Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Доклиническая модель для оценки восстановления мозга после острого инсульта у крыс

8.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/60166

⸱

6 ноября 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing Yinfeng Dingcheng Biological Engineering Technology Ltd., 2Hulunbuir People's Hospital, 3Shandong Qilu Stem Cell Engineering Co. Ltd.

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Цель этого исследования заключается в создании и проверке животной модели для исследования в области восстановления и сиквелы этапов ишемии мозга путем тестирования инфаркта мозга и сенсорной функции после средней мозговой артерии окклюзии / реперфузии (MCAO/R) после 1-90 дней у крыс.

Аннотация

Целью этого исследования было создание и проверка модели ишемии мозга животного в стадии восстановления и сиквела. Была выбрана модель средней мозговой артерии/реперфузии (MCAO/R) у крыс-мужчин Спраг-Доули. Изменяя вес крысы (260-330 г), тип болта резьбы (2636/2838/3040/3043) и время инфаркта мозга (2-3 ч), более высокий балл Лонгы, больший объем инфаркта и большее соотношение успеха модели были проверены с помощью оценки Longa и tTC. Оптимальное состояние модели (300 г, 3040 ниток болт, 3 ч время инфаркта мозга) был приобретен и использован в 1-90-дневный период наблюдения после реперфузии через оценку сенсорных функций и инфаркта объема. В этих условиях двусторонний тест на асимметрию имел существенное различие от 1 до 90 дней, а тест на ходьбу от сетки имел существенное различие от 1 до 60 дней; оба различия могут быть подходящим сенсорным функциональным тестом. Таким образом, наиболее подходящим условием новой модели крыс в стадии восстановления и сиквела ишемии мозга было найдено: 300 г крыс, которые прошли MCAO с 3040 нитью болт для 3 ч мозга инфаркта, а затем reperfused. Соответствующими функциональными тестами сенсорного двигателя стали двусторонний тест на асимметрию и тест на ходьбу по сетке.

Введение

Ишемия мозга делится на три стадии с различными показателями после инсульта: острая стадия (в течение 1 недели), стадия восстановления (от 1 недели до 6 месяцев) и стадия сиквела (более 6 месяцев). В настоящее время большинство исследований сосредоточены на острой стадии ишемии головного мозга из-за его значительного эффекта и многородных моделей исследований1,2,3. Тем не менее, восстановление и сиквелы стадии ишемии головного мозга не могут быть проигнорированы из-за их долгосрочного осложнения инвалидности. Таким образом, цель этого исследования заключается в изучении стабильной, надежной и относительно простой модели животных для исследования восстановления и сиквела этапов ишемии мозга.

Среди многих экспериментальных моделей ишемии головного мозга, мы используем среднюю мозговую артерию окклюзии (MCAO) через нить болт вставки в правой средней мозговой артерии (MCA). Эта модель похожа на человеческий инсульт, который может производить большие объемы инфаркта, привести ко многим поведенческим расстройствам, связанным с инсультом, и может позволить реперфузии крови (R) путем удаления нити болт4,5,6. MCAO/R также считается золотым стандартом животной модели ишемии мозга7. Кроме того, тяжесть черепно-мозговой травмы зависит от диаметра и длины вставки нити болт, продолжительность ишемии мозга, и животный вес (большие крысы имеют больший мозг и толще сосудов головного мозга)8. Таким образом, путем изменения типа нить болт, infarct время, и крысы вес, подходящая модель может быть найдена для восстановления и сиквела этапов ишемии мозга в MCAO / R крыс. Для проверки модели крыс мы провели 1-дневное, 35-дневное, 60-дневное и 90-дневное исследование модели MCAO/R с использованием экспериментов tTC по окрашиванию и сенсорной функции (двусторонний тест на асимметрию, тест на ходьбу по сетке, тест на ротарод и тест на подъемную веревку).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Процедура и использование животных были одобрены Национальным институтом здравоохранения для ухода и использования лабораторных животных. Этот протокол специально скорректирован для тестов окклюзии/реперфузии средней мозговой артерии /реперфузии (MCAO/R) и сенсомоторной функции.

