Здесь мы представляем неинвазивный протокол электрокардиографии (ЭКГ), оптимизированный для ранних постнатальных мышей, который не требует применения анестезии.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Неинвазивная электрокардиография в перинатальной мыши
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Электрокардиография (ЭКГ) уже давно используется в качестве эффективного и надежного метода оценки сердечно-сосудистой (и сердечно-легочной) функции как в моделях болезней человека, так и животных. Индивидуальный пульс, ритм и регулярность, в сочетании с количественными параметрами, собранными из ЭКГ, служат для оценки целостности сердечной системы, а также комплексной физиологии сердечногоцикла. В этой статье содержится подробное описание методов и методов, используемых для выполнения неинвазивной ЭКГ на перинатальных и неонатальных щенков мыши уже в первый послеродовой день, не требуя использования анестезии. Этот протокол был разработан для непосредственного решения проблемы стандартизированного и повторяемого метода получения ЭКГ у новорожденных мышей. С точки зрения перевода, этот протокол оказывается полностью эффективным для характеристики врожденных сердечно-легочных дефектов, генерируемых с использованием трансгенных линий мыши, и особенно для анализа дефектов, вызывающих летальность в первые и в первые послеродовые дни. Этот протокол также направлен на непосредственное устранение пробела в научной литературе для характеристики и предоставления нормативных данных, связанных с созреванием ранней послеродовой сердечной системы. Этот метод не ограничивается конкретной послеродовой точкой времени, а скорее позволяет ЭКГ сбора данных в неонатальных щенков мыши от рождения до послеродового дня 10 (P10), окно, которое имеет решающее значение для моделирования заболеваний человека in vivo, с особым акцентом на врожденные заболевания сердца (ИГД).
Введение
Сердечная функция может быть измерена по-разному, наиболее распространенным из которых является использование электрокардиографии (ЭКГ) для анализа проводимости электрического тока через сердце, а также его общего сердечного цикла ифункции 1. Электрокардиография продолжает оставаться полезным диагностическим инструментом для выявления и характеристики сердечных аномалий как у человека, так и у животныхмоделей заболевания 1,2. Нерегулярности в показаниях электрокардиограммы могут быть обнаружены при аномальном развитии сердца (например, врожденных пороков сердца (ИБД)) и могут включать аритмии, проявляющиеся как изменения частоты сердечных сокращений (например, брадикардия) и ритма (например, «сердечные блоки»), наводящих на себя дефекты целостности и/или функции основного миокарда. Такие изменения могут предрасполагать пациентов к опасной для жизни сердечной дисфункции (например, застойной сердечной недостаточности и/или остановке сердца) иповышенной смертности 3,4. Учитывая высокие показатели смертности с тяжелой и необработанной ИКО, разработка стандартизированного и повторяемого метода сбора ЭКГ в этот ранний послеродовой период имеет решающее значение.
Хотя мы не первые, кто решает эту проблему, предыдущие методы сбора ЭКГ на детенышей мыши традиционно включали инвазивные процедуры (подкожная игла или проводные электроды) и/или использованиеанестезии 5,6,7. Преимущества проведения неинвазивного анализа ЭКГ включают минимизацию боли и отмену стресса на животное. В то время как экспериментатор должен по-прежнему быть осторожным о причинении щенка стресс, устройство предназначено, чтобы избежать общих стрессоров для того, чтобы произвести точные данные. В контексте оценки сердечной функции, введение анестезии для животных, которые могут иметь сердечно-легочные аномалии потенциально может маскировать или даже усугубить основные условия. Анестетики могут влиять на электрическую проводимости путем изменения деполяризации и/или реполяризации клеток. Наконец, применение анестезии может поставить новорожденного щенка на повышенный риск переохлаждения, что может еще больше запутать любую присущую патологию. Следующий протокол не вводит никаких анестезий, инвазивных процедур или выраженного дискомфорта для щенка. Как только установка оборудования завершена, установка устройства и сбор данных с участием животного могут быть завершены эффективно, после чего щенки могут быть возвращены их матери. Кроме того, эта система позволяет проводить повторные и/или серийные анализы, что идеально подходит для экспериментов, требующих анализа с течением времени, внедрения фармакологических методов лечения и т.д.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Следующий протокол соответствует стандартам Институционального комитета по уходу за животными и использованию Университета Новой Англии. Тщательное наблюдение за протоколом должно обеспечить удовлетворительные ЭКГ читает во всех исследованных новорожденных (n
1. Подготовка устройств
- Подключите устройство к USB-порту компьютера с загруженным на него программным обеспечением ЭКГ. Измерительное устройство автоматически начнет нагреваться до (37 градусов по Цельсию/98,6 градусов по Фаренгейту). Внутренний отопительный блок содержится в измерительном блоке и нагревает только пластиковую поверхность. Электроды серебряной проволоки не нагреваются.
