Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Элиминация серотонинергических нейронов путем стереотаксического введения 5,7-дигидрокситриптамина в ядра дорсальной рафе мышей

3.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/60968

⸱

1 мая 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute for Regenerative Medicine, Shanghai East Hospital, Frontier Science Center for Stem Cell Research, School of Life Sciences and Technology, Tongji University, 2Department of Ophthalmology, Shanghai Tenth People's Hospital Affiliated to Tongji University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает мышиную модель с поражением дорсального ядра рафа (DRN) (>90% выживаемость у экспериментальных мышей) со стабильной потерей серотонинергических нейронов дорсального рапа путем стереотаксической инъекции 5,7-дигидрокситриптамина в DRN с использованием углового подхода для предотвращения повреждения верхнего сагиттального синуса.

Аннотация

Стереотаксическая инъекция широко используется для прямой доставки соединений или вирусов в целевые области мозга у грызунов. Прямое нацеливание на серотонинергические нейроны в дорсальном ядре рафе (DRN) может вызвать чрезмерное кровотечение и смерть животного из-за его расположения ниже верхнего сагиттального синуса (SSS). Этот протокол описывает создание мышиной модели с серотонинергическим поражением нейронов DRN (выживаемость >90%) со стабильной потерей >70% 5-HT-положительных клеток в DRN. Поражение индуцируется стереотаксическим введением селективного серотонинергического нейротоксина 5,7-дигидрокситриптамина (5,7-ДГТ) в ДРН с использованием углового доступа (30° в переднем/заднем направлении) во избежание повреждения ССС. У мышей с серотонинергическим поражением нейронов DRN наблюдаются тревожные изменения в поведении, что помогает подтвердить успех операции по удалению DRN. Этот метод используется здесь при поражениях DRN, но он также может быть использован для других стереотаксических инъекций, требующих угловых инъекций для избежания срединных структур. Эта мышиная модель с серотонинергическим поражением нейронов DRN представляет собой ценный инструмент для понимания роли серотонинергических нейронов в патогенезе психических расстройств, таких как генерализованное тревожное расстройство и большое депрессивное расстройство.

Введение

Серотонин, или 5-гидрокситриптамин (5-HT), является важным нейромедиатором, в основном вырабатываемым в кишечнике и мозге и влияющим на различные психологические функции. В центральной нервной системе (ЦНС) серотонинергическая система играет центральную роль в регуляции настроения и социального поведения, сна и бодрствования, аппетита, памяти и сексуального желания. В ЦНС серотонин синтезируется серотонинергическими нейронами, которые можно разделить на следующие две группы: ростральная группа, которая имеет восходящие проекции, иннервирующие практически весь мозг; и каудальная группа, которая в основном проецируется на спинной мозг1. Ростральная группа, которая содержит около 85% серотонинергических нейронов в мозге, состоит из каудального линейного ядра, срединного ядра рафа и DRN, в котором находится самая большая популяция серотонинергических нейронов в мозге.

Считается, что нарушение регуляции серотонинергической системы связано с патогенезом большого депрессивного расстройства (БДР) и генерализованных тревожных расстройств (ГТР)2. Это связано с тем, что селективные ингибиторы обратного захвата серотонина (СИОЗС) являются эффективным фармакологическим лечением этих психических расстройств 3,4. Кроме того, накопленные данные свидетельствуют о том, что мания5 и суицидальное поведение6 могут быть связаны с более низкими уровнями функционирования серотонина в ДРН. Также сообщалось, что Pet1-Cre; Мыши Lmx1bflox/flox и мыши hTM-DTAiPet1 (генетические модели мышей, в которых отсутствует большинство центральных серотонинергических нейронов поздней эмбриональной стадии7 и взрослого возраста8 соответственно) демонстрируют улучшенную контекстуальную память на страх. Однако, несмотря на обширные исследования, точное участие серотонинергических нейронов DRN в этих психических расстройствах еще предстоит выяснить.