1. Экспериментальный дизайн и группировка

  1. Используйте крысу MCAO / R модель для проверки крысиного мозга ишемической модели метода с более тяжелой черепно-мозговой травмой и большей модели успеха соотношение с помощью longa оценка и TTC окрашивания.
    1. Выполните эксперимент на самцах крыс Sprague-Dawley весом 260–330 г, возраст нее составляет 7–9 недель. Реальный вес крысы составляет 275 и 15 г на 275 г, 300 и 10 г за 300 г и 320 и 10 г за 320 г.
    2. Используйте следующие семь групп (вес, тип болта резьбы, время инфаркта): группа 1 с 15 крысами (275 г, 2636, 2 ч); группа 2 с 15 крысами (275 г, 2636, 3 ч); группа 3 с 15 крысами (275 г, 2838, 2 ч); группа 4 с 15 крысами (275 г, 2838, 3 ч); группа 5 с 13 крысами (300 г, 3040, 3 ч); группа 6 с 10 крысами (320 г, 3040, 3 ч); группа 7 с 13 крысами (300 г, 3043, 3 ч).
  2. Изучение состояния восстановления мозга tTC окрашивания, и использовать подходящие тесты сенсорной функции, чтобы указать долгосрочный функциональный дефицит двусторонним тестом асимметрии, сетки ходьбы тест, тест ротарода и подъема веревки тест после 1, 35, 60, 90 дней MCAO / R.
    1. Используйте самца крыс Спраг-Доули весом 300 и 10 г, возраст нее составляет 8–9 недель.
    2. Используйте следующие пять групп: контрольная (нормальная) группа с 20 крысами; 1-дневная группа с 16 крысами; 35-дневная группа с 16 крысами; 60-дневная группа с 17 крысами; и 90-дневная группа с 19 крысами.
  3. После балла Longa в шаге 1.1 или сенсорных функциональных тестов в шаге 1.2, обезглавлить и обезглавить всех крыс для tTC окрашивания.

2. Создание односторонней модели MCAO/R у крыс9

ПРИМЕЧАНИЕ: Во время операции, используйте микрофорспы мягко, чтобы предотвратить поломку кровеносных сосудов. Избегайте повреждения нервов и других кровеносных сосудов в шее крысы, когда сосуд изолирован. Необходимо позаботиться о том, чтобы представить соответствующую асептический метод для всех хирургических процедур выживания. Техника, иллюстрированная позже в видео, должна практиковаться на протяжении всей процедуры.

