8,9 ,10, остеогенные факторы11,12,13,14,15,16,17,новая кость заменители12,16,17,18,19,20,21,22,23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 или механизм неоваскуляризации в процессе регенерации костей30 были оценены.

С переводческой точки зрения, кальвариальная модель представляет собой одностенный дефект, который можно сравнить с дефектом класса IV в челюсти31. Цель состоит в том, чтобы вырастить новую кость над корковой областью, без какой-либо боковой поддержки эндогенных костных стенок. Таким образом, модель является чрезвычайно жесткой и оценивает реальный потенциал вертикальной остеопроводимости над корковой частью кости. Если описанная в настоящем случае модель в первую очередь посвящена оценке остеопроводимости у заменителей костей, то также может быть оценен авеогенез и/или остеоиндукция, а также васкулогенез1,2,3, 4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 ,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29,30.

По существу по этическим, практическим и экономическим причинам, кальвариальная модель была разработана в кролика, в котором метаболизм костей и структура весьма актуальны по сравнению с человеком32. Из 30 приведенных выше ссылок 80% использоваликроличья кальвариальная модель 1,2,3,4,5,6,7,8 ,9,10,11,12,13,14,15,17,22, 23,26,27,28,29,30,33, таким образом демонстрируя актуальность этой модели животных. В 2008 году группа Busenlechner перенесла клизменную модель свиньи, чтобы позволить сравнение восьми заменителей костей одновременно20 (по сравнению с двумя заменителями кости с кроликом). С другой стороны, наша группа передала кролика calvarial модели овец. Короче говоря, титановые купола были размещены на черепах овец, чтобы охарактеризовать остеопроводцию нового 3D-печатного костного заменителя. Эти исследования позволили нам разработать и освоить кальвариальную модель и ее анализ16,21.

В последних трех исследованиях приводится16,20,21, вместе с рядом других исследований12,17,18,19,22, 23,24,26,27,28,29, подтвердил большой потенциал кальвариантной модели в качестве скрининга и характеристики Модели. Однако, несмотря на то, что полученные результаты были вполне удовлетворительными, они также указали на некоторые ограничения: (1) Использование титановых куполов, которые предотвращали рентгеновское диффузию и, в свою очередь, живило использование микроКТ. Они не могут быть удалены до гистологической обработки, заставляя исследователей вставлять образцы в поли (метил-метакрилат) мели (PMMA). Таким образом, полученный анализ в значительной степени ограничивался топографией. (2) Высокие финансовые затраты, особенно из-за стоимости животных, и расходы, связанные с логистикой, обслуживанием и хирургии животных. (3) Трудности для получения этических разрешений для крупных животных.

Недавнее исследование Polo, et al.26 в значительной степени улучшило модель на кролика. Титановые купола были заменены замкнутыми цилиндрами, которые могли быть заполнены постоянным объемом материала. Четыре из этих цилиндров были помещены на черепа кролика. По завершении строительства цилиндры можно было бы удалить таким образом, чтобы биопсия была без металла, что вводило гораздо большую гибкость в отношении обработки образцов. Модель кроличьего калибра стала привлекательной для одновременного тестирования с меньшими затратами, легкой обработкой животных и упрощением обработки образцов. Воспользовавшись этими последними разработками, мы еще больше усовершенствовали модель, заменив титан на PEEK для производства цилиндров, тем самым позволяя рентгеновскую диффузию и использование микротомографии на живых животных.

В этой статье мы описаем анестезию и хирургические процессы и покажем примеры выходов, которые могут быть получены с помощью этого протокола, т.е. (иммуно-) гистологии, гистоморфографии, живой и экс-виво микротомографии для оценки механизмов костей регенерации и количественно нового синтеза костей поддерживается костной заменителя материалов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В соответствии с требованиями швейцарского законодательства протокол был одобрен академическим комитетом и контролируется кантональными и федеральными ветеринарными учреждениями (разрешения n' GE/165/16 и GE/100/18).

