Method Article

Количественная оценка бивентрикулярной функции и морфологии с помощью магнитно-резонансной томографии сердца у мышей с бандажированием легочной артерии

DOI:

10.3791/60837

⸱

May 13th, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Congenital Heart Diseases, Department of Pediatric Cardiology, University Medical Center Groningen, University of Groningen, 2The Central Animal Facility, University Medical Center Groningen, University of Groningen, 3Gronsai (Groningen Small Animal Imaging Facility), University Medical Center Groningen, University of Groningen, 4Department of Cardiology, University Medical Center Groningen, University of Groningen, 5Department of Radiology, University Medical Center Groningen, University of Groningen

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Чтобы понять патофизиологию адаптации правого желудочка (ПЖ) к аномальной нагрузке, решающее значение имеют экспериментальные модели. Тем не менее, оценка размеров и функций дома на колесах является сложной и трудной задачей. Этот протокол обеспечивает метод проведения магнитно-резонансной томографии сердца (CMR) в качестве неинвазивной эталонной процедуры у мышей, подвергшихся нагрузке давлением ПЖ.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Функция и недостаточность правого желудочка (ПЖ) являются основными факторами, определяющими исход приобретенных и врожденных пороков сердца, включая легочную гипертензию. Оценка функции и морфологии ПЖ является сложной задачей, отчасти из-за сложной формы ПЖ. В настоящее время магнитно-резонансная томография сердца (КМР) является золотым стандартом неинвазивной оценки функции и морфологии ПЖ. Текущий протокол описывает визуализацию CMR на мышиной модели нагрузки давления ПЖ, вызванной бандажированием легочной артерии (PAB). PAB выполняется путем наложения шва 6-0 вокруг легочной артерии на иглу 23 G. Градиент PAB определяют с помощью эхокардиографии на 2 и 6 неделе. Через 6 недель морфологию и функцию правого и левого желудочков оценивают путем измерения как конечного систолического, так и конечного диастолического объема и массы десятью-одиннадцатью срезами кино толщиной 1 мм с помощью магнитно-резонансного томографа 9,4 Тл, оснащенного градиентом 1500 мТл/м. Репрезентативные результаты показывают, что PAB индуцирует значительное увеличение нагрузки на давление ПЖ, что оказывает значительное влияние на бивентрикулярную морфологию и функцию ПЖ. Также показано, что при 6-недельной нагрузке давлением ПЖ сердечный выброс сохраняется. Представленный здесь воспроизводимый протокол для количественной оценки бивентрикулярной морфологии и функции в мышиной модели нагрузки давления ПЖ может служить методом для экспериментов, изучающих детерминанты ремоделирования и дисфункции ПЖ.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Пациенты с приобретенными и врожденными сердечно-сосудистыми заболеваниями, включая легочную гипертензию (ЛГ), подвержены риску дисфункции и недостаточности правого желудочка (ПЖ)1. Адаптация ПЖ в результате повышенной нагрузки давления характеризуется концентрической гипертрофией на ранних стадиях и прогрессирующей дилатацией на терминальной стадии заболевания. Кроме того, он связан с нарушениями в метаболизме и внеклеточном матриксе, процессами воспаления и, в конечном итоге, с недостаточностью ПЖ 2,3,4,5,6. Животные модели были разработаны для изучения основных процессов прогрессирования к отказу ПЖ. Тем не менее, оптимизация моделей и адекватная оценка функции и размеров RV была сложной задачей. Для неинвазивной оценки функции и размеров ПЖ магнитно-резонансная томография сердца (КМР) является золотым стандартом. Этот метод создает изображения бьющегося сердца с помощью сильного магнитного поля и радиочастотных волн. CMR доступен как для человека, так и для животных, таких как лабораторные грызуны. Поскольку последние требуют более высокого пространственного разрешения из-за меньшего размера сердца, магнитное поле, необходимое для получения адекватных изображений, должно быть выше, чем у человека.