Для изучения механизмов, с помощью которых серотонинергические нейроны DRN регулируют патогенез серотониновых психических расстройств, связанных с серотонином, были созданы животные модели. Оптогенетические инструменты были применены для ингибирования серотонинергических нейронов у крыс DRN, и эти животные демонстрируютповышенное тревожное поведение. Однако оптогенетика имеет ограничения. Например, устройство для доставки света должно быть имплантировано в целевую область глубоко внутри мозга, и окружающие ткани могут быть повреждены во время операции по имплантации или теплом, излучаемым световым устройством. Даже если изменение температуры может и не вызвать заметного повреждения тканей мозга, оно все равно может вызвать замечательные физиологические и поведенческиеэффекты.

Фармакологические манипуляции могут быть более простым подходом к созданию моделей животных с серотонинергическими нейронами DRN. В некоторых группах у крыс с поражением серотонинергических нейронов ДРН были получены путем стереотаксической микроинъекции серотонинового нейротоксина 5,7-ДГТ в ДРН. Тем не менее, эти модели крыс демонстрируют различные поведенческие изменения, такие как анксиолитическое поведение11, повышенное тревожное поведение12 и нарушение памяти на объекты13. Несмотря на множество исследований на крысах, было проведено меньше исследований о влиянии 5,7-ДГТ на мышей. Одна группа сообщила о чрезмерной смертности (>50%) и ограниченном истощении серотонина у подопытных мышей, получавших стереотаксические микроинъекции 5,7-ДГТ в DRN14. Другая группа сообщила, что непредсказуемый хронический легкий стресс (UCMS) может вызвать значительное изменение латентности атаки у мышей, пораженных 5,7-DHT-индуцированным DRN. Тем не менее, не было предоставлено гистологических результатов, подтверждающих точную потерю серотонинергических нейронов в DRN15. Стереотаксическое введение в ДРН с использованием стандартных процедур может привести к массивному кровотечению и высокой смертности мышей, учитывая тот факт, что анатомическое расположение ДРН находится ниже ССС16.

Этот протокол описывает протокол для создания модели мыши, пораженной серотонинергическими нейронами DRN (выживаемость >90% экспериментальных мышей) со стабильной потерей серотонинергических нейронов DRN путем стереотаксической инъекции 5,7-DHT. При инъекции в DRN используется угловой подход для предотвращения повреждения SSS. Эта операция неизменно вызывает потерю серотонинергических нейронов на >70% в DRN мышей и приводит к изменениям поведения, связанным с тревогой. Используемый здесь протокол предназначен для индукции поражений DRN, но он также может быть полезен исследователям, которые хотят выполнять стереотаксические инъекции в другие срединные структуры. Кроме того, эта мышиная модель с поражением серотонинергических нейронов DRN является ценным инструментом для понимания роли серотонинергических нейронов при психических расстройствах (т.е. БДР и ГТР) и оценки потенциальных нейропротекторных агентов или терапевтических стратегий для этих состояний.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все хирургические вмешательства и процедуры по уходу за животными были одобрены Комитетом по животным Школы наук о жизни и технологий Университета Тунцзи, Шанхай, Китай.

1. Содержание животных

  1. Содержание самцов мышей C57BL/6NCrl (возраст 10 недель, 25 г, n = 21) в стандартных условиях (температура 24 °C; влажность 55%) в соответствии с циклом свет/темнота 12 ч/12 ч.
  2. Обеспечьте едой и водой в неограниченном количестве.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь три мыши используются для подтверждения следа иглы.

2. Приготовление реагентов

ПРИМЕЧАНИЕ: Во избежание загрязнения все этапы приготовления препарата должны выполняться в ламинарном вытяжном шкафу. Все приготовленные растворы хранятся в морозильной камере при температуре -80 °C. Рекомендуется использовать по одной аликвоте за один раз, полностью разморозить, хорошо перемешать перед использованием, выбросить остатки в тюбик и избегать повторного замораживания и размораживания.

