Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

В Vivo внутриклеточной записи тип-идентифицированных крыс спинного мотонейронов во время транс-спинного прямого тока стимуляции

5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61439

⸱

11 мая 2020 г.

 , 
1Department of Neurobiology, Poznań University of Physical Education

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает внутриклеточную запись внутриклеточной записи крысиных поясничных мотонейронов с одновременным транс-спинномозговой стимуляцией прямого тока. Метод позволяет измерять мембранные свойства и записывать ритмическую стрельбу мотонейронов до, во время и после анодальной или катодальной поляризации спинного мозга.

Аннотация

Внутриклеточная запись спинномозговых мотонейронов in vivo обеспечивает «золотой стандарт» для определения электрофизиологических характеристик клеток в нетронутой спинальной сети и имеет значительные преимущества по сравнению с классическими методами экстракорпоральной или внеклеточной записи. Преимущество внутриклеточных записей in vivo заключается в том, что этот метод может быть выполнен на взрослых животных с полностью зрелой нервной системой, и поэтому многие наблюдаемые физиологические механизмы могут быть переведены на практическое применение. В этой методологической работе мы описываем эту процедуру в сочетании с внешне применяемой постоянной текущей стимуляцией, которая имитирует процессы поляризации, происходящие в спинномозговых нейронных сетях. Транс-спинальной стимуляции прямого тока (tsDCS) является инновационным методом все чаще используется в качестве нейромодуляторного вмешательства в реабилитации после различных неврологических травм, а также в спорте. Влияние tsDCS на нервную систему остается плохо понятым и физиологические механизмы, стоящие за его действиями, в значительной степени неизвестны. Применение tsDCS одновременно с внутриклеточными записями позволяет нам непосредственно наблюдать изменения свойств мотонейронной мембраны и характеристик ритмической стрельбы в ответ на поляризацию сети спинного нейрона, что имеет решающее значение для понимания действий цДЦ. Кроме того, когда представленный протокол включает в себя идентификацию мотонейрона в отношении иннерватной мышцы и ее функции (сгибатель против экстенсора), а также физиологический тип (быстрый и медленный), он дает возможность выборочно исследовать влияние tsDCS на выявленные компоненты спинномозговой цепи, которые, как представляется, по-разному зависит от поляризации. Представленная процедура посвящена хирургической подготовке к внутриклеточным записям и стимуляции с акцентом на шаги, необходимые для достижения стабильности подготовки и воспроизводимости результатов. Детали методологии анодального или катодального применения tsDCS обсуждаются, обращая внимание на практические вопросы и вопросы безопасности.

Введение

Транс-спинальной стимуляции прямого тока (tsDCS) получает признание в качестве мощного метода для изменения возбудимости спинномозговой цепив здоровье и болезни 1,2,3. В этом методе, постоянный ток передается между активным электродом, расположенным над выбранными сегментами позвоночника, со эталонным электродом, расположенным либо вентрально, либо болеерострально 4. Несколько исследований уже подтвердили, что tsDCS может быть использован в управлении определенными патологическими состояниями, такими какневропатическая боль 5,спастичность 6,повреждениеспинного мозга 7 или для облегченияреабилитации 8. Исследователи предполагают, что tsDCS вызывает изменения в распределении ионов между внутриклеточным и внеклеточным пространством через клеточную мембрану, и это может либо облегчить или ингибировать нейронной активности в зависимости оттекущей ориентации 9,10,11. Однако до недавнего времени прямого подтверждения этого влияния на мотонейроны не было.