- Разрешить примерно 15 минут для поверхности, чтобы достичь температуры. Используйте это время, чтобы собрать и настроить животных.
ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол может быть приостановлен в этот момент, и платформа может оставаться подключенной и нагреваться в течение длительного периода времени. При отсутствии самоогревной электродной платформы, безопасная грелка для животных также может быть использована для того, чтобы мать и щенки не переохлаждались.
2. Подготовка животных
- Соберите мать и щенков и держать в клетке жилья до готовности к сбору.
- После того, как измерительный блок нагревается до температуры, удалить щенка мыши из клетки и протрите грудную клетку с 70% этанола распыляется на салфетку. Поместите щенка на нагретую поверхность пластика.
- Позвольте мыши акклиматизироваться к поверхности в темноте в течение примерно 2-5 минут.
3. Настройка платформы мыши и электрода (приложение электрода)
- Используйте металлический шпатель, зонд или деревянный дюбель для сбора небольшой капли клея, электрического проводя геля (быстро высыхающий высокопроводящий электродный гель, обычно используемый для размещения электродов грызунов).
ПРИМЕЧАНИЕ: Любой неибровный, твердый объект может быть использован для применения проводя геля, до тех пор, пока объект не оставит после себя синтетические волокна или аналогичный материал на электродах, которые могут помешать качеству электрического сигнала. - Используя шпатель/дюбель, аккуратно коснитесь верхней части каждой из четырех сплющенных электродных поверхностей, мягко прижимаясь вниз и потянув проводящий гель под наклонным углом от центра конструкции электрода. Убедитесь, что каждый отдельный электрод полностью покрыт гелем.
ВНИМАНИЕ: Этот шаг чрезвычайно важен для обеспечения того, чтобы проводящий, электродный гель не придерживался более одного электрода. Клей нити, которые образуются между электродами может проводить заряд и потенциально вмешиваться или короткий из желаемого электрического сигнала. Протокол не следует приостанавливать в это время, так как гель начнет укрепляться и становиться адептом. Убедитесь в том, чтобы настроить мышь на платформу в течение 5-10 минут после применения проведения гель (или эквивалент проводимой замены электродного геля). - Поместите металлический шпатель или деревянный дюбель с остатком геля в сторону.
- Поместите неонатальной мыши щенка грудины вниз и склонны с головой щенка перед исходящим краем USB платформы. Убедитесь, что часть груди щенка покрывает каждый из четырех электродов. Аккуратно сдерживайте предплечья щенка рядом с ним, одновременно удерживая его в течение примерно 1 минуты, чтобы позволить проводя гель установить.
- Поместите резиновые силиконовые бамперы на правой и левой сторонах щенка. Бамперы должны обеспечить щенка с каждой стороны и обеспечить стабильность, чтобы предотвратить чрезмерные движения мыши, но не должны препятствовать всем движениям мыши. После установки, смотреть на мышь на мгновение и настроить размещение бампера по мере необходимости.
ВНИМАНИЕ: Не сжимайте мышь слишком плотно, так как это может помешать дыхательной механике и частоте дыхания. - Используйте дюбель, который был отложен, чтобы применить оставшиеся проводящие гель для заземления хвост электрода и место на rump щенка. Нанесите мягкое давление, чтобы гель установить, прежде чем выпустить щенка.
- Поместите окончательный кремний бампер на верхней части rump мыши, чтобы держать заземления электрода на месте.
ВНИМАНИЕ: Не применяйте чрезмерную силу при размещении окончательного бампера, поскольку это может вызвать дискомфорт для щенка и / или вытеснить заземления электрода. - Захватите всю платформу и аккуратно поместите внутрь клетки Фарадея.
ВНИМАНИЕ: Используйте осторожность и убедитесь, что верхний силиконовый бампер не становится перемещенным после того, как клетка Фарадея на месте. - Перед записью убедитесь, что щенок мыши не движется чрезмерно и убедитесь, что тело и голова мыши выглядит безопасным.
ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что голова щенка мыши может двигаться несколько свободно в бамперах и не полностью морда вниз в платформу. Поднятая платформа предназначена для того, чтобы слегка поднять грудную клетку мыши и предотвратить удушье, но за этим следует внимательно следить.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Идеальная ЭКГ будет иметь четкий, заметный сигнал, который позволяет анализировать все волны в несколько различных временных рамок(рисунок 1). Лаборатория первоначально использовала специальное применение электромиографического аппарата для производства ЭКГ неудовлетворительного качества, что позволило нам анализировать только основные параметры, такие как пульс(рисунок S1). Это вдохновило компанию на разработку нового прототипа ЭКГ-устройства специально для анализа ранних п...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Точки данных, собранные в перинатальный день 1 мыши щенков немного ниже среднего ожидаемого значения для взрослых мышей (500-700 ударов в минуту). 8 Существует увеличение сердечного ритма, как мышь возрастов, который падает больше в соответствии с ожидаемыми значениями (Таблица 1). Однако важно подчеркнуть, что неонатальные значения находились на нижнем конце этого диапазона, поддерживая идею о том, что нормативные значения должны быть документированы в возрастной форме. Этот мето...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторы не сообщают о конфликте интересов.
Благодарности
Авторы признают щедрую поддержку со стороны Общества спасения крошечных сердец (KLT), Программы UNE COBRE (NIGMS грант номер P20GM103643; LAF), и программа стипендий SURE в Университете Новой Англии (VLB), а также техническая поддержка пациентов от Ashish More (iWorx, Dover, NH). Рисунок 3, рисунок 4 и рисунок S1 были созданы с помощью программного обеспечения Biorender.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| Программное обеспечение LabScribe4 | iWorx | LabScribe4 | используемое для записи ЭКГ |
| новорожденной мыши и Дыхательная система | iWorx | RS-NMECG : Аппарат ЭКГ новорожденной мыши | |
| Тензивный проводящий адгезивный гель | Parker Laboratories, Inc | 22-60 | Tac-гель используется в качестве проводящего геля для ЭКГ |
Ссылки
- Pappano, A. J., Wier, W. G. Cardiovascular Physiology. 11, Elsevier. 40-41 (2019).
- Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size. Frontiers in Physiology. 3, Semptember 1-19 (2012).
- Sisakian, H. Cardiomyopathies: Evolution of pathogenesis concepts and potential for new therapies. World Journal of Cardiology. 6 (6), 478-494 (2014).
- London, B. Cardiac Arrhythmias: From (Transgenic) Mice to Men. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 12 (9), 1089-1091 (2001).
- Zehendner, C. M., Luhmann, H. J., Yang, J. -W. A Simple and Novel Method to Monitor Breathing and Heart Rate in Awake and Urethane Anesthetized Newborn Rodents. PLoS ONE. 5, 62628(2013).
- Zhao, Y., et al. Dry-contact microelectrode membranes for wireless detection of electrical phenotypes in neonatal mouse hearts. Biomedical Microdevices. 17 (2), 40(2015).
- Cao, H., et al. Wearable multi-channel microelectrode membranes for elucidating electrophysiological phenotypes of injured myocardium. Integrative Biology. 6 (8), 789(2014).
- Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
- Heier, C. R., Hampton, T. G., Wang, D., DiDonato, C. J. Development of electrocardiogram intervals during growth of FVB/N neonate mice. BMC Physiology. 10, 16(2010).
- Heier, C. R., DiDonato, C. J. ECG in neonate mice with spinal muscular atrophy allows assessment of drug efficacy. Frontiers Biosciences (Elite Ed). 7, 107-116 (2015).
- Chu, V., et al. Method for noninvasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6(2001).
- Patel, S. I., Souter, M. J. Equipment-related electrocardiographic artifacts: causes, characteristics, consequences, and correction. Anesthesiology. 108 (1), 138-148 (2008).
- Castellan, R. F. P., Thomson, A., Moran, C. M., Gray, G. A. Electrocardiogram-gated kilohertz visualisation (EKV) ultrasound allows assessment of neonatal cardiac structural and functional maturation and longitudinal evaluation of regeneration after injury. Ultrasound in Medicine and Biology. 46 (1), 167-179 (2020).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