  1. Растворите 0,25 г дезипрамина гидрохлорида в 100 мл 0,9% физиологического раствора до получения раствора 2,5 мг/мл. Стерилизуют раствор с помощью шприцевого фильтра с гидрофильной PES-мембраной размером пор 0,22 мкм. Затем распределите раствор (1,8 мл/пробирку) в пробирки микроцентрифуги (ВП) объемом 2 мл. Немедленно наклейте этикетку, укажите дату и храните в морозильной камере при температуре -80 °C. Рекомендуемая дозировка для использования животными составляет 25 мг/кг.
  2. Растворите 5 мг 5,7-ДГТ в 1,67 мл 0,9% физиологического раствора, содержащего 0,1% аскорбиновой кислоты, до получения раствора 3 мкг/мкл. Вихрем аккуратно перемешать, простерилизовать раствор с помощью шприцевого фильтра (размер пор 0,22 мкм) и аликвотировать раствор (10 мкл/тюбик) в пробирки EP объемом 0,5 мл. Немедленно наклейте этикетку, укажите дату и заморозьте при температуре -80 °C. Рекомендуемая дозировка для использования животными составляет 2 μл/мышь.
  3. Растворите кетопрофен (обезболивающее) по ранее описанному способу17. Растворите 250 мг кетопрофена в 15 мл воды и 1 мл 1 М NaOH, отрегулируйте pH до 7,3 и составьте конечный объем до 125 мл, в результате чего конечная концентрация составит 2 мг/мл. Стерилизуют раствор с помощью шприцевого фильтра 0,22 мкм и аликвотируют раствор (0,4 мл/тюбик) в пробирки EP объемом 1,5 мл. Наклейте этикетку, укажите дату и заморозьте при температуре -80 °C до использования. Рекомендуемая дозировка для использования животными составляет 5 мг/кг.

3. Подготовка инструментов и мышей

  1. Подготовьте хирургический пакет (содержащий скальпель, пару тканевых щипцов, ножницы, иглодержатель, шовные материалы 3-0, ушные бирки и аппликатор ушных бирок), предварительно стерилизованный в высокотемпературных автоклавах. Поместите 75% этанол, повидон-йод, 3% перекись водорода, раствор средства (0,1% аскорбиновой кислоты в 0,9% физиологическом растворе), ватный тампон, глазную мазь офлоксацина и клетку для восстановления мышей на верхнюю часть грелки с помощью шприца Hamilton с иглой 32 G и шприцем объемом 1 куб. см.
  2. h Перед введением 5,7-ДГТ взвесьте и запишите массу тела мышей, затем подвергнуть их внутрибрюшинным (в/в) инъекциям дезипрамина (2,5 мг/мл, 10 мкл/г веса).
    Примечание: Целью введения дезипрамина за 1 ч до инъекции 5,7-ДГТ является предотвращение потери катахоламинергических клеток18.
  3. Обезболить мышей с помощью ингаляционной анестезии изофлураном (3% во время индукции, 1,5% во время поддержания, скорость потока = 2 л/мин). Вводите кетопрофен (2 мг/мл, 2,5 мкл/г веса) путем подкожной инъекции. Подтвердите достаточную глубину анестезии отсутствием реакции на защемление хвоста.