Здесь мы описываем подробный протокол для проведения внутриклеточной записи внутриклеточной записи электрических потенциалов поясничных позвоночных мотонейронов в анестезированной крысе с одновременным применением цДКС, для того, чтобы наблюдать изменения в мотонейронной мембране и огневых свойствах в ответ на анодальную или катодную поляризацию спинальной нейрональной сети. Внутриклеточные записи открывают несколько областей исследования свойств нейронов, недоступных для ранее использованных внеклеточныхметодов 9,,12. Например, можно точно измерить реакцию напряжения мотонейроновой мембраны на прямой поток тока, индуцированный tsDCS, указать порог напряжения для генерации шипов или проанализировать потенциальные параметры действия. Кроме того, этот метод позволяет определить мотонейронные пассивные мембранные свойства, такие как входное сопротивление, и наблюдать связь между внутриклеточным тоном стимуляции и частотой ритмичной стрельбы мотонейронов. Антидромная идентификация записанного мотонейрона, основанная на стимуляции функционально идентифицированных нервов (т.е. нервов, обеспечивающих эфференты сгибателям или разгибателям), позволяет дополнительно определить типы иннерватных моторных агрегатов (быстрых и медленных), что дает возможность проверить, влияет ли поляризация по-разному на отдельные элементы зрелой спинномозговой нейронной системы. В связи с обширной хирургией, предшествующей записи, и высокими требованиями к стабильности и надежности записей, этот метод является весьма сложным, но позволяет проводить прямую и долгосрочную оценку электрофизиологических характеристик одного мотонейрона: до, во время и после применения tsDCS, что имеет решающее значение для определения как его острых действий, так истойких эффектов 13. Как motoneuron непосредственно активирует внефусальные мышечныеволокна 14 и принимает участие в контроле обратной связи сокращения мышц и развитойсилы 15,16 любое наблюдаемое влияние tsDCS на двигательный блок или мышечные контрактильные свойства могут быть связаны с модуляциями мотонейрона возбудимость или огневые характеристики.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры, связанные с этим протоколом, были приняты соответствующими органами (например, местным комитетом по этике) и следуют национальным и международным правилам в области защиты животных и управления ими.

ПРИМЕЧАНИЕ: Каждый участник, участвующий в процедуре, должен быть должным образом обучен основным хирургическим процедурам и иметь действительную лицензию на выполнение экспериментов на животных.

1. Анестезия и предустановка

  1. Анестезировать крысу с внутриперитонеальными инъекциями пентобарбитала натрия (начальная доза 60мг/кг -1 для 6-месячного самца крыс Wistar весом 400-u2012550g).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол не ограничивается указанным штаммом, полом или возрастом крыс. Кроме того, альтернативные анестезии, такие как кетамин-ксилазин смесь, альфа-хлоралоза или фентанил-мидазолам-медетомидин могут быть использованы, если больше подходит для различных целей исследования или при необходимости комитета по этике.
  2. Примерно через 5 минут проверьте глубину анестезии, ущипнув крысиный задний конечность тупыми щипсями. Продолжить следующие шаги протокола только тогда, когда никаких рефлекторных действий не наблюдается.
  3. Вводить 0,05 мл атропина подкожно, чтобы уменьшить выработку слизи после интубации.
  4. Вводить подкожно 5 мл фосфатного буфера, содержащего 4% раствор глюкозы, NaHCO3 (1 %) и желатин (14%). Этот буфер будет поглощаться каными сосудами на протяжении всего эксперимента и поможет поддерживать баланс жидкости.
  5. На протяжении всей операции периодически проверяйте животное на наличие рефлекторных действий и при необходимости дополняйте анестезию(10 мг/кг -1ч -1пентобарбитала натрия).