  1. На протяжении всей операции, поддерживать температуру тела крыс на уровне 37,0 и 0,5 градусов по Цельсию в небольшой термостат животных. Приготовьте четыре 6 см 5-0 швов.
  2. Установите скорость потока кислорода небольшого аппарата анестезии животных (с устройством очистки отработавного газа) на уровне 0,4-0,6 л/мин, а концентрация изофлюрани составит 5%. Поместите крысу в анестезию машины.
  3. После того, как животное упало в обморок, поместите крысу на хирургический стол. Подключите рот крысы к маске анестезии машины (скорость потока кислорода остается неизменной; настроить концентрацию изофлюрани до 3%). Подтвердите, что животное впало в глубокую анестезию, наблюдая отсутствие напряжения конечностей, роговицы рефлексов и боли.
  4. Закрепите его конечности, чтобы лечь на операционный стол бумажными повязками (или другими инструментами).
  5. Снимите шейную шерсть с помощью электрической бритвы и стерилизуем с 75% алкоголя (иодофор лучше). Закрепите рот крысы крючком.
  6. Вырезать 2'3 см вдоль центральной продольной формы шеи с офтальмологическими ножницами.
  7. Разделите общую сонную артерию. Разделите подкожную мышцу офтальмологическими щипками. Используйте самодельный ретрактор, чтобы полностью раскрыть поле зрения. После разделения передней мышцы трахеи с офтальмологическими щипками, отделиться вдоль правого стерноклейдомастоидного сухожилия до тех пор, пока не видна общая сонная артерия.
  8. Изолировать общую сонную артерию, внешнюю сонную артерию и внутреннюю сонную артерию с помощью офтальмологических щипцов. Свагит общую сонную артерию (жесткий узел), внешнюю сонную артерию далеко от сердца (жесткий узел) и внутреннюю сонную артерию (свободный узел) с швами 5-0. Линия внешней сонной артерии вблизи сердца конца с 5-0 швов.
  9. Вставьте болт резьбы. Вырежьте небольшое отверстие во внешней сонной артерии с помощью офтальмологических ножниц и аккуратно вставьте нить болт. Сватить шов внешней сонной артерии, которая была в рыхлом узел и отрезали внешнюю сонную артерию.
    1. Освободите рыхлый узел внутренней сонной артерии и продолжайте вставлять нитку болт к началу средней мозговой артерии (схватки отмечены). Затем отрежьте открытый болт резьбы.
  10. После достижения ишемического времени (2-3 ч) зафиксировать перелом внешней сонной артерии одним микроусилитом и аккуратно вытащите нить болт с помощью другого микрофорспа. Когда передний конец резьбы болт полностью выведен из внутренней сонной артерии, свяжет внешнюю сонную артерию, которая была выложена 5-0 швами, а затем вытащить нить болт полностью.
  11. Освободите общую сонную артерию, и мазок 50000 U пенициллина порошка натрия на поверхности раны, чтобы предотвратить инфекцию. Шов подкожных мышц и кожи с 4 швами.
  12. Дайте крысе 0,2 мл стерильного соеля, устно используя шприц 1 мл (инъекция S-PEN лучше), чтобы предотвратить послеоперационную нехватку воды после того, как крыса вернулась в клетку.
  13. Выберите животных после 24 часов реперфузии в соответствии с баллом Longa10. Выберите животных с баллом Лонгы 1 к3 для следующего TTC окрашивания в шаге 1.1, и животных с баллами Лонга 2'3 за 1, 35, 60, 90 дней исследования в шаге 1.2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Лонга оценка10: 0 баллов, без неврологического дефицита; 1 балл, неспособность продлить левый foreclaw; 2 балла, кружащие влево; 3 балла, упав влево; 4 балла, не может ходить спонтанно и имеет подавленное сознание.
  14. Проанализируйте партитуру Longa в одну сторону ANOVA. Показанные значения представляют собой среднее значение S.D. P злт; 0,05 указывают на разницу.

3. Окрашивание ТТК

ПРИМЕЧАНИЕ: Крыса мозг ломтик плесени и лезвие должно быть предварительно охлаждено в холодильнике -20 градусов перед использованием для предотвращения сливок, вызванных большой разницей температур. Во время окрашивания, предотвратить сливки между ломтиками мозга и культуры пластины, что может привести к недостаточному окрашиванию.