4. Стереотаксический впрыск

  1. Поместите мышь под наркозом на стереотаксическую платформу, затем зафиксируйте ее голову ушными планками и планкой резцов стереотаксического аппарата.
  2. Побрейте голову мыши, затем очистите открытую кожу головы одним скрабом 75% этанола, а затем одним скрабом повидон-йода.
  3. Нанесите мазь с лидокаином на кожу головы с помощью ватного тампона для обеспечения местной обезболивания. Нанесите глазную мазь офлоксацина на глаза, чтобы защитить роговицу.
  4. Сделайте разрез на волосистой части головы по средней линии с помощью скальпеля от 1 мм позади глаз до межушной линии.
  5. Используйте тампон, смоченный на 3% перекисью водорода, чтобы удалить надкостницу, затем высушите череп и обнажите черепные швы. Отметьте расположение брегмы и лямбды.
  6. Отрегулируйте положение головы с помощью резцов до тех пор, пока брегма и лямбда не окажутся в одной горизонтальной плоскости. Отрегулируйте кончик иглы так, чтобы он касался брегмы или лямбды, запишите медиальные/латеральные (ML) и дорсальные/вентральные (DV) координаты, а также отрегулируйте планку резцов так, чтобы координаты DV и ML брегмы и лямбды были равны соответственно.
  7. Разблокируйте перпендикулярную кнопку позиционирования и стопорный винт, затем установите рычаг манипулятора (ось Z) на 30° в переднем/заднем направлении (AP), как показано на рисунках 1A, B. Заблокируйте кнопку.
  8. Закрепите на держателе шприц Гамильтона, наполненный 2 мкл 5,7-ДГТ (3 мкг/мкл) (для фиктивной группы мышам вводят 0,9% физиологического раствора, содержащего 0,1% аскорбиновой кислоты). Отрегулируйте кончик иглы так, чтобы он касался ориентира брегмы, затем обнулите значения ML, AP и DV с помощью модуля цифрового дисплея.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Раствор 5,7-DHT представляет собой жидкость коричневого цвета, что позволяет легко определить, правильно ли заполнен шприц Hamilton. Если нет доступа к модулю цифрового дисплея, запишите число, отображаемое на трех осях, когда кончик иглы касается брегмы, а конечные координаты представляют собой «записанное число плюс координата, указанная в настоящем протоколе». Например, если записанное число на манипуляторе манипулятора по оси Y (направление A/P) равно "a", то конечная координата в направлении A/P должна быть "a - 6.27".
  9. Переместите руку манипулятора, чтобы отрегулировать кончик иглы в положение для инъекции (APa = -6,27, ML = 0; формула для вычисления конечных координат приведена на рисунке 1B). Отметьте целевое положение маркером.
  10. Просверлите отверстие для заусенцев с помощью портативной высокоскоростной дрели с микромотором, затем переместите руку манипулятора, чтобы опустить кончик иглы к цели (DVa = -4,04). Медленно введите 2 мкл раствора в мозг (0,5 мкл/3 мин), удерживая иглу на месте еще 5 мин, чтобы предотвратить утечку раствора. Аккуратно извлеките иглу после инъекции.
  11. Наложите прерывистые швы на разрез с помощью 3-0 швов. Оберните зашитый разрез ватным тампоном, смоченным в повидон-йоде, чтобы избежать инфицирования.
  12. Очистите правое ухо ватным тампоном с повидон-йодом, затем приложите стерилизованную ушную бирку к основанию уха для идентификации.
  13. Извлеките подопытных мышей из стереотаксического аппарата и поместите в клетку для восстановления мышей поверх грелки до тех пор, пока не будет наблюдаться полное восстановление после анестезии.

5. Послеоперационный уход за мышами

  1. Мышам вводили подкожные инъекции кетопрофена 1 раз в день в течение 2 дней после операции.
  2. Осматривайте мышей ежедневно в течение 7 дней после операции.

6. Испытание Т-образного лабиринта с приподнятым уровнем

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните тест так, как описано ранее19,20.

  1. Убедитесь, что испытание с надземным Т-образным лабиринтом (ETM) состоит из двух открытых рукавов (30 см x 5 см x 0,5 см) перпендикулярно двум закрытым рукавам (30 см x 5 см x 16 см x 0,5 см) с центральной платформой (5,0 см x 5,0 см x 0,5 см). Один из закрытых рычагов заблокирован непрозрачным пластиковым листом, образуя Т-образную форму (Рисунок 2A).
  2. За три дня до теста ЭТМ приучайте животных к ежедневной работе в течение 5 минут.
  3. На 30-й день после операции проведите тест ЭТМ.
  4. В день поведенческого тестирования подвергните мышей воздействию одной из открытых объятий в течение 10 минут.
  5. Для тестирования на избегание ингибиторов поместите каждую мышь в дистальный конец закрытой руки и запишите время, затраченное на то, чтобы покинуть эту руку четырьмя лапами в трех попытках. Первое испытание — это исходное избегание, второе — избегание 1, а третье испытание — избегание 2.
  6. Держите мышей в клетках в течение 30 секунд между тропами и установите время отсечения (здесь для каждой попытки используется 300 секунд).