1. Специальные устройства и животные

  1. Цилиндров
    1. Машинные цилиндры с боковыми стабилизирующими вкладками из PEEK имеют внутренний диаметр 5 мм, внешний диаметр 8 мм и высоту 5 мм(рисунок1).
    2. Машина PEEK крышки с дизайном позволяет клип точно на верхней части цилиндра (толщина 1 мм).
    3. Стерилизовать цилиндры peeK и колпачки путем автоматического автоматического перед операцией.
  2. Винты
    1. Используйте самобуруемые микровинты (из коммерческого чистого титана (класс 5)) для фиксации цилиндров (1,2 мм в диаметре, 4 мм в длину). Стерилизовать путем автоклавирования перед операцией.
  3. Животных
    1. Приобретите трехмесячных новозеландских белых кроликов (мужчин ы мужчины или женщины), весом 2,5 кг каждый.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мы получили кроликов путем разведения в Университете

2. Хирургия

  1. Хирургический лоток
    1. Держите скальпели, ножницы, два щипца, периосталь лифта, шприцы (1, 2, 5, 50 мл), хирургический двигатель, круглые хирургические burs (0,8 мм в диаметре), иглы, стерильные соливые, четыре цилиндра, восемь винтов, и отвертка готовы.
  2. Доклиническое лечение
    1. Акклиматизировать животных за неделю до операции.
    2. Обеспечить профилактический антибиотик ежедневно (5-10 мг/кг в рот (PO)), начиная с 2 ч до операции до 3 дней после операции.
  3. Анестезия и интубация
    1. Седативные животные путем внутримышечной (ИМ) инъекции кетамина (25 мг/кг, 50 мг/мл, 0,5 мл/кг) и ксилазин (3 мг/кг, 20 мг/мл, 0,15 мл/кг). Подождите 20 минут, пока животные спят
      глубоко (полное мышечное атонизм).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это премедикация позволит простой, быстрый и безболезненный процесс интубации. Глубокая анестезия и анестезия индуцируется как описано в шаге 2.3.8.
    2. Поместите внутривенную (IV) канюли в маргинальную вену из уха и держите ее закрытой до завершения интубации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эта IV линия будет служить для профиза фентанила и пропофола для глубокой анальгезии и анестезии, соответственно (см. шаг 2.3.8).
    3. Поддерживайте анестезию, поставляя 5% севофлуран в чистом кислороде до интубации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг необходим только в том случае, если животное проявляет признаки пробуждения (движения глаз, мышечные сокращения).
    4. Анестезируя трахею локально, распыляя 10% лидокаина. Поместите кролика в положение лежа и поддерживать его голову в вертикальном расширении.
    5. Сдвиньте первую эндотрахеальную трубку малого диаметра (2,5 мм) в трахею кролика до тех пор, пока в трубке не будет слышен поток воздуха. Это откроет гортань и облегчит вставку окончательной трубки.
    6. Вставьте направляющий (интубционный катетер) в трубку, чтобы зафиксировать положение трубки в трахею. Удалите трубку малого диаметра и сдвиньте окончательную эндотрахеальной трубки (4,9 мм) на направляющей.
    7. Снимите направляющий и надувайте шарик в конце эндотрахеялкой трубки, чтобы запечатать и заблокировать устройство в трахею. Трубка будет оставаться на месте, но она может быть обеспечена с помощью кружева связаны вокруг лба.  Немедленно проветривайте (7 мл/кг, частота 40/мин) животное с 3% севофлураном в чистом кислороде.
    8. Непрерывно пронзительный (уховенная вена) фентанил (0,01 мг/мл, 2-4 мл/ч) для вызвать анальгезию, 2-4 мг/кг (2%) пропофол (20 мг/мл, 4-8 мл/ч) для индуцирования анестезии и 4 мл/кг ацетата Ринджера для поддержания изо-объемных состояний.