  1. Анестезия крысы путем интраперитонеальной инъекции 400 мг/кг хлорного гидрата после оценки Лонга в шаге 1.1 или сенсорных функциональных тестов в шаге 1.2.
  2. Обезглавить крысу хирургическими ножницами или с помощью аппарата обезглавливания крыс. Удалить мозг хирургическими ножницами и гемостатической щипцы.
  3. Положите мозг в холодильник при -20 градусов по Цельсию в течение 30 минут, чтобы облегчить нарезку.
  4. Удалить мозг из холодильника и поместить его в предварительно охлажденных крыс мозг ломтик формы. Разрежьте мозг на шесть 2-мм толщиной последовательных секций с предварительно охлажденных лезвия.
  5. Пятно разделов с 2% 5-трифенил-2H-тетразолий хлорид (ТТК) в 6-хорошо культуры пластины.
  6. Культура разделов в течение 30-60 минут при 37 градусов по Цельсию в трясущейся кровати. Переверните разделы каждые 10 минут, пока область ишемии мозга и нормальная область явно белые и красные.
  7. Линия мозга ломтиками вертикально в порядке от спины к передней части мозга. Используйте линейку, чтобы убедиться, что общая длина каждой строки одинакова. Сфотографируйте с цифровой камерой.
  8. Проанализируйте объем инфаркта.
    1. Предварительная обработка фото с помощью программного обеспечения фотошоп
      1. Импортируйте фотографию с помощью фотошопа CS6. 00:00-00:14
      2. Нажмите Выберите, чтобы выбрать срезы мозга, нажмите Выберите Обратный. 00:15-00:36
      3. Нажмите на передний план, чтобы выбрать черный и нажмите OK. 00:37-00:42
      4. Нажмите Alt «Удалить, чтобы заполнить цвет фона, и CTRL ЗД, чтобы сделать выбор. 00:43-00:46
      5. Нажмите файл (ru) Сохранить на рабочем столе. 00:47-01:08
    2. Предварительная обработка фото с помощью программного обеспечения Image Pro Plus.
      1. Открытое программное обеспечение Image Pro Plus 6.0 и импортировать фотографию. 01:09-01:24
      2. Для изменения дефекта отрегулируйте яркость с помощью инструмента контрастного повышения, чтобы фон был черным. 01:25-01:37
      3. Используйте инструмент Median в фильтре для удаления основных моментов. 01:38-01:46
    3. Рассчитайте левую (нормальную) область мозга с помощью программного обеспечения Image Pro Plus
      1. Выберите цвет с помощью сегментации и отрегулируйте значение H/S/I,чтобы срезы мозга отделялись от черного фона. 01:47-02:12
      2. Возвращение к графу Размер. 02:13-02:16
      3. Нажмите на графа Разделение объектов в edit для отделения мозга от средней линии. Программное обеспечение будет автоматически различать левую и правую области мозга. 02:17-02:49
    4. Рассчитайте правую инфарктную область мозга с помощью программного обеспечения Image Pro Plus
      1. Реализация шага 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14
      2. Выберите графа Размер. 03:15-03:21
      3. Нажмите на ничью Инструмент слияния объектов в Edit. Вручную выберите ишемическую область и нажмите Count, чтобы вычислить ишемическую область. 03:16-05:31
    5. Рассчитайте область мозга здоровья с помощью программного обеспечения Image Pro Plus
      1. Реализация шага 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44
      2. Выберите цвет с помощью сегментации и отрегулируйте значение H/S/I,чтобы нормальная часть ломтиков мозга отделилась от черного фона. 06:45-07:10
      3. Возвращение к графу Размер и нажмите на count, чтобы вычислить эту область. 07:11-07:21
      4. Нажмите на Сплит объектов в edit, чтобы отделить мозг от средней линии. Программное обеспечение будет автоматически различать левую и правую области мозга. 07:22-08:08
  9. Рассчитать объем инфаркта (%) и инфаркт и сокращение объема (%):

    Объем инфаркта (%) - "правая инфарктная область/(2 х область левого мозга) х 100.
    Инфаркт и сжатие объема (%)

    ПРИМЕЧАНИЕ: Правый мозг является поврежденной частью. Данные были проанализированы односторонней ANOVA. Показанные значения представляют собой среднее значение S.D. P злт; 0,05 указывают на разницу.

4. Оценка сенсорной функции

ПРИМЕЧАНИЕ: Крысы (300 г, 3040 ниток болт, 3 ч мозг инфаркт времени) с Longa оценка 2'3 были выбраны для выполнения сенсорной функции экспериментов от 1-90 дней. Сохраняйте спокойствие и не беспокоить животных в этот период обучения. Данные были проанализированы двусторонним ANOVA. Показанные значения представляют собой среднее значение S.D. P злт; 0,05 указывают на разницу.

