Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Оптимизация техники манжет для трансплантации сердца Мурина

9.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61103

⸱

26 июня 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Institute, School of Medicine, Xiamen University, 2Fujian Key Laboratory of Organ and Tissue Regeneration, 3Department of Kidney Transplantation, Center of Organ Transplantation, The Second Xiangya Hospital of Central South University, 4Clinical Research Center for Organ Transplantation in Hunan Province, 5Clinical Immunology Center, Central South University, 6School of Medicine, Xiamen University, 7Xiamen Medical College, 8Medical College, Guangxi University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Мы вводим внутренний подход трубки к технике манжеты для мыши шейки гетеротопной трансплантации сердца, чтобы помочь evert сосуд над манжетой. Мы обнаружили, что сотрудничество между двумя опытными хирургами заметно сокращает время операции.

Аннотация

Муринная пересадка сердца проводится уже более 40 лет. С достижениями в микрохирургии, некоторые новые методы были использованы для повышения хирургической эффективности. В нашей лаборатории мы оптимизировали технику манжеты с двумя основными шагами. Во-первых, мы использовали внутреннюю технику трубки, чтобы вставить временную внутреннюю трубку во внешнюю яремную вену и кровеносный сосуд сонной артерии, чтобы облегчить eversion сосуда над манжетой. Во-вторых, мы провели полную гетеротопическую трансплантацию сердца в сотрудничестве с двумя опытными хирургами. Эти изменения эффективно сократили время работы до 25 минут, с показателем успеха 95%. В этом докладе мы подробно описываем эти процедуры и предоставляем дополнительное видео. Мы считаем, что этот доклад об улучшенной технике манжеты будет предлагать практические рекомендации для гетеротопной трансплантации сердца и повысит полезность этой модели мыши для фундаментальных исследований.

Введение

Создание мыши гетеротопной трансплантации сердца через сквозной анастомоз в брюшной полости в 1973 году был важной вехой в основных исследований иммунологии трансплантации1. Эта модель предоставила важный и действенный инструмент для анализа механизмов травмы ишемии реперфузии2,иммунологического отторжения и толерантности3,4. Тем не менее, сложный и трудоемкий характер операции, а также потенциал для инфекций может привести к тяжелым периоперационным брюшным спайкам и воспалительным реакциям, что приводит к низкой эффективности для гетеротопной модели трансплантации сердца.

Техника трансплантации шейного церемии была впервые описана Чэнем в 19915. В этой модели внешняя яремная вена получателя анастомозирована к легочной артерии трансплантата, а сонная артерия анастомозирована восходящей аортой. Основными преимуществами этого метода являются удобство мониторинга и уменьшение травмы реципиента. В том же году Мацуура описал усовершенствованный метод, в котором конец внешней яремной вены и сонной артерии были когда-либо над тефлоновой манжетой и закреплены окружной шелковой лигатурой6. Некоторые исследователи также фиксированной манжеты право легочной артерии в донорской сердце, прежде чем вставить манжету во внешнюю яремную вену реципиента7. До сих пор, манжеты техника была широко применена в различных сосудистых моделей пересадки педикул, в том числе для легких8,печени9, и почечной10 трансплантации.

На сегодняшний день существует ряд трудностей, связанных с техникой манжеты. Например, сонная артерия трудно evert над манжетой из-за дополнительной эластичности, в результате чего ткань листать назад. Таким образом, для завершения этого шага может потребоваться дополнительная практика и микрохирургический расширитель. Кроме того, приготовление сосуда шейки матки может занять до 25 минут.