    9. Поместите ректальный зонд температуры. Также следите за функцией сердца, температурой и насыщением кислорода в течение всего процесса.
    10. Контролировать глубину анестезии путем мониторинга автономного дыхания; если животное проявляет признаки автономного дыхания, обойтись небольшой болюс пропофол и фентанил.
  4. Подготовка сайта
    1. Поместите кролика на подогревом (39 градусов по Цельсию), покрытую матрасной подушкой (во избежание ожогов) на хирургический стол. Побрить кожу головы.
    2. Нанесите смазочный гель на глаза, чтобы избежать раздражения и сухости. Дезинфекция сайта путем очистки кожи с помощью повидона йода (10%). Затем драпировать кролика стерильной хирургической драпировки и вырезать области доступа для черепа.
    3. Дезинфицировать хирургическое место с помощью повидона йода (10%) во второй раз. Нанесите смазочный гель на глаза, чтобы избежать раздражения и сухости.
    4. Подготовьте драпированный стол (стерильная драпировка), на которой можно разместить полный хирургический лоток.
  5. Открытие хирургического участка
    1. Анестезия локально с подкожной (SC) инъекции лидокаина 2% (1 мл) на черепе.
    2. Прорезывайтесь по коже (скальпелем) вдоль кальварианной сагиттальной линии, от орбит до внешнего затылочной протеуранса (длина 4 см). Убедитесь, что периостеум вырезка.
    3. Аккуратно поднимите периостеум (с периостальным лифтом) по обе стороны от разреза. Промыть участок стерильным сольным раствором.
  6. Размещение цилиндров
    1. Найдите средние и корональные швы на черепе(рисунок 2A, B). Обратите внимание, что эти анатомические линии образуют крест. Цилиндры будут размещены в каждом из квадрантов, определенных крестом, гарантируя, что край цилиндра не над швом(рисунок 2C).
    2. Поместите первый цилиндр на левый верхний квадрант (левая лобная кость) и попытайтесь заложить устройство плоским. Закрепите в положении с сильным давлением руки и винт микровинт, пока сопротивление не ощущается. Убедитесь, что головка винта заподлицо с поверхностью вкладки цилиндра.
    3. Повторите ту же процедуру на другой вкладке, чтобы зафиксировать цилиндр плотно на череп. Убедитесь, что цилиндр герметично крепится к кости.
    4. Повторите процедуру на правой верхней четверти (правая лобная кость), левой нижней четверти (левая теменной кости) и правой нижней четверти (правая теменной кости).
  7. Кость бурения 5 интрамедуллярных отверстий в области, ограниченной цилиндрами(рисунок 1)
    1. Просверлите интрамедуллярное отверстие под сольственным орошением (0,8 мм в диаметре, 1 мм в глубину) с круглым буром на кости, в центре области, ограниченной цилиндром. Убедитесь, что кровотечение появляется.
    2. Просверлите еще два интрамедуллярных отверстия вдоль оси, проходящих через два винта вкладки, по внутренним краям цилиндра. Вдоль перпендикулярного топора просверлите еще два интрамедуллярных отверстия на внутренних краях цилиндра. Убедитесь, что кровотечение появляется.
    3. Повторите операцию в трех других цилиндрах.
  8. Заполнение цилиндров образцами материалов и укупорки (рисунок 3)
    1. Подготовьте желаемый материал заменителя кости в соответствии с инструкциями производителя или спецификациями материала.
    2. Заполните первый цилиндр до краев материалом образца и закройте цилиндр, подогнав крышку. Повторите процесс в 3 других цилиндрах.
  9. Закрытие хирургического участка
    1. Закройте кожу над цилиндрами с прерывистым не-ремогативным швом.
    2. Нанесите распыляемый соус на рану.