Доступно несколько моделей, имитирующих перегрузку давлением RV, в том числе модели PH 7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 и модели проксимальной нагрузки давления RV 2,3,10,18, 19,20,21,22,23. Выбор модели ПН или модели проксимальной нагрузки давления ПЖ зависит от исследовательского вопроса: влияния вмешательства на легочную сосудистую систему и, следовательно, возможной модуляции постнагрузки ПЖ (т.е. модели РН) или прямого влияния на ПЖ (т.е. моделей проксимальной нагрузки давления ПЖ). Существует несколько методов экспериментальной индукции ЛГ, в том числе использование монокроталина (МСТ)12,13,14,16,22,24,25,26, МСТ в сочетании с аортокавальным шунтом 9, хроническая гипоксия 7,27,28,29 , и комбинация антагониста рецептора фактора роста эндотелия сосудов, Sugen 5416, с хронической гипоксией 8,10,30,31. Такие модели представляют собой прогрессивные легочные модели проксимальной нагрузки давления ПЖ и не нацелены на легочную сосудистую систему, но индуцируют постоянную постнагрузку за счет сужения легочной артерии с сопутствующим увеличением постнагрузки ПЖ 2,3. Это может быть выполнено с помощью бандажирования швов (бандажирование легочной артерии, PAB) или сосудистого зажима вокруг легочной артерии. PAB был выполнен у нескольких видов животных, а размеры и функция сердца были изучены различными способами, такими как гистология, трансторакальная эхокардиография (включая спекл-трекинг) и катетеризация сердца 2,32,33,34,35,36,37,38,39,40 . PAB у мелких грызунов, таких как мыши, является сложной задачей. Это связано с тем, что тонкие различия между плотностью сужения артерии оказывают заметное влияние на степень нагрузки давления ПЖ и последующее функциональное состояние и выживаемость. Когда сужение очень сильное, животное умрет во время или вскоре после операции, в то время как желаемый фенотип не будет достигнут, если сужение недостаточно сильное. Тем не менее, использование мышей имеет преимущества по сравнению с другими животными из-за отличных возможностей генетической модификации (т.е. трансгенных или нокаутных моделей) и быстрого разведения. Это имеет дополнительную ценность при изучении заболеваний и при изучении вклада молекулярных и (эпи-) генетических факторов.

Дизайн исследований на животных смещается в сторону изучения временных изменений во время болезни 2,3,8,13,21. Для таких исследований необходимы неинвазивные методы, поскольку можно проводить серийные оценки. Альтернативой КМР при оценке ремоделирования сердца могут быть: (1) характеристика тканей с использованием гистопатологии, когда несколько животных умерщвляются в разные моменты времени, (2) инвазивная функциональная оценка с помощью анализа давления и объема или (3) эхокардиография, которая позволяет исследователю неинвазивно идентифицировать гипертрофию или дилатацию сердца в пределах одного и того же животного последовательно. КМР имеет два основных преимущества при оценке ПЖ: (1) КМР является неинвазивным методом, позволяющим проводить серийные измерения на одном животном, тем самым способствуя уменьшению количества животных, необходимых для исследований, и (2) КМР не полагается на конкретную геометрическую форму и визуализирует в трех измерениях. Показано, что объемы и функциональные измерения, полученные с помощью КМР, являются точными и считаются неинвазивным золотым стандартом для различных сердечных заболеваний у людей 42,43,44,45, но еще не были переведены в протокол КМР для мышей с перегрузкой давлением ПЖ.

В литературе описано много моделей ПАБ, но с высокой гетерогенностью в методах оценки гемодинамических эффектов и функции ПЖ и адаптации. В этом протоколе описана процедура PAB у мышей с валидацией модели путем измерения градиента PAB с помощью эхокардиографии и оценки сердечных размеров и функции с помощью CMR. В то время как протокол CMR у животных, подвергшихся PAB, был опубликован для крыс, эта комбинация до сих пор не была описана для мышей. В то время как крысы чаще всего используются для моделей PH 8,12,13,14,15,16,22,24,25,26,27,28,29,30,31,46 мышей чаще всего используются для трансгенных или нокаутных исследований и тем самым способствуют нашему пониманию механизмов отказа ПЖ под давлением. Этот протокол может стать основой для будущих исследований по разгадке сигнальных путей, участвующих в переходе к отказу ПЖ.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты и уход за животными проводятся в соответствии с Законом Нидерландов об экспериментах на животных и в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных, опубликованным Национальными институтами здравоохранения США. Комитет по экспериментам на животных Университета Гронингена, Нидерланды, одобрил текущий протокол экспериментов (номер разрешения: 2014-041/3005).

1. Жилье и акклиматизация

  1. Используйте 20–30 г диких мышей типа C57 black 6 (C57BL/6) (институциональная линия разведения, описанная ранее47), самцов и самок, все старше 8 недель. Размещайте мышей в группах, максимум по пять человек в клетке. Для того чтобы привыкнуть к обращению с человеком, дайте мышам акклиматизироваться не менее 7 дней. Не проводите никаких процедур в этот период.