7. Перфузия, фиксация, иммуногистохимическое окрашивание и количественное определение

  1. В конце исследования (через 35 дней после операции, после поведенческого теста) проведите перфузию и фиксацию всего тела, как только мышь будет находиться под общей анестезией.
    1. Обезболите мышь, как описано в шаге 3.3. Поместите мышь, находящуюся под глубоким наркозом, в положение лежачего на спине.
    2. Намочите мех 75% спиртом по всей брюшной области.
    3. Сделайте надрез ниже грудины с последующим V-образным разрезом в грудной клетке. Возьмитесь за грудную клетку с помощью зажима, чтобы обнажить сердце.
    4. Введите иглу для венозной инфузии в левый желудочек, затем немедленно разрежьте придаток предсердия ножницами, чтобы дать крови вытечь.
    5. Включите перистальтический насос для перфузирования физиологического раствора во всем организме через кровеносную систему. Переключитесь с физиологического раствора на 4% параформальдегид (PFA), когда жидкость, выходящая из правого предсердия, становится прозрачной, а цвет печени меняется с красного на бледно-красный. Перфузируйте еще 5 мл 4% ПФА, когда хвост мыши двигается, а тело становится жестким.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Покачивание мышиного хвоста является признаком адекватной перфузии.
  2. Изоляция головного мозга после внутрисердечной перфузии с 4% PFA
    1. Обезглавите мышь с помощью больших ножниц, затем разрежьте кожу, чтобы обнажить череп.
    2. Сделайте два надреза у основания черепа (соединенного с шеей), сделайте один надрез по линии, соединяющей глаза, затем разрежьте череп по сагиттальному шву. Захватите и снимите череп каждого полушария наружу, чтобы обнажить мозг с помощью щипцов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Разрезание черепа по сагиттальному шву должно выполняться аккуратно, иначе мозг может быть поврежден и разделен на части.
    3. Извлеките мозг и поместите его в 4% PFA при температуре 4 °C на ночь для постфиксации, затем переведите мозг в 30% сахарозу, пока он не опустится на дно.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обезвоживание с использованием 30% сахарозы не требуется, если срезы разрезаются вибратомом.
  3. Впитайте лишнюю жидкость вокруг салфетки с помощью бумажного полотенца перед введением. Внедрите мозговую ткань в ОКТ ростральной поверхностью на патроне.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ориентация образца имеет важное значение. Ростральная поверхность мозга должна быть прикреплена к патрону, чтобы убедиться, что режущая кромка является каудальной частью.
  4. С помощью криостата разрезать корональный срез DRN (4,0–4,8 мм позади брегмы) на толщине 30 мкм (интервалы в четыре сечения) и собрать срезы в PBS. Хранить в отделе мозга раствор для криоконсервации (СКС) при температуре -20 °С.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Идентификация DRN очень важна. Последовательные анатомические структуры показаны на рисунках 3A–H. Характерными структурами являются: латеральная выемка четвертого желудочка (LR4V, красная пунктирная линия на рис. 3A,E), четвертый желудочек (4V, красный пунктирный треугольник на рис. 3B,F), вторая мозжечковая долька (2Cb, ромбовидная структура красной черточки на рис. 3C/G) и акведук (Aq, красное черное отверстие на рис. 3D,H). Начните собирать ткани, когда наблюдаются структуры, как показано на рисунке 3D, H, затем разрежьте на срезы толщиной 30 мкм (интервалы из четырех сечений), чтобы получить всего 24 корональных среза. Окрашивание срезов методом H&E показано на рисунке 3E–H. Четвертый участок каждого из четырех участков будет выбран для проведения иммунофлуоресцентного окрашивания. Остальные разделы хранятся в СКС. Если трудно распознать конструкции, полезно закрепить одну часть секций на горке.
  5. Проводят иммуногистохимический анализ, как описано ранее21,22.
  6. Подсчитайте 5-HT-положительные клетки на разных уровнях сечения по всей DRN с помощью ImageJ.

8. Статистический анализ

  1. Используйте статистическое программное обеспечение для анализа данных. Выразите результаты в виде средств ± SEM.
  2. Обработайте значения для статистического анализа с помощью двустороннего ANOVA или непарного t-критерия и рассмотрите различия, значимые при **p < 0,01.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В корональном разрезе расположение DRN находится чуть ниже SSS и акведука (рис. 1B,C); таким образом, нацеливание на DRN с использованием стандартных процедур может привести к массивному кровотечению и высокой смертности у мышей16. Поэтому здесь были выполнены стереотаксические инжекции с использованием углового подхода вместо стандартного вертикального, чтобы избежать повреждения НДСС (рис. 1A,B). Чтобы ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол успешно описывает создание надежной модели мыши, пораженной серотонинергическими нейронами DRN, с высокой воспроизводимостью поражения и низким уровнем смертности. Наведение на ДРН является сложной задачей, поскольку оно может повредить ССС, расположенную чуть выше ДРН16 , и привести к чрезмерному кровотечению и даже смерти14. Поэтому стереотаксические инъекции выполняли путем установки манипулятора под углом 30° в направлении...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальной программой ключевых исследований и разработок Китая [Номер гранта 2017YFA0104100]; Национальный фонд естественных наук Китая [Гранты No 31771644, 81801331 и 31930068]; и Фонды фундаментальных исследований для центральных университетов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,22 мкм шприцевой фильтрMilliporeSLGPRB
3% перекись водородаCaoshanhu Co., Ltd, Цзянси, Китай
5,7-дигидрокситриптаминSigma-AldrichSML20583 мкг/мкл, 2 мкм
Компактный аппарат для анестезии мелких животныхRWD Life Science Co., LtdR500 series
CryostatLeica Biosystems, Вецлар, ГерманияCM1950
Cy 3 AffiniPure Donkey Anti-Goat IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch705-165-0031:2,000
dapiSigma-AldrichD8417
дезипрамина гидрохлоридSigma-AldrichPHR172325 мг/кг
Eppendorf tubeQuality Scientific Plastics509-GRD-Q
козье антитело против 5-HTAbcamab660471:800
GraphPad PrismGraphpad Software Inc, CA, US
Hamilton Микролитровый шприцHamilton87943
КетопрофенSigma-AldrichK1751-1G5 мг/кг
L-аскорбиновая кислотаBBI Life SciencesA610021-05000,10%
лидокаин мазьTsinghua Tongfang Pharmaceutical Co. LtdH20063466
глазную мазь офлоксацинаShenyang Xingqi Pharmaceutical Co.Ltd, КитайH10940177
перистальтический насосHuxi Analytical Instrument Factory Co., Ltd, Шанхай, КитайHL-1D
RWD Life Science Co., Ltd68018
сверхнизкотемпературный морозильникHaierDW-86L388
Вихревойколокольчик Kylin-bellVORTEX-5
стереотаксический аппарат