3. Послеоперационное лечение

  1. Остановить анальгезию и анестезию (пропофол и фентанил перфузии арест) поставки и проверить восстановление автономного дыхания.
  2. Остановите вентиляцию после того, как животное восстановило автономное дыхание. Поддерживайте животное под чистым кислородом перед полным пробуждением.
  3. Вводят бупренорфин гидрохлорид Sc (0,02 мг/кг, 0,03 мг/мл, 0,67 мл/кг) и повторяйте инъекцию каждые 6 ч в течение 3 дней в качестве послеоперационной анальгезии.
  4. Перенесите животное в обычное жилище с водой и полным кормлением.
  5. Удалите швы примерно через 10 дней после заживления ран.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Описанная в настоящем году модель посвящена оценке остеопроводимости в костных заменителях. Также может быть оценена остеогенез и остеоиндукция заменителей костей (предварительно) клетчатых или загруженных биоактивнымимолекулами, а также васкулогенез 1,2,3,4 5 , 6 ,

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Описанная в настоящем случае модель проста и должна быть разработана довольно легко до тех пор, пока все шаги следуют и оборудование подходит. Поскольку описанный протокол является хирургическим методом, все шаги кажутся критическими и должны соблюдаться должным образом. Очень важно, чтобы быть обучены для экспериментов на животных, особенно в обработке кроликов и анестезии. Не стесняйтесь обратиться за профессиональной анестезией и ветеринарной помощью. Очень важно настаивать на ежедневном визуальном мониторинге животны...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы в долгу перед Geistlich AG (Wolhusen, CH) и Фондом остеологии (Lucerne, CH) (грант n-18-049) за их поддержку, а также Global D (Brignais, FR) за предоставление винтов. Особая благодарность д-р Б. Шефер из Geistlich. Мы также благодарны Элиане Дюбуа и Клэр Херрманн за их отличную гистологическую обработку и их драгоценные советы. Наконец, мы тепло признаем Ксавье Белин, Сильви Руле и вся команда Pr Валид Хабре, "экспериментальная хирургия Dpt", за их замечательную техническую помощь.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
<сильно>Препараты
Энрофлоксацин Байтрил 10%АнтибиотикБайер
ФентанилБишельдля обезболивания
Кеталар 50мг/млPfizerКетамин для анестезии
LidohexBichselСмазывающий гель для глаз
ОпсайтСмит и Племянник66004978Распыляемая повязка
Повидон йод 10%, БетадинМундифармаПротивоинфекционное средство
Пропофол 2%Браун3538710Для анестезии
Рапидокаин 2%синтетикаМестная анестезия
Фрезениус КабиОбъемная компенсация
Ромпун 2%БайерКсилазин для анестезии
Севофлуран 5%АббвиДля анестезии
Стерильный физиологическийСинтетика
ТемгезикРеккитт БенкизерБупренорфина гидрохлорид, анальгезия
Тиопентал ИнрезаОспедиалаДля анестезии
Ксилокаин 10% спрейАстра ЗенекаДля интубации
Name<strong>CompanyКаталожный номерКомментарии
Оборудование
Fresenius Vial pilot CImexmedИнфузионный насос
Нагреваемая прокладкаHarvard Apparatus
Аспирация доминантная 50 ВсасывающаяMedela
OptimusPromedical80342.2
Хирургический моторSchick dentalQubeСверление внутримедуллярных отверстий
ВентиляцияMaquet Servo1
НазваниеCompany>Каталожный номер Комментарии
Материал
Цилиндры и крышкиBoutyplastИндивидуальныйсостав: PEEK (полиэфирэфиркетон)
Ручной самоудерживающийся валGlobalDACT1K
Мобильная ручка для самоудерживающегося валаGlobalDMTM
Self-drilling винтыGlobalDVA1.2KL4поперечным приводом в составе титана марки 5, ISO 5832-3
Название<strong>CompanyНомер в каталогеКомментарии
>Хирургический лоток
Эндотрахеальная трубка Shiley диаметр 2,5ммCovidien86233Для интубации
Эндотрахеальная трубка Диаметр Шили 4,9 ммCovidien107-35GДля интубации
Ethicon prolene 4-0Ehticon8581HНерассасывающийся шов
ЩипцыMarcel BlancBD027R145 мм
Интубационный катетерCook медицинскийРуководство по интубации
Держатель нидллеМарсель BlancBM008R
Иглы BD Microlance3Becton Dickinson300300/30462226G; 18G
PeriostealHU-FriedyP9X
Круглые хирургические борыPatterson780000,8 мм в диаметре, Сверление интрамедуллярных отверстий
СкальпельSwann-Mortonn° 10 и n° 15
НожницыMarcel Blanc00657180 мм
Шприцы OmnifixBraun4616057V5мл, 10мл и 50мл
Venflon G22Braun42690985-01Vasofix безопасность для уха капельницы
Рингер-ацетат раствор трубка с