2. Бандажирование легочной артерии

  1. Подготовка
    1. Поместите мышь в индукционную камеру, наполненную 5% изофлураном/100% кислорода. Проверьте отсутствие рефлексов, дав болевой раздражитель (т.е. ущипнув палец ноги).
    2. Сбрейте левый гемиторакс мыши с помощью электробритвы.
    3. Аккуратно вытяните язык и держите с легким натяжением.
    4. Осветите внутреннюю глотку, разместив источник света на внешней стороне горловины на уровне голосовой щели.
    5. Интубируйте мышь эндотрахеально с помощью гибкой канюли 20 G.
    6. Положите животное на правый бок на нагревательный коврик (установите температуру 37 °C).
    7. Подключите канюлю к мини-аппарату ИВЛ и начните вентиляцию с 1,5%–2,5% изофлурана/кислорода (180 вдохов/мин, дыхательная 250 мкл).
    8. Введите 0,1 мг/кг бупренорфина подкожно для послеоперационной анальгезии.
    9. Предотвратить обезвоживание глаз можно с помощью глазной мази.
  2. Бандажирование легочной артерии методом левой торакотомии
    1. Поместите мышь на правую сторону, поставив правую переднюю ногу в нейтральное положение, правую заднюю ногу вытянуть, а левую переднюю ногу согнуть назад.
    2. Продезинфицируйте кожу на грудной клетке хлоридом-гексидином, тампон 2х.
    3. Используйте стерильные инструменты для хирургического вмешательства. Вскройте кожу маленькими ножницами (круглая ручка, лезвия 12 мм) от левой подмышки параллельно второму и третьему ребру.
    4. Определите m. pectoralis superficialis (косая, поверхностная мышца) и m. pectoralis profundus (косая, подлежащая мышца).
    5. Используя шовные петли, потяните m. pectoralis superficialis к вентральной стороне, а m. pectoralis profundus к дорсальной стороне мыши.
    6. Откройте второе межреберье и раздвиньте ребра с помощью адаптированных скрепок, что позволит увидеть левое ухо сердца, левое легкое и легочную артерию.
    7. Отделите легочную артерию от аорты. Наложите шовную петлю вокруг легочной артерии с помощью тупой иглы 25 G, содержащей шов 6-0, и поместите лигатуру 2-1-1 вокруг легочной артерии.
    8. Поместите иглу 23 G параллельно легочной артерии в пределах шва 6-0 и сначала зафиксируйте самый проксимальный узел швовной нити, а затем дистальный узел шовной нити 2-1-1. Снимите иглу 23 G. Убедитесь, что узел достаточен.
    9. Закройте грудную клетку двумя или тремя отдельными швами с монофиламентным полипропиленовым швом 5-0. Выпустите M. pectoralis superficalis и M. pectoralis profundus.
    10. Сшить кожу чистой полигликолевой кислотой 5-0 швов. Используйте технику наложения непрерывных швов, чтобы свести к минимуму образование рубцов в тканях; Рубцовая ткань влияет на качество изображения эхокардиографии.
    11. Отключайте изофлуран при продолжении вентиляции кислородом во время восстановления после анестезии до тех пор, пока мышь не восстановит собственное, спонтанное дыхание, которое можно наблюдать по движению живота.
    12. Отсоедините эндотрахеальную трубку от аппарата искусственной вентиляции легких. Проверяйте наличие спонтанного дыхания, экстубируйте только тогда, когда видна спонтанная дыхательная деятельность. Если спонтанное дыхание не наблюдается, снова подключите трубку к аппарату ИВЛ и вернитесь к шагу 2.2.12.
    13. Наблюдайте за мышью до тех пор, пока она не придет в сознание.
  3. Фиктивная хирургия
    1. Выполните описанную выше процедуру, за исключением бандажирования (пункты 2.2.2–2.2.6).
  4. Послеоперационный период
    1. Поместите мышь по отдельности в инкубатор (37 °C) на 24 часа.
    2. Наблюдайте за мышью ежедневно в течение первых 3 послеоперационных дней. При любых признаках дискомфорта вводите 0,1 мг/кг бупренорфина подкожно 2 раза в день для послеоперационной анальгезии.