2. Хирургия

  1. Подготовка животного к хирургическому лечению путем бритья меха над спинной частью левой задней части, от лодыжки до бедра, задней, от хвоста до высоких грудных сегментов, левая сторона груди, и брюшной стороне области шеи над грудиной
  2. Размещение внутривенной линии
    1. Поместите крысу на спину на закрытую грелку (и закрените ее фиксациями конечностей).
    2. Используя 21 лезвие, сделайте продольный разрез через кожу от грудины до подбородка.
    3. Держите кожу с тисью и отделить его от основной ткани.
    4. Используя тупые методы вскрытия, выставляют правую яремную вену. Тщательно вскрыть вену из окружающих тканей.
    5. Найдите часть вены без точек ветвления, проскользнете под ней две лигатуры 4-0.
    6. Сделайте один свободный узел на проксимальной конце ранее выявленного не ветвясь сегмента вены и один свободный узел на дистальной конце этого сегмента вены. Зажим вены проксимальной для сердца, а затем ligate дистальной части вены.
    7. Используя ножницы радужной оболочки глаза, сделайте разрез между зажимом и далекой лигатурой. Держите лоскут вены, и ввести предварительно заполненный катетер до точки, где он заблокирован зажимом.
    8. Удерживая вену и катетер вместе с типсами, снимите зажим и надавлите катетер на несколько миллиметров в вену. Защитите оба конца катетера к вене, и добавьте дополнительную точку фиксации к коже.
  3. Введение трахеальной трубки
    1. Использование тупых типсов отделяет две миндибулярные железы, покрывающие стернохиоидные мышцы. Отдельные стернохиоидные мышцы в средней линии, чтобы разоблачить трахею.
    2. Скольжение три 4-0 лигатуры под трахеей, а затем сделать два узла ниже точки вставки трахеи трубки и один узел выше.
    3. Найдите крикоидный хрящ гортани и сделайте разрез ниже третьего трахеального хряща.
    4. Вставьте трахею трубки вниз трахеи и обеспечить трубку на месте с заранее подготовленными лигатурами, а затем добавить дополнительную лигатуру на кожу.
    5. Поместите небольшой кусочек ваты над разделенными мышцами, и шов кожи над оперой области.
  4. Рассечение нервов задних конечностей
    1. Используя 21 лезвие, сделайте продольный разрез на задней стороне левой задней конечности, от ахиллова сухожилия до бедра.
    2. Захватите кожу тисью и с помощью тупых методов вскрытия отделить кожу от основных мышц по обе стороны разреза.
    3. Найдите popliteal fossa в задней части коленного сустава, который покрыт мышцей бицепса бедренной кости, и с помощью ножниц сделать разрез между передней и задней части этой мышцы.
    4. Двигаясь вверх вырезать две головы бицепса femoris вся дорогу до бедра подвергать седалищного нерва. Прижигать по мере необходимости, чтобы предотвратить кровотечение.
    5. Определите sural, tibial и общие перонеальные ветви седалищного нерва.
    6. Используя ножницы, отделить боковой от медиальной головки мышцы гастрокнейма подвергать трибиального нерва и его ветвей.
    7. Используя 55 типсов захватить дистальный конец слухового нерва, сократить его дистально и вскрыть, насколько это возможно.
    8. Повторите процедуру с общим перонеальным нервом.
    9. Использование тупого стеклянного стержня отделяет тибиальный нерв от окружающих тканей, заботясь о том, чтобы не повредить кровеносные сосуды, и разрезает его в конце.
    10. Определите медиальный гастрокнеймиус (MG) и боковой гастрокнеймиус и soleus (LGS) нервы.
    11. Используя 55 типсов, тщательно рассекает нервы MG и LGS, отключая их от окружающих тканей, но поддерживая их связь с соответствующими мышцами.
    12. Поместите пропитанный раствором кусок ваты под открытые нервы.
    13. Закройте кожу над прооперовой областью.
  5. Ламинэктомия
    1. С помощью 21 лезвия сделайте продольный разрез от крестца до грудных позвонков.
    2. Отделить кожу от основных мышц.
    3. Вырезать longissimus мышцы по обе стороны грудной и поясничной спинных процессов.
    4. Используя тупо краями скальпель втягивать мышцы из позвоночника подвергать поперечных процессов каждого позвонка.
    5. С помощью тупых ножниц кончика вырезать сухожилия мышц, связанных с поперечными процессами вдоль открытых позвоночника. При необходимости применять гемостатические агенты.
    6. Определите позвонок Th13 как самый низкий грудной сегмент с вставкой ребра и с помощью тонких rongeurs удалить спинные процессы и ламина от Th13 до L2 позвонков подвергать поясничных сегментов спинного мозга. Помните, чтобы не повредить L3 спинной процесс, который будет использоваться в качестве точки фиксации для стабилизации позвоночника.
    7. Удалите спинной процесс Th12 и сгладить спинную поверхность позвонка как можно больше.
    8. Использование тупых методов вскрытия отделяет мышцы от позвонка Th11 для создания точек вставки держателя.
    9. Поместите тонкую пропитанную раствором вату над открытыми сегментами спинного мозга.
    10. Перемести крысу на изготовленный на заказ металлический каркас с двумя параллельными прутьями и двумя регулируемыми руками с зажимами для поддержки и стабилизации позвоночника.

3. Подготовка к записи и стимуляции

  1. Фиксация позвоночных столбов и расположение нервов
    1. Поместите крысу в специально изготовленную рамку на грелку, подключенную к системе отопления замкнутой петли для поддержания температуры тела животного на уровне 37 градусов по Цельсию.
    2. Вставьте электроды ЭКГ под кожу и подключим к усилителю для мониторинга сердечного ритма.
    3. Используя лоскуты кожи, образуют глубокий бассейн над открытым спинным мозгом.
    4. Используя металлические зажимы, зафиксировать позвоночника, поставив зажимы ниже Th12 поперечных процессов и на L3 спинного процесса.
    5. Убедитесь, что позвонковая колонка защищена и расположена горизонтально, а затем применить спинно-вентральное давление по обе стороны колонны, чтобы втянуть мышцы.
    6. Заполните бассейн теплым (37 градусов по Цельсию) минеральным маслом и поддерживать его при такой температуре.
    7. Нить 4-0 лигатуры через ахиллово сухожилие, поднять и растянуть оперировали левой задней конечности так, что лодыжка выравнивается с бедром.
    8. Использование лоскутов кожи сделать глубокий бассейн над подвергаются тибиальной, MG и LGS нервов.
    9. Заполните бассейн теплым (37 градусов по Цельсию) минеральным маслом.
    10. Поместите MG и LGS нервы на биполярный серебряный провод стимулирующих электродов и подключить их к квадратному стимулятору импульса. Используйте отдельные каналы стимуляции для каждого нерва.
  2. Размещение поверхностных электродов
    1. Поместите электрод серебряного шара на левой хвостовой стороне открытого спинного мозга, со эталонным электродом, вставленным в мышцы спины, и соедините оба электрода с дифференциальным усилителем постоянного тока. Электрод поверхностного шара будет использоваться для записи афферентных залпов из нервов.
    2. Используя стимулятор постоянного тока, стимулируйте нервы MG и LGS с квадратными импульсами продолжительностью 0,1 мс, повторяемые с частотой 3 Гц, и наблюдайте за афферентными залпами.
    3. Определите порог (T) для активации нерва, стимулировать каждый нерв примерно на 3 " T интенсивность, и запись амплитуды афферентного залпа для каждого нерва.
    4. Переместите поверхностный электрод ростральный и повторите процедуру определения сегментов позвоночника, при которых амплитуды залпов являются самыми высокими для каждого нерва. Определив максимальное местоположение залпа, перемести поверхностный электрод на безопасное расстояние от спинного мозга.
  3. Мышечный паралич и формирование пневмоторакса для уменьшения дыхательных движений
    1. Парализуйте крысу внутривенно с помощью нервно-мышечного блокатора и подключите трахеевую трубку к внешнему аппарату искусственной вентиляции легких в соответствии с капнометром, совместимым с грызунами (бромид панкурония, при начальной дозе0,4 мг/кг -1, дополняется каждые 30 мин в дозах 0,2мг кг -1)
    2. Мониторинг концентрации СО2 в конце прилива и поддержание его на уровне около 3-20124% за счет корректировки параметров вентиляции (частота, давление воздуха и объемы потока).
    3. Сделайте продольный разрез в коже между 5-м и 6-м ребром на стороне записи.
    4. Используя тупые ножницы кончика вырезать чрезмерно мышцы, чтобы визуализировать межреберной пространство между ребрами.
    5. Используя небольшие острые ножницы, сделайте небольшой разрез в межреберных мышцах и в плевре, затем вставьте кончик тупых миппов края в отверстие, заботясь о том, чтобы не давить на легкие.
    6. Разрешить типсы расширить или вставить небольшую трубку, чтобы сохранить пневмоторакс открытым на протяжении всего эксперимента.
    7. После нервно-мышечного блока, контролировать глубину анестезии, проверяя частоту ЭКГ, и дополнить обезболивающее средство, если частота сердечных сокращений превышает 400 bpm. Мышечный паралич и формирование пневмоторакса для уменьшения дыхательных движений, что улучшит стабильность записи
  4. Открытие дуры и пиа-матер
    1. Используя #55 миппы, аккуратно поднимите dura mater и вырежьте его caudally от сегмента L5, рострально до сегмента L4.
    2. Используя пару ультратонких 5SF типсов сделать небольшой патч в пиа покрытие спинной колонны, между кровеносными сосудами, точно на уровне максимального афферентного залпа из MG или нерва LGS.
    3. Используйте небольшие кусочки пропитанной солевым раствором и высушенной гелевой пены, чтобы блокировать кровотечение, если это необходимо.
  5. размещение электродов tsDCS
    1. Сделайте небольшой разрез в коже на брюшной полости крысы на ростро-каудальном уровне, соответствующем расположению сегментов позвоночника L4-L5.
    2. Захватите открытый лоскут кожи с металлическим зажимом, который будет служить эталонным электродом.
    3. Поместите пропитанную раствором губку на спинную сторону позвонка Th12. Убедитесь, что размер губки равен размеру активного электрода tsDCS (кругообразная пластина из нержавеющей стали диаметром 5 мм).
    4. Используя тонкий манипулятор, нажмите губку с активным электродом tsDCS к кости и убедитесь, что вся поверхность электрода нажата одинаково.
    5. Подключите как эталонные, так и активные электроды tsDCS к блоку стимуляторов постоянного тока, способного обеспечить непрерывный поток прямого тока.
  6. Приготовление микропипет
    1. Используя шкив микроэлектрода, подготовь микроэлектрод.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Оба нити и не-нити электроды могут быть использованы, однако, помните, что хвостовик электрода должно быть достаточно долго, чтобы достичь брюшного рога, будучи достаточно тонким, чтобы не сжимать спинной мозг во время спуска.
      1. Отрегулируйте настройку выдвижного хвостовика, чтобы хвостовик, поступающий в спинной мозг, был примерно 3 мм в длину, в то время как кончик электрода составляет не более 1 20122 мкм в диаметре, а сопротивление микроэлектроприемки составляет от 10 до 20 МЗ.
    2. Заполните микроэлектроды электролитом 2М калия-цитрата.
    3. Накрените подготовленный микроэлектрод на микроманипуляторе, позволяющий ступенчатое движение 1'u20122 и стереотаксисную калибровку.
    4. Подключите микроэлектрод к внутриклеточному усилителю со эталонным электродом, помещенным в мышцы спины.
  7. После нервно-мышечного блока, контролировать глубину анестезии, проверяя частоту ЭКГ, и дополнить обезболивающее средство, так что частота сердечных сокращений крыс не превышает 400 bpm.

4. Мотонейрон отслеживания и проникновения

  1. Поместите афферентный залп записи электрода обратно на спинной поверхности спинного мозга, caudally к месту записи сайта, на уровне сегмента L6.
  2. Стимулируя нервы MG и LGS электрическими импульсами 0,1 мс с частотой 3 Гц и интенсивностью 3Т, чтобы активировать все аксоны альфа-мотонейронов в пределах выбранного нерва.
  3. Привод micropipette в выбранный патч в пиа с медио-боковой угол 15'u201220 "(с наконечником направлены боково).
  4. После спуска под поверхностью откалибровать микроэлектрод и компенсировать его способность и напряжение смещения, и продолжить проникновение спинного мозга, когда все параметры стабильны. Антидромный полевой потенциал мотонейронового бассейна будет виден на микроэлектроном следе напряжения при приближении к специальному моторному ядру во время стимуляции соответствующего нерва.
  5. Продолжить проникновение с микроэлектрода на 1'u20122 мкм шаги, и периодически использовать функцию buzz внутриклеточного усилителя, чтобы очистить кончик электрода от любых остатков.
  6. Наблюдайте проникновение мотонейрона, которое будет характеризоваться внезапной гиперполяризацией записанного следа напряжения и появлением антидромного всплеска потенциала.

5. Запись мотонейроновой мембраны и огневых свойств

  1. В мостовом режиме внутриклеточного усилителя определите мотонейрон на основе «все-или-ничего» появления антидромного потенциала действия путем стимулирования соответствующих нервных ветвей. Запись 20 последующих следов для последующего усреднения.
  2. Внедрение строгого критерия включения для обеспечения высококачественных данных: потенциал мембраны отдыха не менее -50 мВ при амплитуде; потенциальные амплитуды действия, более 50 мВ, с положительным превышением; мембранный потенциал стабилен в течение не менее 5 минут до записи.
  3. В режиме прерывания тока (текущий режим скорости переключения 4-8 кГц) внутриклеточного усилителя, вызывают ортодромный потенциал действия в мотонейроне с использованием 0,5 мс внутриклеточного деполяризации текущих импульсов. Повторите по крайней мере 20 раз для автономного усреднения.
  4. Стимулировать мотонейрон с 40 короткими импульсами (100 мс) гиперполяризирующего тока (1 nA) для расчета сопротивления входных данных клеток.
  5. Стимулировать мотонейрон с 50 мс квадратных волн импульсов при увеличении амплитуды, чтобы определить значение реобазы, как минимальная амплитуда деполяризации тока, необходимого для получения одного всплеска.
  6. Ввилите 500 мс квадратных волновых импульсов деполяризации тока, при увеличении амплитуды в шагах 0,1-2 нА, чтобы вызвать ритмические разряды мотонейронов.

6. Транскондальная стимуляция прямого тока (tsDCS)

  1. Сохраняя стабильное проникновение мотонейрона, начните процедуру поляризации путем трансколонного применения прямого тока. Отрегулируйте текущую интенсивность и время применения к конструкции эксперимента (например, 0,1 мА за 15 мин).
  2. Сразу после включаемый ДК, наблюдайте за потенциалом мембраны мотонейрона. Анодальная поляризация (активный электрод как анод) должна привести к деполяризации мембранного потенциала, в то время как катодальная поляризация (активный электрод как катод) должна вызывать обратный эффект. Наблюдайте, является ли изменение потенциала мембраны отдыха в ответ на стимуляцию постоянного ДК, что гарантирует, что интенсивность электрического поля не влияет.
  3. Во время непрерывного текущего применения повторите шаги 5.3'u20125.6 с интервалом в 5 минут.
  4. Выключите DC и продолжайте повторять шаги 5.3'u20125.6 с интервалом в 5 минут до тех пор, пока записи не станут нестабильными или критерии включения не будут скомпрометированы.
  5. Прекратите эксперимент и усыпляйте животное с помощью внутривенного введения смертельной дозы пентобарбитального натрия (180 мгкг -1).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Параметры действия потенциалов и нескольких мембранных свойств могут быть рассчитаны на основе внутриклеточных записей при условии стабильных условий проникновения клеток. Рисунок 1A представляет собой типичный потенциал ортодромного действия, вызванный внутриклеточной стимуляцией, которая отвечает всем критериям для включения данных (потенциал отдыха мембраны не менее -50 мВ, и амплитуды шипа выше 50 мВ, с положительным превышением). Можно измерить потенциальные параметры действия, такие ка...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

При правильной работе хирургическая часть описанного протокола должна быть завершена в течение примерно трех часов. Особо следует позаботиться о поддержании стабильных физиологических условий животного во время операции, в частности температуры тела и глубины анестезии. Помимо очевидных этических соображений, отсутствие надлежащей анестезии может привести к чрезмерным движениям конечностей во время вскрытия нерва или ламинэктомии и привести к повреждению препарата или преждевременному прекращению эксперимента. При парали...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не имеют конфликта интересов, чтобы раскрыть.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантом Национального научного центра No 2017/25/B/N'7/00373. Авторы хотели бы признать работу Ханны Дзымаши-Челиховской и Влодзимьежа Мравчински, которые внесли свой вклад в сбор и анализ результатов, представленных в настоящем документе.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
<сильные>Дурги и растворы-
Atropinum sulfuricumPolfa Warszawa--
ГлюкозаMerck346351-NaHCO3
Merck
106329-Pancuronium JelfaPharmaSwiss/Valeant-Нервно-мышечныйблокатор
Пентобарбитал натрияBiowet Pu?awy Sp. z o.o-Основноеобезболивающее средство
Потазиум цитратChempur6100-05-06-Tetraspan
Braun-HESраствор
Хирургическое оборудование---
21 ЛезвиеFST10021-00Лезвие
скальпеляCauterizerFST18010-00-Плевральные
трубкиMilaCT1215-Dumont
#4 ЩипцыFST11241-30Мышечные щипцы
Dumont #5 ЩипцыFST11254-20Щипцы dura
Dumont #5F ЩипцыFST11255-20Нервные щипцы
Dumont #5SF ЩипцыFST11252-00Pia щипцы
ЩипцыFST11008-13Тупые щипцы
ЩипцыFST11053-10Кожные щипцы
HemostatFST13013-14-Rongeur
FST16021-14Для ламинэктомии
НожницыFST15000-08Ножницы для вен
НожницыFST15002-08Ножницы Dura
НожницыFST14184-09Для разреза трахеи
НожницыFST104075-11Ножницы для мышц
НожницыFST14002-13Ножницы для кожи
Трахеальная трубка--Изготовленный на заказ
Катетер для венVygon1261.201-Щипцы
для канюляции сосудовFST18403-11-
Зажимдля сосудов FST18320-11Для зажима
вен Расширительный зонддля сосудов FST10160-13Для рассечения
<прочные>суггические материалы---
Гелевая пенаPfizerGTIN 00300090315085Гемостатическое средство
Шелковый шов 4.0FST18020-40-Шелковый
шовный материал 6.0FST18020-60-
Equipment--
-Axoclamp 2BМолекулярные устройствасняты с производстваВнутриклеточный усилитель / новая модель Axoclamp 900A
CapStar-100 Монитор CO2 в конце приливаCWE11-10000Газ
анализатор Трава S-88A-M Системысняты с производстваСтимулятор постоянного тока
Гомеотермические одеяла Системы с гибким зондомHarvard Apparatus507222FСистема нагрева
ISO-DAM8AWPI74020Внеклеточный усилитель
Microdrive--Custom made/Замена IVM/Scientifica
P-1000 Микроэлектрод съемникSutter InstrumentsP-1000Съемник микроэлектродов
SAR-830/AP Аппарат искусственной вентиляции легких для мелких животныхCWE12-02100
Опорная рама--Изготовленный/замененный лабораторный стандартный базовый 51601/Stoelting
Spinal Clamps--Изготовленный/замененный адаптер для позвоночника Rat 51695/Stoelting
TP-1 DC стимуляторWiNUE-tsDCS стимулятор
<сильный>Разное--
1B150-4 стеклянные капиллярыWPI1B150-4Для производства микроэлектродов
Вата---
гибкая трубка--Для подключения
респиратора и анализатора CO2MicroFilWPIMF28G67-5Для наполнения микропипеток
Серебряная проволока--Для нервных электродов
вен для респиратора

Ссылки

  1. Angius, L., Hopker, J., Mauger, A. R. The Ergogenic Effects of Transcranial Direct Current Stimulation on Exercise Performance. Frontiers in Physiology. 8, 90(2017).
  2. Berry, H. R., Tate, R. J., Conway, B. A. Transcutaneous spinal direct current stimulation induces lasting fatigue resistance and enhances explosive vertical jump performance. PloS One. 12 (4), 0173846(2017).
  3. Lenoir, C., Jankovski, A., Mouraux, A. Anodal transcutaneous spinal direct current stimulation (tsDCS) selectively inhibits the synaptic efficacy of nociceptive transmission at spinal cord level. Neuroscience. 393, 150-163 (2018).
  4. Parazzini, M., et al. Modeling the current density generated by transcutaneous spinal direct current stimulation (tsDCS). Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 125 (11), 2260-2270 (2014).
  5. Choi, Y. A., Kim, Y., Shin, H. I. Pilot study of feasibility and effect of anodal transcutaneous spinal direct current stimulation on chronic neuropathic pain after spinal cord injury. Spinal Cord. 57 (6), 461-470 (2019).
  6. Gómez-Soriano, J., Megía-García, A., Serrano-Muñoz, D., Osuagwu, B., Taylor, J. Non-invasive spinal direct current simulation for spasticity therapy following spinal cord injury: mechanistic insights contributing to long-term treatment effects. The Journal of Physiology. 597 (8), 2121-2122 (2019).
  7. de Araújo, A. V. L., et al. Effectiveness of anodal transcranial direct current stimulation to improve muscle strength and motor functionality after incomplete spinal cord injury: a systematic review and meta-analysis. Spinal Cord. , (2020).
  8. de Paz, R. H., Serrano-Muñoz, D., Pérez-Nombela, S., Bravo-Esteban, E., Avendaño-Coy, J., Gómez-Soriano, J. Combining transcranial direct-current stimulation with gait training in patients with neurological disorders: a systematic review. Journal of Neuroengineering and Rehabilitation. 16 (1), 114(2019).
  9. Ahmed, Z. Modulation of gamma and alpha spinal motor neurons activity by trans-spinal direct current stimulation: effects on reflexive actions and locomotor activity. Physiological Reports. 4 (3), (2016).
  10. Bolzoni, F., Jankowska, E. Presynaptic and postsynaptic effects of local cathodal DC polarization within the spinal cord in anaesthetized animal preparations. The Journal of Physiology. 593 (4), 947-966 (2015).
  11. Cogiamanian, F., et al. Transcutaneous Spinal Direct Current Stimulation. Frontiers in Psychiatry. 3, (2012).
  12. Ahmed, Z. Trans-spinal direct current stimulation alters muscle tone in mice with and without spinal cord injury with spasticity. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (5), 1701-1709 (2014).
  13. Bolzoni, F., Pettersson, L. G., Jankowska, E. Evidence for long-lasting subcortical facilitation by transcranial direct current stimulation in the cat. The Journal of Physiology. 591 (13), 3381-3399 (2013).
  14. Manuel, M., Zytnicki, D. Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway. Journal of Integrative Neuroscience. 10 (3), 243-276 (2011).
  15. Feiereisen, P., Duchateau, J., Hainaut, K. Motor unit recruitment order during voluntary and electrically induced contractions in the tibialis anterior. Experimental Brain Research. 114 (1), 117-123 (1997).
  16. Van Cutsem, M., Feiereisen, P., Duchateau, J., Hainaut, K. Mechanical properties and behaviour of motor units in the tibialis anterior during voluntary contractions. Canadian Journal of Applied Physiology = Revue Canadienne De Physiologie Appliquee. 22 (6), 585-597 (1997).
  17. Gardiner, P. F. Physiological properties of motoneurons innervating different muscle unit types in rat gastrocnemius. Journal of Neurophysiology. 69 (4), 1160-1170 (1993).
  18. Ahmed, Z. Trans-spinal direct current stimulation modifies spinal cord excitability through synaptic and axonal mechanisms. Physiological Reports. 2 (9), (2014).
  19. Manuel, M., Iglesias, C., Donnet, M., Leroy, F., Heckman, C. J., Zytnicki, D. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (36), 11246-11256 (2009).
  20. Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 120 (6), 1161-1167 (2009).
  21. Bączyk, M., Jankowska, E. Long-term effects of direct current are reproduced by intermittent depolarization of myelinated nerve fibers. Journal of Neurophysiology. 120 (3), 1173-1185 (2018).
  22. Bączyk, M., Drzymała-Celichowska, H., Mrówczyński, W., Krutki, P. Motoneuron firing properties are modified by trans-spinal direct current stimulation in rats. Journal of Applied Physiology. 126 (5), Bethesda, Md. 1232-1241 (2019).
  23. Bączyk, M., Drzymała-Celichowska, H., Mrówczyński, W., Krutki, P. Long-lasting modifications of motoneuron firing properties by trans-spinal direct current stimulation in rats. European Journal of Neuroscience. , (2019).
  24. Miranda, P. C., Faria, P., Hallett, M. What does the ratio of injected current to electrode area tell us about current density in the brain during tDCS. Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 120 (6), 1183-1187 (2009).
  25. Rahman, A., et al. Cellular effects of acute direct current stimulation: somatic and synaptic terminal effects. The Journal of Physiology. 591 (10), 2563-2578 (2013).
  26. Bikson, M., et al. Effects of uniform extracellular DC electric fields on excitability in rat hippocampal slices in vitro. The Journal of Physiology. 557, Pt 1 175-190 (2004).
  27. Jankowska, E. Spinal control of motor outputs by intrinsic and externally induced electric field potentials. Journal of Neurophysiology. 118 (2), 1221-1234 (2017).
  28. Button, D. C., Gardiner, K., Marqueste, T., Gardiner, P. F. Frequency-current relationships of rat hindlimb alpha-motoneurones. The Journal of Physiology. 573, Pt 3 663-677 (2006).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

in vivo
В Vivo внутриклеточной записи тип-идентифицированных крыс спинного мотонейронов во время транс-спинного прямого тока стимуляции
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.