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Anderud, J., et al. Guided bone augmentation using a ceramic space-maintaining device. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology and Oral Radiology. 118 (5), 532-538 (2014).
  2. Lundgren, A. K., Lundgren, D., Hammerle, C. H., Nyman, S., Sennerby, L. Influence of decortication of the donor bone on guided bone augmentation. An experimental study in the rabbit skull bone. Clinical Oral Implants Research. 11 (2), 99-106 (2000).
  3. Lundgren, D., Lundgren, A. K., Sennerby, L., Nyman, S. Augmentation of intramembraneous bone beyond the skeletal envelope using an occlusive titanium barrier. An experimental study in the rabbit. Clinical Oral Implants Research. 6 (2), 67-72 (1995).
  4. Slotte, C., Lundgren, D. Impact of cortical perforations of contiguous donor bone in a guided bone augmentation procedure: an experimental study in the rabbit skull. Clinical Implant Dentistry and Relat Research. 4 (1), 1-10 (2002).
  5. Tamura, T., et al. Three-dimensional evaluation for augmented bone using guided bone regeneration. Journal of Periodontal Research. 40 (3), 269-276 (2005).
  6. Yamada, Y., et al. Correlation in the densities of augmented and existing bone in guided bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 23 (7), 837-845 (2012).
  7. Chierico, A., et al. Electrically charged GTAM membranes stimulate osteogenesis in rabbit calvarial defects. Clinical Oral Implants Research. 10 (5), 415-424 (1999).
  8. Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of the permeability of shields with autologous bone grafts on bone augmentation. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (6), e386-e392 (2013).
  9. Ito, K., Nanba, K., Murai, S. Effects of bioabsorbable and non-resorbable barrier membranes on bone augmentation in rabbit calvaria. Journal of Periodontology. 69 (11), 1229-1237 (1998).
  10. Lee, Y. M., et al. Enhanced bone augmentation by controlled release of recombinant human bone morphogenetic protein-2 from bioabsorbable membranes. Journal of Periodontology. 74 (6), 865-872 (2003).
  11. Fugl, A., et al. S-nitroso albumin enhances bone formation in a rabbit calvaria model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 43 (3), 381-386 (2014).
  12. Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of self-assembling peptide hydrogel scaffold on bone regeneration with recombinant human bone morphogenetic protein-2. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (5), e283-e289 (2013).
  13. Ito, K., et al. Effects of ipriflavone on augmented bone using a guided bone regeneration procedure. Clinical Oral Implants Research. 18 (1), 60-68 (2007).
  14. Jung, R. E., Hammerle, C. H., Kokovic, V., Weber, F. E. Bone regeneration using a synthetic matrix containing a parathyroid hormone peptide combined with a grafting material. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 22 (2), 258-266 (2007).
  15. Minegishi, T., et al. Effects of ipriflavone on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvaria. Journal of Oral Science. 44 (1), 7-11 (2002).
  16. Moussa, M., et al. Medium-Term Function of a 3D Printed TCP/HA Structure as a New Osteoconductive Scaffold for Vertical Bone Augmentation: A Simulation by BMP-2 Activation. Materials. 8 (5), 2174-2190 (2015).
  17. Thoma, D. S., Kruse, A., Ghayor, C., Jung, R. E., Weber, F. E. Bone augmentation using a synthetic hydroxyapatite/silica oxide-based and a xenogenic hydroxyapatite-based bone substitute materials with and without recombinant human bone morphogenetic protein-2. Clinical Oral Implants Research. 26 (5), 592-598 (2014).
  18. Busenlechner, D., et al. Resorption of deproteinized bovine bone mineral in a porcine calvaria augmentation model. Clinical Oral Implants Research. 23 (1), 95-99 (2012).
  19. Busenlechner, D., et al. Paste-like inorganic bone matrix: preclinical testing of a prototype preparation in the porcine calvaria. Clinical Oral Implants Research. 20 (10), 1099-1104 (2009).
  20. Busenlechner, D., et al. Simultaneous in vivo comparison of bone substitutes in a guided bone regeneration model. Biomaterials. 29 (22), 3195-3200 (2008).
  21. Carrel, J. P., et al. A 3D printed TCP/HA structure as a new osteoconductive scaffold for vertical bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 55-62 (2016).
  22. Murai, M., et al. Effects of different sizes of beta-tricalcium phosphate particles on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Dental Materials Journal. 25 (1), 87-96 (2006).
  23. Nishida, T., et al. Effects of bioactive glass on bone augmentation within a titanium cap in rabbit parietal bone. Journal of Periodontology. 77 (6), 983-989 (2006).
  24. Nyan, M., et al. Feasibility of alpha tricalcium phosphate for vertical bone augmentation. Journal of Investigating and Clinical Dentistry. 5 (2), 109-116 (2012).
  25. Polimeni, G., et al. Histopathological observations of a polylactic acid-based device intended for guided bone/tissue regeneration. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 99-105 (2008).