  1. Двусторонний тест на асимметрию11
    1. Оберните бумажную ленту (5 см в длину, 0,8 см в ширину) на сафеносную часть каждой форектов крысы три раза при одинаковом давлении.
    2. Для каждой крысы, запись количество раз каждый foreclaw контактирует и ленты удалены в 5 мин с камерой, в том числе невлияет время лапы и пострадавших лапы раз.
    3. После 30 минут повторите шаги 4.1.1 и 4.1.2 снова.
    4. Рассчитайте среднее значение сенсорного смещения (%):
      Sensorimotor смещения (%) (не влияет на время лапы - пострадавших время лапы) / (не влияет на время лапы и пострадавших время лапы) х 100
  2. Тест на ходьбу от сетки
    1. Поместите крысу в центр повышенной поверхностной платформы сетки (площадь: 1 м2;высота: 90 см) с сеткой отверстия 2,5 см2.
    2. Нажмите бедра крысы слегка поощрять крысы пройти поверхность сетки.
    3. Запишите количество дефектов ног, сделанных незатронутыми (справа) и пораженными (левыми) конечностями, и общее число ступеней в 1 мин с камерой.
    4. Рассчитайте время ошибки:
      Время ошибки (%) - «непострадавшая (правая) конечность - пораженная (левая) конечность/общее число шагов x 100.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Общее количество шагов ниже 20-ступенчатых данных было удалено.
  3. Ротарод тест12,13
    1. Настройка крыс вращающейся бар усталости аппарата (диаметр 90 мм) крыс с помощью поддерживающего программного обеспечения со скоростью 13 об / мин в течение 5 минут периода на компьютере.
    2. Начните компьютерные программы и поместите крысу на ротародах в то же время.
    3. Окончание судебного разбирательства, если крыса падает с ступеньки или продолжает ходить в течение 5 минут и записывать время вращения.
    4. Отдохните от крыс в течение 30 минут.
    5. Повторите шаги 4.3.2-4.3.4 в два раза больше и выберите максимальное значение, чтобы быть последним временем вращения.
  4. Испытание веревки подъема14
    1. Поместите подъемный веревочной инструмент (высота 70 см; веревка 0,2 см в диаметре и 40 см в длину) на стол.
    2. У крысы сцепление веревку с передним конечностями и повесить крысу.
    3. Запишите время повешения и вычислите баллы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Счет 3: 0'2 с на веревке; Счет 2: 3:4 на канате; Счет 1: 5:6 с на веревке; Счет 0: более 7 с на веревке.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Использование вышеупомянутой процедуры для модели MCAO/R с партитурой Longa и tTC, различные методы лечения среднего веса (275/300/320 г), типов болтов (2636/2838/3040/3043; Таблица 1) и ишемические времена (2-3 ч) и 1 день реперфузии были использованы для проверки для оптимальной модели ишемии мозга у крыс. Параметры модели весом 300 г, 3040 нитки болт, и 3 ч мозг инфаркт времени были наиболее подходящими для крупнейших инфаркт головного мозга, высокий балл Лонга и наибо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Многие модели установления методов и поведенческих показателей, которые хорошо используются в острой ишемии головного мозга не может иметь значительные изменения в восстановлении и сиквелы этапов ишемии мозга16,17. Тем не менее, число пациентов с ишемической мозгом в стадии восстановления и сиквела является наибольшим. Важно выбрать подходящую модель животных для восстановления и сиквела этапов ишемии инсульта.

Мы используем модель MCA...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (81603315, 81603316), Ключевым планом R и D провинции Цзянси в Китае (20171ACH80001), проекты промышленного и академического сотрудничества в колледжах и университетах провинции Фуцзянь в Китай (2018Y41010011).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Анатомический микроскопLeica (Германия)S8Микроскопический операционный инструмент
ЛезвиеГеллет/Резка участков мозга
Постоянная температура Встряхивающая кроватьТайцан Экспериментальное оборудование ЗаводТГЦ-СДля равномерного окрашивания участков мозга при постоянной температуре
Цифровая камераCanon700DДля снятия фотографии окрашивания TTC
ЭлектробритваШанхай Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.3000#Удаление волос с шеи крыс
Щипцы гамостатическиеShanghai Medical device Co., Ltd.14 смИспользование для удаления мозга
Image Pro Plus SoftwareMedia Cybernetics Inc.6.0Анализ объема инфаркта
ИзофлуранRWD Life Science217170702Обезболивающий газ
МикрощипцыShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 смСосудистые микроманипуляции
МикроножницыShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 смСосудистые микроманипуляции
Офтальмологический щипцыShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 смВспомогательные кожные и мышечные анатомические
ножницыShanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 смИспользование для разрезания кожи шеи
Форма для среза мозга крысыShanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.400 гДля стандартного, равномерного разреза мозговой ткани
Rat Rotating Bar Fatigue ApparatusAnhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd.ZH-300BДля проверки сенсомоторной функции
для анестезии мелких животныхShanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.ABM3000Аппарат для газовой анестезии
Small Animal ThermostatBeijing Damida Technology Co., Ltd.DM.7-YLS-20AДля поддержания постоянной температуры тела животного во время работы
Хирургические ножницыShanghai Medical device Co., Ltd.16 смИспользование для обезглавливания и удаления мозга
ШовShanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd.4-0 / 5-0Использование для кожных и мышечных швов / Использование для перевязки сосудов
Thread BoltBeijing Cinontech Co. Ltd.2636/2838/3040/3043-A4Закупорка средней мозговой артерии у крыс
5-трифенил-2H-тетразолия хлорид (TTC)SigmaLOT#BCBP3272VРеагент для окрашивания участка мозга
аппарат