Для решения этих проблем, мы вводим внутреннюю технику трубки, которая основана на технике манжеты и включает в себя фиксацию манжеты на внешней яремной вены и сонной артерии с помощью внутренней трубки, чтобы помочь с эверсией стенки сосуда. Кроме того, при простом обучении подготовка получателя сокращается до 15,5 минут. Этот метод снижает сложность операции и не требует дополнительной практики или использования сосудистого расширителя. Он может быть применен во всех трансплантации иммунных исследований, особенно для проверки третьей стороне иммунной толерантности, во время которой реципиент получает два сердечных аллотрансплантатов, один в брюшной полости, а другой в шее11. Мы также рекомендуем сотрудничество между двумя квалифицированными хирургами, чтобы установить эту модель, с одним хирургом подготовки реципиента животных, а другой уборки и имплантации донорского сердца. Такое сотрудничество может сократить время работы до 25 минут. Используя эту оптимизированную процедуру, мы создали сингенные, аллогенные12,13, 14,,15, 1615,,17,18,19, и ксеногенные модели трансплантации сердца мыши20.16

Обоснованием для развития внутренней техники трубки было сокращение времени работы для создания модели пересадки сердца мыши с высоким уровнем успеха. Оптимизация модели трансплантации шейного сердца облегчает приобретение высоких показателей успеха в короткий период времени операции по сравнению с традиционной техникой шов и манжеты21. Кроме того, модель сотрудничества может еще больше сократить теплое ишемическое время донорского сердца по сравнению с операциями, выполняемыми с одним оператором.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Звери (BALB/c, C57BL/6, мужчина, 8-12 недель) размещаются в конкретном объекте, свободном от патогенов, в Центре лабораторных исследований Сямэньского университета. C57BL/6 используется в качестве реципиента, а BALB/c используется в качестве донора. Все процедуры выполняются в соответствии с руководящими принципами Институционального комитета по уходу за животными (МАКУК).

ПРИМЕЧАНИЕ: Набор микрохирургических инструментов, в том числе микро-ножницы, микро прямые щипцы, микро изогнутые щипцы и микро держатели игл, необходимы для работы (Таблица и Материалы, Рисунок 1B, C, D, E). Нужна одна пара одноразовых зажимов бульдога(рисунок 1F)необходима. Две манжеты для внешней яремной вены и сонной артерии готовятся путем разрезания индивидуальных полиамидных труб с скальпелем No 10 под микроскопом. Диаметр манжеты вены и артерии составляет 0,9 мм и 0,55 мм соответственно. Кроме того, диаметр внутренней трубки для соответствующей манжеты вены составляет 0,6 мм, а диаметр внутренней трубки для соответствующей манжеты артерии составляет 0,28 мм(рисунок 1G).

1. Подготовка получателя

  1. Обезболивать мышь-получателя пентобарбиталом (60 мг/кг, т.е.п.). Используйте атрауматические механические клиперы для удаления волос в правой боковой области шейки матки.
  2. Используйте стерильный аппликатор наконечника хлопка, чтобы протереть хирургическую область с помощью антисептика йода, за которым следует 70% этанола.
  3. Поместите мышь в положение на спине на платформе операции. Накройте мышь стерильной марлей.
  4. Используйте офтальмологические ножницы, чтобы сделать поперечный разрез от нижней одной трети шеи средней линии к правому плечу ключицы сустава.
  5. Изолировать правую внешнюю яремную вену с микро изогнутыми щипцами, чтобы выставить достаточную длину, отрезать ветви с помощью электрокоагуляции, и ligate сосуд на дистальном конце с помощью 6-0 шелковый шов.
  6. Зажим внешней яремной вены проксимально с помощью бульдога зажим, а затем транскировать вены проксимально в лигатуру с помощью микро-ножниц.
  7. Вымойте сосуд просвет с 100 U / mL 0-4 C гепаринизированного солевого раствора, чтобы удалить любой остаточной крови.
  8. Вытяните внешнюю яремную вену через манжету вены с помощью микро прямых щипцов; вставьте внутреннюю трубку вены в просвет в качестве стента, и evert стенки судна над манжетой с микро-прямые щипцы (Рисунок 2A).
  9. Исправить вечное эндотелий судна на проксимальном конце манжеты с помощью окружного 8-0 шелковый шов(Рисунок 2B).
  10. Используйте микро прямые щипцы, чтобы вывести внутреннюю трубку вены из сосуда вены.
  11. Выполните тупое рассечение с микро изогнутыми щипцами, чтобы изолировать правую сонную артерию, прилегающую к внутреннему краю стерноклейдомастоида.
  12. Зажим правой сонной артерии проксимально с помощью бульдога зажим, ligate сонной артерии distally с помощью 6-0 шелковый шов, и использовать микро-ножницы для транскультационной артерии proximally к лигатуре.
  13. Вымойте сонную артерию с 100 U/mL 0-4 C гепаринизированного солевого раствора, чтобы удалить остатки крови.
  14. Передайте сонную артерию через манжету артерии и вставьте внутреннюю трубку артерии в сосуд артерии с помощью микро прямых щипцов(рисунок 2C).
  15. Evert сосуд над манжетой с помощью микро прямых щипцов; исправить вечное эндотелий сосуда с помощью окружного 8-0 шелковый шов(Рисунок 2D).
  16. Снимите внутреннюю трубку артерии с сосуда артерии с микро-прямыми щипцами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сохранить подчелюстной железы получателя.