Ссылки

  1. Goridis, C., Rohrer, H. Specification of catecholaminergic and serotonergic neurons. Nature Review Neurosciences. 3 (7), 531-541 (2002).
  2. Zmudzka, E., Salaciak, K., Sapa, J., Pytka, K. Serotonin receptors in depression and anxiety: Insights from animal studies. Life Science. 210, 106-124 (2018).
  3. Sanchez, C., Asin, K. E., Artigas, F. Vortioxetine, a novel antidepressant with multimodal activity: review of preclinical and clinical data. Pharmacology and Therapeutics. 145, 43-57 (2015).
  4. Pae, C. U., et al. Vortioxetine, a multimodal antidepressant for generalized anxiety disorder: a systematic review and meta-analysis. Journal of Psychiatric Research. 64, 88-98 (2015).
  5. Howerton, A. R., Roland, A. V., Bale, T. L. Dorsal raphe neuroinflammation promotes dramatic behavioral stress dysregulation. Journal of Neuroscience. 34 (21), 7113-7123 (2014).
  6. Matthews, P. R., Harrison, P. J. A morphometric, immunohistochemical, and in situ hybridization study of the dorsal raphe nucleus in major depression, bipolar disorder, schizophrenia, and suicide. Journal of Affective Disorders. 137 (1-3), 125-134 (2012).
  7. Dai, J. X., et al. Enhanced contextual fear memory in central serotonin-deficient mice. Proceedings of the National Academy of Science USA. 105 (33), 11981-11986 (2008).
  8. Song, N. N., et al. Reducing central serotonin in adulthood promotes hippocampal neurogenesis. Science Reports. 6, 20338(2016).
  9. Nishitani, N., et al. Manipulation of dorsal raphe serotonergic neurons modulates active coping to inescapable stress and anxiety-related behaviors in mice and rats. Neuropsychopharmacology. 44 (4), 721-732 (2019).
  10. Long, M. A., Fee, M. S. Using temperature to analyse temporal dynamics in the songbird motor pathway. Nature. 456 (7219), 189-194 (2008).
  11. Sena, L. M., et al. The dorsal raphe nucleus exerts opposed control on generalized anxiety and panic-related defensive responses in rats. Behavioral Brain Research. 142 (1-2), 125-133 (2003).
  12. Hall, F. S., Devries, A. C., Fong, G. W., Huang, S., Pert, A. Effects of 5,7-dihydroxytryptamine depletion of tissue serotonin levels on extracellular serotonin in the striatum assessed with in vivo microdialysis: relationship to behavior. Synapse. 33 (1), 16-25 (1999).
  13. Lieben, C. K., Steinbusch, H. W., Blokland, A. 5,7-DHT lesion of the dorsal raphe nuclei impairs object recognition but not affective behavior and corticosterone response to stressor in the rat. Behavioral Brain Research. 168 (2), 197-207 (2006).
  14. Martin, S., van den Buuse, M. Phencyclidine-induced locomotor hyperactivity is enhanced in mice after stereotaxic brain serotonin depletion. Behavioral Brain Research. 191 (2), 289-293 (2008).
  15. Yalcin, I., Coubard, S., Bodard, S., Chalon, S., Belzung, C. Effects of 5,7-dihydroxytryptamine lesion of the dorsal raphe nucleus on the antidepressant-like action of tramadol in the unpredictable chronic mild stress in mice. Psychopharmacology (Berlin). 200 (4), 497-507 (2008).
  16. Xiong, B., et al. Precise Cerebral Vascular Atlas in Stereotaxic Coordinates of Whole Mouse Brain. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 128(2017).
  17. Spofford, C. M., et al. Ketoprofen produces modality-specific inhibition of pain behaviors in rats after plantar incision. Anesthesia and Analgesia. 109 (6), 1992-1999 (2009).
  18. Baumgarten, H. G., Klemm, H. P., Sievers, J., Schlossberger, H. G. Dihydroxytryptamines as tools to study the neurobiology of serotonin. Brain Research Bulletin. 9 (1-6), 131-150 (1982).
  19. Graeff, F. G., Netto, C. F., Zangrossi, H. The elevated T-maze as an experimental model of anxiety. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 23 (2), 237-246 (1998).
  20. Lister, R. G. The use of a plus-maze to measure anxiety in the mouse. Psychopharmacology (Berlin). 92 (2), 180-185 (1987).
  21. Lu, J., et al. Generation of integration-free and region-specific neural progenitors from primate fibroblasts. Cell Reports. 3 (5), 1580-1591 (2013).
  22. Cao, L., et al. Characterization of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Human Serotonergic Neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 131(2017).
  23. Sinhababu, A. K., Borchardt, R. T. Molecular mechanism of biological action of the serotonergic neurotoxin 5,7-dihydroxytryptamine. Neurochemistry International. 12 (3), 273-284 (1988).
  24. Jia, Y. F., et al. Abnormal anxiety- and depression-like behaviors in mice lacking both central serotonergic neurons and pancreatic islet cells. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, 325(2014).
  25. Marcinkiewcz, C. A., et al. Serotonin engages an anxiety and fear-promoting circuit in the extended amygdala. Nature. 537 (7618), 97-101 (2016).
  26. Ohmura, Y., Tanaka, K. F., Tsunematsu, T., Yamanaka, A., Yoshioka, M. Optogenetic activation of serotonergic neurons enhances anxiety-like behaviour in mice. International Journal of Neuropsychopharmacology. 17 (11), 1777-1783 (2014).
  27. Correia, P. A., et al. Transient inhibition and long-term facilitation of locomotion by phasic optogenetic activation of serotonin neurons. eLife. 6, (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Видео скоро будет доступно
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.