Ссылки

  1. Kong, L. L., et al. Neutralization of chemokine-like factor 1, a novel C-C chemokine, protects against focal cerebral ischemia by inhibiting neutrophil infiltration via MAPK pathways in rats. Journal of Neuroinflammation. 11, 112(2014).
  2. Jiang, M., et al. Neuroprotective effects of bilobalide on cerebral ischemia and reperfusion injury are associated with inhibition of pro-inflammatory mediator production and down-regulation of JNK1/2 and p38 MAPK activation. Journal of Neuroinflammation. 11, 167(2014).
  3. Thomas, A., Detilleux, J., Flecknell, P., Sandersen, C. Impact of Stroke Therapy Academic Industry Roundtable (STAIR) Guidelines on Peri-Anesthesia Care for Rat Models of Stroke: A Meta-Analysis Comparing the Years 2005 and 2015. PLoS One. 12, e0170243(2017).
  4. Kumar, A., Aakriti,, Gupta, V. A review on animal models of stroke: An update. Brain Research Bulletin. 122, 35-44 (2016).
  5. Tong, F. C., et al. An enhanced model of middle cerebral artery occlusion in nonhuman primates using an endovascular trapping technique. AJNR Am. Journal of Neuroradiology. 36, 2354-2359 (2015).
  6. Li, F., Omae, T., Fisher, M. Spontaneous hyperthermia and its mechanism in the intraluminal suture middle cerebral artery occlusion model of rats. Stroke. 30, 2464-2470 (1999).
  7. Herson, P. S., Traystman, R. J. Animal models of stroke: translational potential at present and in 2050. Future Neurology. 9, 541-551 (2014).
  8. Abrahám, H., Somogyvári-Vigh, A., Maderdrut, J. L., Vigh, S., Arimura, A. Filament size influences temperature changes and brain damage following middle cerebral artery occlusion in rats. Exp. Brain Res. 142, 131-138 (2002).
  9. Sun, M. N., et al. Coumarin derivatives protect against ischemic brain injury in rats. European Journal of Medicinal Chemistry. 67, 39-53 (2013).
  10. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20, 84-91 (1989).
  11. Smith, E. J., et al. Implantation site and lesion topology determine efficacy of a human neural stem cell line in a rat model of chronic stroke. Stem Cell. 30, 785-796 (2012).
  12. Zhang, S., et al. Protective effects of Forsythia suspense extract with antioxidant and anti-inflammatory properties in a model of rotenone induced neurotoxicity. Neurotoxicology. 52, 72-83 (2016).
  13. Milani, D., et al. Poly-arginine peptides reduce infarct volume in a permanent middle cerebral artery rat stroke model. BMC Neuroscience. 17, 19(2016).
  14. DeGraba, T. J., Ostrow, P., Hanson, S., Grotta, J. C. Motor performance, histologic damage, and calcium influx in rats treated with NBQX after focal ischemia. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 14, 262-268 (1994).
  15. Liu, P., et al. Validation of a preclinical animal model to assess brain recovery after acute stroke. European Journal of Pharmacology. 835, 75-81 (2018).
  16. Zuo, W., et al. IMM-H004 prevents toxicity induced by delayed treatment of tPA in a rat model of focal cerebral ischemia involving PKA-and PI3K-dependent Akt activation. European Journal of Neuroscience. 39, 2107-2118 (2014).
  17. Yang, L., et al. L-3-n-butylphthalide Promotes Neurogenesis and Neuroplasticity in Cerebral Ischemic Rats. CNS Neuroscience & Therapeutics. 21, 733-741 (2015).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

окклюзия средней мозговой артериимодель ишемии мозга крысысенсомоторные функциональные тестыанализ окрашивания TTCтест на билатеральную асимметриютест ходьбы по решеткевведение нити в отверстиеобъем инфаркта мозгапрофилактика послеоперационного обезвоживанияхирургическая асептика
Доклиническая модель для оценки восстановления мозга после острого инсульта у крыс
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.