2. Донорская подготовка

  1. Обезболивать донорскую мышь пентобарбиталом (60 мг/кг, т.е.п.). Используйте атрауматические механические клиперы для удаления волос в области живота.
  2. Поместите мышь в положение на спине на платформе операции. Накройте мышь стерильной марлей.
  3. Используйте стерильный аппликатор наконечника хлопка, чтобы протереть хирургическую область с помощью антисептика йода, за которым следует 70% этанола.
  4. Сделайте разрез брюшной средней линии с офтальмологическими ножницами и разоблачить брюшной полости.
  5. Используйте микро изогнутые щипцы, чтобы разоблачить нижнюю полу вены, а затем внутривенно впрыснуть 200 мл 100 U/mL 0-4 C гепаринизированного солевого раствора на 20 г массы тела через нижнюю полу вены.
  6. Выполните торакотомию с офтальмологическими ножницами, отрежьте ребра через двусторонние разрезы среднеакциллярной линии, переверните переднюю грудную стенку наружу, чтобы разоблачить грудную полость.
  7. Акциз тимуса с микро изогнутыми щипцами.
  8. Выставить аорту, а затем пронизать 200 мл 100 U/mL 0-4 C, чтобы спаринизировать солевой раствор в коронарную артерию через аортевую арку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте перфузии любых пузырьков газа в донорское сердце.
  9. Используйте микро-ножницы, чтобы транскировать восходящую аорту в начале аортической арки.
  10. Трансект легочной артерии в начале двух основных ветвей с микро-ножницами.
  11. Ligate превосходной полой вены и нижней вены cava проксимально с помощью 6-0 шелковый шов и использовать микро-ножницы для трансвекторации вены distally к лигатуре.
  12. Ligate легочных вен вместе, округляем, используя один 6-0 шелковый шов, и отрезать ветви вены distally к лигатуре с помощью микро-ножниц.
  13. Удалить сердечный трансплантат из окружающих мягких тканей; сохранить его в 0-4 кк гепаринизированного солевого раствора.

3. Имплантация сердца

  1. Поместите донорское сердце с ног на голову в область правой шеи реципиента.
  2. Введите легочную артерию донорского сердца в 6-0 шелковую петлю с микропрямыми щипцами.
  3. Оберните сосуд просвет вокруг вены манжеты, а затем затянуть 6-0 шелковые шовные петли вокруг манжеты, чтобы полоса сосуда сустава.
  4. Выполните анастомоз аорты трансплантата и манжеты артерии, следуя шагам, описанным в шаге 3.2.
  5. Отпустите зажатую яремную вену с последующим зажатой яремной артерией. Держите сосуд сустав раскрутил и убедитесь, что кровоток беспрепятственный.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Синусовый ритм, возвращающийся к более чем 200 раз в течение 1 мин считается нормальным.
  6. Смочите донорское сердце с помощью теплого (37 градусов по Цельсию) солевого раствора и осматривайте, кровоточит ли трансплантат. Установите пульсирующий сердечный трансплантат в подкожное пространство, а затем шв разреза.

4. Послеоперационный уход и оценка взяточничества

  1. Запишите время к нормальному синусовой ритму и сохранению нормального синусового ритма не менее 5 минут после высвобождения зажима для контроля послеоперационной функции трансплантата.
  2. Поместите получателя в одиночку на теплое одеяло, пока получатель не проснется от анестезии. Администрирование бупренорфина обезболивания, 0,05 мг/кг, s.c, в конце операции и каждые 12 часов в течение 72 часов после операции.
  3. Запишите вес и послеоперационный статус восстановления получателя ежедневно. В случае потери веса по отношению к тому, что на дату операции, гемиплегический паралич, или инфекция, эвтаназии получателя через терминал изофлурана ингаляции21.
  4. Монитор трансплантации выживания путем пальпации ежедневно. Операция считается успешной, если murine аллотрансплантат выживает в течение 72 часов. Оценка функции трансплантата, как ранее сообщалось22: Шкала 3 - энергично пульсирует и частота; Шкала 2 - меньше пульсировать; Шкала 1 - фибрилляция и неминуемое отторжение; или Шкала - 0, потеря сердца и полное отторжение.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Время хирургической операции

После тренировки, опытный хирург может успешно выполнить операцию в течение 35 минут с помощью внутренней техники трубки, в которой примерно 15,5 минут требуется для подготовки реципиента, 10,9 минут требуется для подготовки донора, и 4,4 минуты требуется для донорского сердца анастомозы. Холодное и теплое время ишемии (от донорской подготовки до имплантации сердца) сокращается до 15,3 минут по сравнению с операцией с использованием техники манжеты...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Модели пересадки сердца мышей являются важными инструментами для исследования иммунологии трансплантации, так как имеются инструменты и материалы для оценки иммунных механизмов этой модели и большого количества генно-модифицированных мышей. Однако микрохирургические технические проблемы, такие, как шовные суда и реверсия, ограничили его широкое применение. В настоящем исследовании мы исследовали некоторые основные технические проблемы трансплантации муриновского сердца и добились хороших результатов. Критическим шагом пр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Fujian провинциального образования здравоохранения Совместный исследовательский проект (WKJ2016-2-20), Национальный фонд естественных наук Китая (81771271 и 81800664), Национальная программа ключевых НИОКР Китая (2018YFA010 8304) и Образовательный и Научно-исследовательский проект для учителей молодого и среднего возраста в провинции Фуцзянь (JAT170714), Фонд естественных наук китайской провинции Хунань (2019JJ50842) и Huxiang Молодые таланты провинции Хунань (2019RS2013).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Манжета артерииСамодельнаяполиамидная трубка. диаметр: 0,55 мм, длина: 1,0 мм
Внутренняя трубка артерииСамодельнаяполиамидная трубка. Диаметр: 0,28 мм
Микроизогнутые щипцыShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрика хирургических инструментовWA30501/8 дуга, наконечник 0,3 мм без крючка
МикроиглодержателиShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрика хирургических инструментовWA2050Микроножницы с наконечником 0,2 мм
Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрикахирургических инструментовWA1050Прямой, длина лезвия: 10 мм
Микро прямые щипцыShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Завод хирургических инструментовWA30600,15-мм наконечник без крючка
Scanlan Vascu-Statt Bulldog ClampsScanlan International Inc1001-531Давление зажима 20– 25 грамм
Манжета для венСамодельнаяполиамидная трубка. диаметр: 0,9 мм, длина: 1,2 мм
Внутренняя трубка для прожилокСамодельнаяполиамидная трубка. Диаметр: 0,6 мм

Ссылки

  1. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
  2. Que, W., et al. Prolonged cold ischemia time in mouse heart transplantation using supercooling preservation. Transplantation. , (2019).
  3. Wang, C. Y., et al. Suppression of murine cardiac allograft arteriopathy by long-term blockade of CD40-CD154 interactions. Circulation. 105 (13), 1609-1614 (2002).
  4. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
  5. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  6. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  7. Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
  8. Li, W., et al. Surgical technique for lung retransplantation in the mouse. Journal of Thoracic Disease. 5 (3), 321-325 (2013).
  9. Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), Pt 1 64-69 (1983).
  10. Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis. PLoS One. 8 (10), 77278(2013).
  11. Miller, M. L., et al. Spontaneous restoration of transplantation tolerance after acute rejection. Nature Communications. 6, 7566(2015).
  12. Lin, Y., et al. Overexpression of Jagged-1 combined with blockade of CD40 pathway prolongs allograft survival. Immunology and Cell Biology. 93 (2), 213-217 (2015).
  13. Xie, B., et al. Combined costimulation blockade inhibits accelerated rejection mediated by alloantigen-primed memory T cells in mice. Immunological Investigations. 38 (7), 639-651 (2009).
  14. Shao, W., et al. Combination of monoclonal antibodies with DST inhibits accelerated rejection mediated by memory T cells to induce long-lived heart allograft acceptance in mice. Immunology Letters. 138 (2), 122-128 (2011).
  15. Dai, H., et al. Blockade of CD27/CD70 pathway to reduce the generation of memory T cells and markedly prolong the survival of heart allografts in presensitized mice. Transplant Immunology. 24 (4), 195-202 (2011).
  16. Yan, G., et al. Inhibition of accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonged allograft survival by arsenic trioxide. Immunological Investigations. 42 (5), 438-454 (2013).
  17. Yan, G., et al. Inhibiting accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonging allograft survival by 1alpha,25-dihydroxyvitamin D(3) in nude mice. Immunology Letters. 149 (1-2), 54-61 (2013).
  18. Lin, Y., et al. Arsenic trioxide is a novel agent for combination therapy to prolong heart allograft survival in allo-primed T cells transferred mice. Transplant Immunology. 25 (4), 194-201 (2011).
  19. Shao, W., et al. CD44/CD70 blockade and anti-CD154/LFA-1 treatment synergistically suppress accelerated rejection and prolong cardiac allograft survival in mice. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (5), 430-437 (2011).
  20. Li, Y., et al. A highly reproducible cervical cuff technique for rat-to-mouse heterotopic heart xenotransplantation. Xenotransplantation. , (2017).
  21. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).
  22. Blanchard, J. M., Pollak, R. Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice. Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).
  23. Felix, N. J., et al. H2-DMalpha(-/-) mice show the importance of major histocompatibility complex-bound peptide in cardiac allograft rejection. Journal of Experimental Medicine. 192 (1), 31-40 (2000).
  24. Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  25. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  26. Wang, K., Zhang, N., Li, H. Improved technique of mouse heterotopic heart graft retransplantation. Microsurgery. 26 (3), 200-202 (2006).
  27. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89), (2014).
  28. Ratschiller, T., et al. Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907(2015).
  29. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Experimental and Clinical Transplantation. 8 (3), 245-249 (2010).
  30. Fukunaga, N., Bissoondath, V., Rao, V. Submandibular Gland-preserving Technique for Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Transplantation. 102 (11), 464-465 (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Метод внутренней трубкинаружная яремная венасонная артерияпроцедура анастомозахирургическая эффективностьсокращение времени операциигетеротопическая трансплантацияпослеоперационный мониторинг
Оптимизация техники манжет для трансплантации сердца Мурина
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.