  26. Polo, C. I., et al. Effect of recombinant human bone morphogenetic protein 2 associated with a variety of bone substitutes on vertical guided bone regeneration in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 84 (3), 360-370 (2013).
  27. Slotte, C., Lundgren, D., Burgos, P. M. Placement of autogeneic bone chips or bovine bone mineral in guided bone augmentation: a rabbit skull study. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 18 (6), 795-806 (2003).
  28. Tamimi, F. M., et al. Bone augmentation in rabbit calvariae: comparative study between Bio-Oss and a novel beta-TCP/DCPD granulate. Journal of Clinical Periodontology. 33 (12), 922-928 (2006).
  29. Torres, J., et al. Effect of solely applied platelet-rich plasma on osseous regeneration compared to Bio-Oss: a morphometric and densitometric study on rabbit calvaria. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 106-112 (2008).
  30. Yamada, Y., et al. Angiogenesis in newly augmented bone observed in rabbit calvarium using a titanium cap. Clinical Oral Implants Research. 19 (10), 1003-1009 (2008).
  31. Cordaro, L., Terheyden, H. ITI Treatment Guide. Wismeijer, D., Chen, S., Buser, D. 7, Quintessence. (2014).
  32. Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
  33. Min, S., et al. Effects of marrow penetration on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 78 (10), 1978-1984 (2007).
  34. Braun, T. M. Ch. 4. Osteology guidelines for oral and maxillofacial regeneration Preclinical models for translational research. Giannobile, W. V., Nevins, M. , Quintessence publishing. 31-43 (2011).
  35. Doro, D. H., Grigoriadis, A. E., Liu, K. J. Calvarial Suture-Derived Stem Cells and Their Contribution to Cranial Bone Repair. Frontiers in Physiology. 8, 956(2017).
  36. Russel, W., Burch, R. The principles of humane experimental technique. , Universities Federation for Animal Welfare. (1959).
  37. Asvanund, P., Chunhabundit, P. Alveolar bone regeneration by implantation of nacre and B-tricalcium phosphate in guinea pig. Implant Dentistry. 21 (3), 248-253 (2012).
  38. Gielkens, P. F., et al. Gore-Tex as barrier membranes in rat mandibular defects: an evaluation by microradiography and micro-CT. Clinical Oral Implants Research. 19 (5), 516-521 (2008).
  39. Lioubavina, N., Kostopoulos, L., Wenzel, A., Karring, T. Long-term stability of jaw bone tuberosities formed by "guided tissue regeneration". Clinical Oral Implants Research. 10 (6), 477-486 (1999).
  40. Mardas, N., Kostopoulos, L., Stavropoulos, A., Karring, T. Osteogenesis by guided tissue regeneration and demineralized bone matrix. Journal of Clinical Periodontology. 30 (3), 176-183 (2003).
  41. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Mardas, N., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone used as an adjunct to guided bone augmentation: an experimental study in the rat. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 3 (3), 156-165 (2001).
  42. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone (Bio-Oss) and bioactive glass (Biogran) arrest bone formation when used as an adjunct to guided tissue regeneration (GTR): an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 30 (7), 636-643 (2003).
  43. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Fate of bone formed by guided tissue regeneration with or without grafting of Bio-Oss or Biogran. An experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 31 (1), 30-39 (2004).
  44. Stavropoulos, A., Nyengaard, J. R., Kostopoulos, L., Karring, T. Implant placement in bone formed beyond the skeletal envelope by means of guided tissue regeneration: an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 32 (10), 1108-1115 (2005).
  45. Thomaidis, V., et al. Comparative study of 5 different membranes for guided bone regeneration of rabbit mandibular defects beyond critical size. Medical Science Monitor. 14 (4), (2008).
  46. Zhang, J. C., et al. The repair of critical-size defects with porous hydroxyapatite/polyamide nanocomposite: an experimental study in rabbit mandibles. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 39 (5), 469-477 (2010).
  47. Zhang, X., et al. Osteoconductive effectiveness of bone graft derived from antler cancellous bone: an experimental study in the rabbit mandible defect model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 41 (11), 1330-1337 (2012).
  48. Bronoosh, P., et al. Effects of low-intensity pulsed ultrasound on healing of mandibular bone defects: an experimental study in rabbits. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 277-284 (2015).
  49. Gomes, F. V., et al. Low-level laser therapy improves peri-implant bone formation: resonance frequency, electron microscopy, and stereology findings in a rabbit model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 245-251 (2014).
  50. Lalani, Z., et al. Spatial and temporal localization of secretory IgA in healing tooth extraction sockets in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 62 (4), 466-472 (2004).
  51. Osorio, L. B., et al. Post-extraction evaluation of sockets with one plate loss--a microtomographic and histological study. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 31-38 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи