Целью данной статьи является описание утонченного метода интубации лабораторной мыши. Метод является неинвазивным и, следовательно, идеально подходит для исследований, которые требуют последовательного мониторинга дыхательной функции и / или зависания лечения в легких.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Повторная интубация оротрахии у мышей
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Литература описывает несколько методов интубации мыши, которые либо требуют визуализации glottis через полость рта или разрез в брюшной шее для прямого подтверждения размещения канюли в трахее. Относительная трудность или травма тканей, вызванная предметом такими процедурами, может быть препятствием для способности следователя проводить продольные исследования. Эта статья иллюстрирует технику, в которой физические манипуляции с мышью после использования депиляции для удаления волос из брюшной шеи позволяет транскожную визуализацию трахеи для оротрахальной интубации, независимо от степени кожи Пигментации. Этот метод безобиден для предмета и легко достигается с ограниченным пониманием анатомии мурин. Этот изысканный подход облегчает повторную интубацию, которая может быть необходима для мониторинга прогрессирования заболевания или зависания лечения. Использование этого метода может привести к сокращению количества животных и технических навыков, необходимых для измерения функции легких в мышиных моделях респираторных заболеваний.
Введение
Лабораторная мышь является общей моделью животных для респираторных заболеваний человека. Таким образом, существует несколько опубликованных методов интубации мыши с целью как зависания процедур, так и измерения дыхательной механики. Большинство описанных процедур требуют визуализации glottis через полость рта со специализированным оборудованием, таким как ларингоскоп или волоконно-оптический источник света1,2,3,,4,,55,6,7. Однако, это может быть трудно, когда требуется относительно большая канюля, так как она может скрыть мнение исследователя. Limjunyawong et al.8 обратились к этой проблеме с помощью метода интубации, при котором небольшой кожный разрез делается вдоль средней линии брюшной шеи, позволяющей визуализировать трахею. После процедуры разрез закрывается клеем ткани.
Для исследований, требующих частых повторных интубации, последовательное обрезка и закрытие этого участка требует дебридирования кожи края и травмы тканей брюшной шеи. Цель юрисподхода к визуализации транскожной трахеи к устной интубации заключается в предоставлении усовершенствованной, неинвазивной техники, специально подходящей для повторных исследований интубации, а также одиночных интубации у мышей.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Все виды деятельности животных, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию (IACUC) Университета штата Огайо и проводились в аккредитованных AAALAC учреждениях.
1. Процедура подготовки
- Постройте интубную платформу. Для достижения соответствующего наклона платформы используйте трехдюймовый (7,6 см) 3-кольцевый связующий. Сложите длину 15–20 см в длину 3-0 шелка или другого материала нити пополам и привяжите концы нити к верхней части наклонной платформы лентой, чтобы создать петлю подвески(рисунок 1).
- Выберите канюли соответствующего размера и длины.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для мыши длиной 20–30 г можно использовать катетер длиной от 20 до 30 г. Для этого исследования были использованы 18 недельные самки BALB/c и 10-недельные мыши C57BL/6 (n no 3 каждого штамма). Непрозрачный белый катетер оболочки обеспечивает лучшую транскожную визуализацию. - Вырежьте скобы на дистальном кончике катетера и разгладьте поверхность разреза абразивной бумагой, чтобы создать округлый кончик скотоводства. Аккуратно создайте небольшой изгиб в канюле примерно на 1 см от скобелевк(рисунок 2).
ПРИМЕЧАНИЕ: Для каждой мыши следует использовать новый катетер. - Анестезируйте мышь кетамин (5,4 мг/г массы тела) и ксилазин (16 мкг/г массы тела) вводят интраперитонеально. Нанесите стерильную офтальмологическую мазь на глаза.
ПРИМЕЧАНИЕ: Правильная глубина анестезии достигается за счет отсутствия реакции мыши на твердую щепотку ног. - Приостановить мышь в положении на спине на интубации платформы, зацепив верхние резцы вокруг шелковой нити в верхней части угловой поверхности (Рисунок 3). После того, как мышь прямо расположен в подошве лежачих, аккуратно схватить основание хвоста и втянуть хвост к столу. Поместите кусок ленты над основанием хвоста, чтобы обеспечить мышь.
- Нанесите крем для депилатория(Таблица материалов)в брюшной шейки матки в течение 30-45 с, затем удалить все крем для депиляции из шейки матки с помощью сухой марли. Повторите процесс подачи заявки, если это необходимо. Тщательно промыть кожу сольник или дистиллированной воды, чтобы удалить любые остатки затем протрите сухой.
2. Процедура интубации
- Используйте прямые, плоские щипцы в недоминирующей стороны, чтобы осторожно втянуть язык таким образом, что достаточно открывает рот для введения канюли.
ПРИМЕЧАНИЕ: Крысиные зубные щипчи не должны использоваться, так как это повредит язык. - С доминирующей рукой, заранее канюли в рот так, что конец, который является дистальным к небольшому изгибу против крыши рта субъекта.
- Отпустите язык и сдвиньте плоский край закрытых щипц вдоль брюшной шеи до тех пор, пока манубриум не будет достигнут. Это движение боково вытесняет слюнные железы и выравнивает мышцы, покрывающие трахею. Трахея появляется транскожно, как белая линия(рисунок 3A). При необходимости поверните щипцы в направлении черепадора, сохраняя при этом напряжение на коже в каудальном направлении, чтобы вызвать боковое смещенные слюнные железы к пику. Этот маневр создает больше контраста вокруг трахеи(рисунок 3B).
ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте чрезмерной силы на брюшной шее, так как она может разрушить трахею и ухудшить дыхание. - Предварительный канюли в то время как одновременно рыбалка дистальный кончик канюли ventrally путем supination доминирующей стороны с одновременным сгибанием запястья.
- Надлежащее размещение канюли указывается на визуализацию непрозрачной канюли в трахее(рисунок 4B,D). Если канюля была выдвинута мимо уровня происхождения массыции мышц и визуализации канюли в трахееи не было подтверждено, отказаться от канюли и повторного маневра.
- Подтвердите правильное размещение канюли, подключив лампу инфляции легких к канюле и наблюдая грудное расширение с одновременной депрессией устройства.
- Не вытесняя канюлу, тщательно отцепляйте резцы мыши с интубирующей платформы. Переместите мышь на горизонтальную платформу(Таблица материалов)и вставьте канюлю в адаптер на вентиляторе. После глубокой инфляции, проветрить мышь в течение 60 с затем измерить сопротивление дыхания.
3. Восстановление
- Как только процедура будет завершена, переместите мышь на разогретую платформу. Обеспечить постоянную стимуляцию через легкий нос или хвост щепотки для поощрения спонтанного дыхания.
- Экстубация может произойти, когда мышь только начинает жевать. Возьмите канюль на уровне концентратора и осторожно потяните трубку кранистом и от мыши, пока канюля не будет полностью удалена из рта субъекта.
ПРИМЕЧАНИЕ: Предпочтительно обеспечить поддержку дыхательных путей жесткой канюлей как можно дольше во время процесса восстановления. - После экстубации перенесите мышь в чистую клетку восстановления с тепловой поддержкой. Непрерывно следите за мышью до тех пор, пока она не будет полностью амбулаторной, и восстановление завершено.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Серийный мониторинг исходной легочной функции
Восемнадцатинедельная самка BALB/c и 10-недельная мышь C57BL/6 (n no 3 каждого штамма) были интубированы с помощью описанного метода в день 0, 3, 10 и 17. После интубации на каждый день, предмет был подключен к механической вентилятора поставляется со 100% кислорода(Таблица материалов). Дыхательная устойчивость (Rrs) была измерена с использованием метода принудительного колебания в течение 60 с после глубокой инфляции до 25 см H2
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Интубация с использованием транскожной методики визуализации трахеи предлагает изысканный подход к стандартному методу разреза кожи. При особом внимании к нескольким ключевым шагам интубация может быть легко и быстро достигнута. Зверь должен быть помещен прямо в подошве лежачих на интубации платформы с мышью обеспеченных в нежном опровержения. Это расширит животное в вертикальное выравнивание и правильное позиционирование для интубации. Кроме того, крем для депилационного крема не должен оставаться в контакте с кожей жив...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторам нечего раскрывать.
Благодарности
Авторы благодарят Люсию Розас, Лорен Дулиттл, Лизу Джозеф и Линдси Фергюсон за техническую помощь и университетскую лабораторию животных ресурсов за поддержку по уходу за животными. Эта работа финансируется NIH T35OD010977 и R01-HL102469.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 18 г x 1 1/4" катетер для внутривенного введения, Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | Канюля для интубации |
| 70% этанол, 10 л | Fisher Scientific | 25467025 | Чистящая канюля |
| Абразивная бумага (наждачная бумага) | Porter-Cable | 74001201 | препарат канюли |
| AnaSed (стерильный раствор ксилазина) для инъекций (100 мг/мл) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | Анестезия |
| Синяя маркировочная лента (0,5 in x 14 ярдов) | Fisher Scientific | 15966 | Фиксация на платформе для интубации |
| Плетеный шелковый шовный материал без иглы, нестерильный, (3-0) | Henry Schein | Item #1007842 | Платформа для интубации |
| Deltaphase Изотермическая прокладка | Braintree Scientific | 39DP | Терморегуляция и восстановление мыши |
| Deltaphase Operating Доска | Braintree Scientific | 39OP | Восстановление мышей (до экстубации) |
| Дистиллированная вода | ThermoFisher | 15230253 | Очистка мыши после депиляции |
| Глазные ножницы, угловые, острые/острые | Гарвардский аппарат | 72-8437 | Подготовка канюли |
| FlexiVent (FX Модуль 2) | Scireq | N/A | Запись данных о функции легких (не требуется для выполнения процедуры, использовано в этом исследовании для валидации процедуры) |
| Марлевые губки | Fisher scientific | 13-761-52 | Эпиляция |
| Сверхмощные 3-дюймовые биндеры с 3-кольцевым просмотром | Скобы | 24690CT | Платформа для интубации |
| Программное обеспечение Instat | Graphpad | N/A | Программное обеспечение для статистического анализа |
| Инсулиновый шприц (0,5 куб. см, U100) | Fisher Научное | 329461 | Введение анестезии |
| Кетамин гидрохлорид для инъекций, USP (100 мг/мл) | Llyod Laoratories | Список No 4871 | Анестезия |
| Лампа для надувания легких | Гарвардский аппарат | 72-9083 | Подтвердите размещение канюли |
| Микрощипцы, изогнутые, гладкие | Гарвардский аппарат | 72-0445 | Втяните язык и создайте напряжение на шее для визуализации |
| канюлиNair (лосьон для снятия волос), флакон 9 унций | Church & Dwight | 42010440 | Эпиляция |
| Стерильный физиологический раствор (0,9%), 10 мл | Fisher Scientific | NC9054335 | Анестезия, очищение кожи после эпиляции |
Ссылки
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
- Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
- Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
- Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).
- Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
- McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