3. Эхокардиография

  1. Подготовка
    1. Проведите градиентный анализ PAB с помощью эхокардиографии через 14 дней после операции PAB.
    2. Запустите эхокардиографическое устройство. Выберите кардиологический пакет и датчик с частотой 14,0 МГц.
  2. Анестезия
    1. Поместите мышь в индукционную камеру, заполненную смесью 5% изофлурана и 100% кислорода.
    2. Побрейте грудную клетку мыши.
    3. Положите мышь на спину на нагревательный коврик (температура 37 °C) и поместите морду в вентиляционную маску.
    4. Проветривать смесью 1,5–2,5% изофлурана и 100% кислорода (0,15 л/мин) и воздуха в помещении (0,3 л/мин).
    5. Проверьте глубину анестезии, выполнив щиплет пальца ноги, и соответствующим образом отрегулируйте анестезию.
    6. Предотвратите обезвоживание глаз с помощью глазной мази.
  3. Определение градиента PAB методом эхокардиографии
    1. Наклейте педиатрические наклейки с электрокардиограммой на каждую переднюю лапу и по одной на обе задние лапы. Используйте наклейки, чтобы удержать животное.
    2. Нанесите гель для ультразвука на выбритую часть грудной клетки мыши.
    3. Для получения изображений легочной артерии можно использовать два вида изображения: парастернальную длинную ось (PLAX) или парастернальную короткую ось (PSAX). Получите и то, и другое и используйте вид, который обеспечивает наилучшее качество измерений и самые высокие скорости для анализа.
    4. Получение представлений PLAX и PSAX.
    5. Нажмите кнопку цветного допплера , чтобы визуализировать кровоток.
    6. Поместите ультразвуковой датчик под углом 30° к парастернальной линии для получения PLAX (подробное описание см. Cheng, et al.48), визуализируя восходящую аорту.
    7. Проведите зондом минимально влево, чтобы восходящая аорта исчезла за легочной артерией. Подходящий PLAX определяется при визуализации легочной артерии, при этом кровь течет вертикально.
    8. Поместите курсор на одну линию с легочной артерией. Нажмите кнопку допплерографии непрерывной волны (CW) для получения интегральных измерений скорости и времени в течение трех сердечных циклов. Нажмите Сохранить.
    9. Поверните зонд на 90° по часовой стрелке от PLAX, чтобы получить PSAX, затем слегка наклоните зонд в краниальном/вентральном направлении, чтобы получить PSAX на уровне аорты. Подходящий вид PSAX определяется, если выходной тракт RV расположен между аортой и зондом. Это продолжается в легочной артерии, где кровь течет вертикально. Подробное описание см. в Cheng et al.48
    10. Поместите курсор на одну линию с легочной артерией. Нажмите кнопку допплерографии непрерывной волны (CW) для получения интегральных измерений скорости и времени в течение трех сердечных циклов. Нажмите Сохранить.
    11. Измерьте три максимальные скорости наилучшего вида (PSAX или PLAX) и вычислите среднее значение. Используйте упрощенный принцип Бернулли для получения градиента PAB в миллиметрах ртутного столба (мм рт. ст.).

4. Магнитно-резонансная томография сердца

  1. Подготовка
    1. Анализ CMR проводится через 6 недель (т.е. через 42 дня) после операции PAB.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, более ранние временные точки после операции PAB могут быть выбраны, когда необходимо включить несколько временных точек, в зависимости от исследовательского вопроса. Можно рассмотреть более поздние временные точки; тем не менее, все чаще может произойти выход из строя дома на колесах и смерть.
    2. Используйте достаточно мощный магнит (как правило, для сканирования CMR грызунов используется >7 Тл). Для текущего протокола используется вертикальная система 9,4 Тл с заданным градиентом 1 500 мТ/м и диаметром отверстия 89 мм.
    3. Установите программное обеспечение для постобработки CMR для анализа объемов и масс в полученных изображениях. Программное обеспечение считается подходящим, если оно позволяет проводить ручную сегментацию для определения конечных диастолических (ЭД) и конечных систолических (ЭС) объемов (ЭДВ и ЭСВ соответственно) и массы желудочков (измеряется как ЭД, так и ЭС).
  2. Анестезия и фиксация
    1. Поместите мышь в индукционную камеру, заполненную смесью 5% изофлурана и 100% кислорода. Проверьте действие анестезии, дав болевой стимул путем ущипывания пальца ноги.
    2. Нанесите глазную мазь на глаза мыши, чтобы они оставались влажными во время сканирования.
    3. Поместите мышь в лежанку сканера для животных со встроенным подачей воздуха, нагретой (37 °C) смесью 1,5–2,5% изофлурана, 100% кислорода (0,15 л/мин) и комнатного воздуха (0,3 л/мин) и надавливающей подушкой, позволяющей наблюдать за частотой сердечных сокращений (цель 400–500 ударов в минуту) и частотой дыхания (цель ~35 вдохов в минуту) во время сканирования. Регулируйте анестезию на основе этих двух параметров. Убедитесь, что кровать изготовлена из пластика, без каких-либо магнитных материалов.
    4. Поместите лежанку животного с мышкой в сканер.
  3. Проведение магнитно-резонансной томографии сердца
    1. Выполните предварительную настройку путем настройки радиочастотной (РЧ) катушки в клетке для птиц на резонансной частоте 1 водород (1 Н).
    2. Затем установите магнитное поле как можно более однородным с помощью процедуры автоматического шимминга.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Компьютеризированный шимминг выполняется с помощью так называемого метода настройки, который использует площадь под 1 H FID в качестве параметра качества. В этой процедуре настройки определяемая пользователем группа оболочек (Z, Z2, X, Y, XZ и YZ) проверяется в итеративном цикле. Каждая последовательная прокладка регулируется индивидуально для максимального увеличения площади под FID. По сути, это линейная процедура, которая хорошо работает быстро.
    3. Оптимизируйте РЧ-импульс за счет максимизации одномерного профиля изображения с регулировкой мощности РЧ-импульса.
    4. Назначьте точное положение сердца в сканере, выполнив скаутское сканирование с помощью последовательности трипилота. Используйте быструю последовательность градиентного эха для получения изображений разведчика через грудную клетку: поперечный, корональный и сагиттальный срез. (Рисунок 1A, B, C)
    5. Отрегулируйте оси в соответствии с фактическими осями осевого, двухкамерного и четырехкамерного вида (рис. 1D, E).
    6. Затем расположите срезы кино перпендикулярно воображаемой оси между выходным трактом RV и крайней апикальной частью RV.
    7. Получите от десяти до одиннадцати киносрезов толщиной 1 мм без зазора между срезами, чтобы покрыть всю визуализацию RV сверху до основания (рис. 1F) с помощью метода самостробного выстрела с низким углом наклона IntraGate-fast (FLASH), который устраняет необходимость в электрокардиограмме (ЭКГ) и респираторном гейтинге. Параметры сбора данных представлены в таблице 1. Сохраните изображения в формате DICOM.
  4. Выполнение анализа полученных изображений
    1. Дважды щелкните по программе, чтобы открыть программу.
    2. Откройте изображения в программе постобработки CMR с помощью кнопки импорта .
    3. Определите конечную систолическую фазу (определяемую как фаза с визуально наименьшей полостью ПЖ) и конечную диастолическую фазу (определяемую как фазу с визуально самой большой полостью ПЖ).
    4. В соответствии с рекомендациями Общества сердечно-сосудистого магнитного резонанса49, рисуйте контуры эпикарда вручную в конце диастолы и в конце систолы от вершины к основанию, отмечая несколько точек на границе эпикарда каждого изображения. В последней точке сделайте двойной щелчок, чтобы завершить эпикардиальный контур.
    5. То же самое проделайте для эндокардиальных контуров. (Рисунок 2). ЭДВ ЛЕВОГО И ПРАВОГО ЖЕЛУДОЧКОВ, ЭСВ, ЭД масса и масса ЭС теперь автоматически рассчитываются программным обеспечением.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Масса определяется как объем миокарда, умноженный на плотность миокарда (т.е. 1,05).
    6. В зависимости от исследуемого вопроса и исследуемой популяции индексируйте эти переменные для размера субъекта с помощью длины голени или массы тела в соответствии с ранее опубликованными формулами50.
    7. Рассчитайте индекс эксцентриситета (ЭИ) как в конечной диастоле, так и в конечной систоле, разделив диаметр полости ЛЖ, параллельной внутрижелудочковой перегородке (ИВС), на диаметр полости ЛЖ, перпендикулярной ИВС, полученный по короткой оси на уровне среднего папилляра.
    8. Программное обеспечение рассчитывает объем удара (SV) в мл как figure-protocol-1, а фракцию выброса (EF, %) как figure-protocol-2.
    9. Рассчитайте сердечный выброс (CO) в мл/мин как figure-protocol-3. Частота сердечных сокращений измеряется вручную с помощью прижимной подушки, встроенной в кровать животного, как описано выше, потому что сканер не может адекватно регистрировать частоту сердечных сокращений.
    10. В зависимости от исследуемого вопроса и исследуемой популяции индексируйте CO и SV для размера субъекта с помощью длины голени или массы тела в соответствии с ранее опубликованными формулами50.

5. Статистический анализ

  1. Откройте программное обеспечение, используемое для визуализации данных и статистического анализа.
  2. Сортируйте данные по группам (PAB и фиктивным) по каждой группе в отдельном столбце.
  3. Используйте тест Манна-Уитни, чтобы сравнить PAB и фиктивный для каждой переменной.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Смертность при хирургической процедуре PAB составляет около 10%. Представленные результаты дают характеристику мышам в группах фиктивной (n = 5) и PAB (n = 8) группах. Как показано на рисунке 3, значения градиента PAB значительно увеличились по сравнению с фиктивными животными через 2 и 6 недель после PAB. Это увеличение нагрузки вызывало расширение ПЖ, выраженное в увеличении ПЖ, КДО и ВВ ПЖ (рис. 4A, B). Дисфункция ПЖ происходила по мере сниже...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол обеспечивает воспроизводимый метод PAB у мышей и последующую оценку сердечного ремоделирования и функциональной адаптации с помощью CMR.

ПАБ отличается от других моделей повышенной нагрузкой на РН тем, что предполагает абсолютное и статическое увеличение постнагрузки без наличия других триггеров. Нагрузка на давление ПЖ в моделях гипоксии, монокроталина, шунта или комбинации этих индукторов основана на ремоделировании легочной сосудистой системы....

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Университетский медицинский центр Гронингена заключил контракт с компаниями Actelion and Lilly на оказание консультационных услуг компании R.M.F. Berger, не относящихся к содержанию данной рукописи. Другие авторы заявляют, что у них нет конкурирующих интересов.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы хотели бы поблагодарить. Да Коста-Мартинс за ее поддержку в проведении экспериментов на животных в этом исследовании.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
14,0 МГц i13L-эхокардиографический преобразовательGE Healthcare, Уокеша, Висконсин, США
канюля
Игла 9,4G
томограф 9,4T с градиентом 1,500 мТл/м BrukerBioSpin, Эллинген, Германия
Индукционная камера
Blunt 25G
бупренорфина
хлорид-гексидина
CMRMedis Medical Imaging Systems, Лейден, НидерландыQmass версия 7.6
Программное обеспечение для визуализации данных и статистикиGraphPad Prism Inc, Ла-Хойя, Калифорния, СШАверсия 7.02
ЭхокардиографGE Healthcare, Уокеша, Висконсин, СШАVivid Dimension 7
Глазная мазь
Тепловой коврик
Инкубатор (37° C)
Изофлуран
Изофлуран испаритель
Минивентилятор для грызуновHugo Sachsмодель 687
монофиламент полипропилен 5-0 шовные нити
монофиламент полипропилен 6-0 шовные нити
игла и шприц для подкожной клетчатки
Педиатрические электрокардиограммы-наклейки Чистая
полигликолевая кислота 5-0 Швы
Стерильные хирургические инструменты
Маска
20G магнитно-резонансный для анестезиипрограммное обеспечение для постобработки Инъекции для искусственной вентиляции легких

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Norozi, K., et al. Incidence and Risk Distribution of Heart Failure in Adolescents and Adults With Congenital Heart Disease After Cardiac Surgery. The American Journal of Cardiology. 97 (8), 1238-1243 (2006).
  2. Borgdorff, M. A. J., et al. Clinical symptoms of right ventricular failure in experimental chronic pressure load are associated with progressive diastolic dysfunction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 79, 244-253 (2015).
  3. Koop, A. M. C., et al. Right ventricular pressure overload alters cardiac lipid composition. International Journal of Cardiology. , (2019).
  4. Faber, M. J., et al. Right and left ventricular function after chronic pulmonary artery banding in rats assessed with biventricular pressure-volume loops. American Journal of Physiology and Heart Circirculation Physiology. 291 (4), 1580-1586 (2006).
  5. Bogaard, H. J., et al. Chronic pulmonary artery pressure elevation is insufficient to explain right heart failure. Circulation. 120 (20), 1951-1960 (2009).
  6. Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).
  7. Rumsey, W. L., et al. Adaptation to hypoxia alters energy metabolism in rat heart. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 276 (1), 71-80 (1999).
  8. Drozd, K., et al. Effects of an endothelin receptor antagonist, Macitentan, on right ventricular substrate utilization and function in a Sugen 5416/hypoxia rat model of severe pulmonary arterial hypertension. Journal of Nuclear Cardiology. 24 (6), 1979-1989 (2017).
  9. Van Der Feen, D. E., et al. Shunt surgery, right heart catheterization, and vascular morphometry in a rat model for flow-induced pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (120), e55065(2017).
  10. Gomez-Arroyo, J., et al. Metabolic gene remodeling and mitochondrial dysfunction in failing right ventricular hypertrophy secondary to pulmonary arterial hypertension. Circulation: Heart Failure. 6 (1), 136-144 (2013).
  11. Bruns, D. R., Dale Brown, R., Stenmark, K. R., Buttrick, P. M., Walker, L. A. Mitochondrial integrity in a neonatal bovine model of right ventricular dysfunction. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 308 (2), 158-167 (2015).
  12. Zhang, W. H., et al. Up-regulation of hexokinase1 in the right ventricle of monocrotaline induced pulmonary hypertension. Respiratory Research. 15 (1), 119(2014).
  13. Paulin, R., et al. A miR-208-Mef2 axis drives the decompensation of right ventricular function in pulmonary hypertension. Circulation Research. 116 (1), 56-69 (2015).
  14. Sutendra, G., et al. A metabolic remodeling in right ventricular hypertrophy is associated with decreased angiogenesis and a transition from a compensated to a decompensated state in pulmonary hypertension. Journal of Molecular Medicine. 91 (11), 1315-1327 (2013).
  15. Balestra, G. M., et al. Increased in vivo mitochondrial oxygenation with right ventricular failure induced by pulmonary arterial hypertension: Mitochondrial inhibition as driver of cardiac failure. Respiratory Research. 16, 6(2015).
  16. Piao, L., et al. The inhibition of pyruvate dehydrogenase kinase improves impaired cardiac function and electrical remodeling in two models of right ventricular hypertrophy: Resuscitating the hibernating right ventricle. Journal of Molecular Medicine. 88 (1), 47-60 (2010).
  17. Piao, L., et al. FOXO1-mediated upregulation of pyruvate dehydrogenase kinase-4 (PDK4) decreases glucose oxidation and impairs right ventricular function in pulmonary hypertension: therapeutic benefits of dichloroacetate. Journal of Molecular Medicine. 91, 333-346 (2013).
  18. Sheikh, A. M., et al. Right ventricular hypertrophy with early dysfunction: A proteomics study in a neonatal model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 137 (5), 1146-1153 (2009).
  19. Olivetti, G., et al. Cellular basis of wall remodeling in long-term pressure overload-induced right ventricular hypertrophy in rats. Circulation Research. 63 (3), 648-657 (1988).
  20. Lauva, I. K., et al. Control of myocardial tissue components and cardiocyte organelles in pressure-overload hypertrophy of the cat right ventricle. The American Journal of Anatomy. 177 (1), 71-80 (1986).
  21. Fang, Y. H., et al. Therapeutic inhibition of fatty acid oxidation in right ventricular hypertrophy: Exploiting Randle's cycle. Journal of Molecular Medicine. 90 (1), 31-43 (2012).
  22. Piao, L., et al. Cardiac glutaminolysis: A maladaptive cancer metabolism pathway in the right ventricle in pulmonary hypertension. Journal of Molecular Medicine. 91 (10), 1185-1197 (2013).
  23. Sack, M. N., Disch, D. L., Rockman, H. A., Kelly, D. P. A role for Sp and nuclear receptor transcription factors in a cardiac hypertrophic growth program. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (12), 6438-6443 (1997).
  24. Broderick, T. L., King, T. M. Upregulation of GLUT-4 in right ventricle of rats with monocrotaline- induced pulmonary hypertension. Medical Science Monitor. 14 (12), 261-264 (2008).
  25. Enache, I., et al. Skeletal muscle mitochondrial dysfunction precedes right ventricular impairment in experimental pulmonary hypertension. Molecular and Cellular Biochemistry. 373 (1-2), 161-170 (2013).
  26. Sun, X. Q., et al. Reversal of right ventricular remodeling by dichloroacetate is related to inhibition of mitochondria-dependent apoptosis. Hypertension Research. 39 (5), 302-311 (2016).
  27. Adrogue, J. V., Sharma, S., Ngumbela, K., Essop, M. F., Taegtmeyer, H. Acclimatization to chronic hypobaric hypoxia is associated with a differential transcriptional profile between the right and left ventricle. Molecular and Cellular Biochemistry. 278 (1-2), 71-78 (2005).
  28. Sharma, S., et al. Dynamic changes of gene expression in hypoxia-induced right ventricular hypertrophy. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 286 (3), 1185-1192 (2004).
  29. Nouette-Gaulain, K., et al. Time course of differential mitochondrial energy metabolism adaptation to chronic hypoxia in right and left ventricles. Cardiovascular Research. 66 (1), 132-140 (2005).
  30. Graham, B. B., et al. Severe pulmonary hypertension is associated with altered right ventricle metabolic substrate uptake. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 309 (5), 435-440 (2015).
  31. Liu, A., et al. Estrogen maintains mitochondrial content and function in the right ventricle of rats with pulmonary hypertension. Physiological Reports. 5 (6), 1-12 (2017).
  32. Kobr, J., et al. Right Ventricular Pressure Overload and Pathophysiology of Growing Porcine Biomodel. Pediatric Cardiology. 37 (8), 1498-1506 (2016).
  33. Yerebakan, C., et al. Acute and chronic response of the right ventricle to surgically induced pressure and volume overload - an analysis of pressure-volume relations. Interactive CardioVascular and Thoracic Surgery. 10 (4), 519-525 (2010).
  34. Gufler, H., et al. Right Ventricular Function After Pulmonary Artery Banding: Adaptive Processes Assessed by CMR and Conductance Catheter Measurements in Sheep. Journal of Cardiovascular Translational Research. 12 (5), 459-466 (2019).
  35. Baicu, C. F., et al. Time course of right ventricular pressure-overload induced myocardial fibrosis: relationship to changes in fibroblast postsynthetic procollagen processing. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (9), 1128-1134 (2012).
  36. Manohar, M., et al. Regional myocardial blood flow and coronary vascular reserve in unanesthetized young calves exposed to a simulated altitude of 3500 m for 8-10 weeks. Circulation Research. 50 (5), 714-726 (1982).
  37. Fávaro, G. A. G., et al. Reversible pulmonary trunk banding: VII. Stress echocardiographic assessment of rapid ventricular hypertrophy in young goats. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 145 (5), 1345-1351 (2013).
  38. Nielsen, E. A., et al. Regional septal hinge-point injury contributes to adverse biventricular interactions in pulmonary hypertension. Physiological Reports. 5 (14), 1-13 (2017).
  39. Borgdorff, M. A., et al. Sildenafil enhances systolic adaptation, but does not prevent diastolic dysfunction, in the pressure-loaded right ventricle. European Journal of Heart Failure. 14 (9), 1067-1074 (2012).
  40. Gold, H., Prindle, K., Levey, G., Epstein, S. Effects of experimental heart failure on the capacity of glucagon to augment myocardial contractility and activate adenyl cyclase. The Journal of Clinical Investigation. 49 (5), 999-1006 (1970).
  41. Brittain, E. L., et al. Right ventricular plasticity and functional imaging. Pulmonary Circulation. 2 (3), 309-326 (2012).
  42. Jiang, L., et al. Three-dimensional Echocardiography In Vivo Validation for Right Ventricular Volume and Function. Circulation. 89, 2342-2350 (1994).
  43. Markiewicz, W., Sechtem, U., Higgins, C. B. Evaluation of the right ventricle by magnetic resonance imaging. American Heart Journal. 113 (1), 8-15 (1987).
  44. Pattynama, P. M. T., et al. Reproducibility of MRI-derived measurements of right ventricular volumes and myocardial mass. Magnetic Resonance Imaging. 13 (1), 53-63 (1995).
  45. Wiesmann, F., et al. Comparison of fast spiral, echo planar, and fast low-angle shot MRI for cardiac volumetry at .5T. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 8 (5), 1033-1039 (1998).
  46. Van der Feen, D. E., et al. Multicenter Preclinical Validation of BET Inhibition for the Treatment of Pulmonary Arterial Hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 200 (7), 910-920 (2019).
  47. da Costa Martins, P. A., et al. MicroRNA-199b targets the nuclear kinase Dyrk1a in an auto-amplification loop promoting calcineurin/NFAT signalling. Nature Cell Biology. 12 (12), 1220-1227 (2010).
  48. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. Journal of Visualized Experiments. (84), e51041(2014).
  49. Schulz-Menger, J., et al. Standardized image interpretation and post processing in cardiovascular magnetic resonance: Society for Cardiovascular Magnetic Resonance (SCMR) Board of Trustees Task Force on Standardized Post Processing. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 1-19 (2013).
  50. Hagdorn, Q. A. J., et al. A novel method optimizing the normalization of cardiac parameters in small animal models: The importance of dimensional indexing. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 316 (6), 1552-1557 (2019).
  51. Scherrer-Crosbie, M., et al. Determination of Right Ventricular Structure and Function in Normoxic and Hypoxic Mice. Circulation. 98 (10), 1015-1021 (2012).
  52. Wiesmann, F., et al. Analysis of right ventricular function in healthy mice and a murine model of heart failure by in vivo MRI. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (3), 1065-1071 (2002).
  53. Lu, X., et al. Accuracy and Reproducibility of Real-Time Three-Dimensional Echocardiography for Assessment of Right Ventricular Volumes and Ejection Fraction in Children. Journal of the American Society of Echocardiography. 21 (1), 84-89 (2008).
  54. Soriano, B. D., et al. Matrix-array 3-dimensional echocardiographic assessment of volumes, mass, and ejection fraction in young pediatric patients with a functional single ventricle: A comparison study with cardiac magnetic resonance. Circulation. 117 (14), 1842-1848 (2008).
  55. Damy, T., et al. Prevalence of, associations with, and prognostic value of tricuspid annular plane systolic excursion (TAPSE) among out-patients referred for the evaluation of heart failure. Journal of Cardiac Failure. 18 (3), 216-225 (2012).
  56. Kowalik, E., Kowalski, M., Rózański, J., Kuśmierczyk, M., Hoffman, P. The impact of pulmonary regurgitation on right ventricular regional myocardial function: An echocardiographic study in adults after total repair of tetralogy of fallot. Journal of the American Society of Echocardiography. 24 (11), 1199-1204 (2011).
  57. Koestenberger, M., et al. Systolic right ventricular function in pediatric and adolescent patients with tetralogy of Fallot: Echocardiography versus magnetic resonance imaging. Journal of the American Society of Echocardiography. 24 (1), 45-52 (2011).
  58. Bovens, S. M., et al. Evaluation of infarcted murine heart function: Comparison of prospectively triggered with self-gated MRI. NMR in Biomedicine. 24 (3), 307-315 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cardiac Magnetic ResonanceBiventricular FunctionPulmonary Artery BandingRight Ventricular FunctionMouse Heart ImagingVentricular MorphologyCine MRIPulmonary HypertensionEchocardiography AssessmentRV Remodeling
Video Coming Soon

Related Articles