Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Приготовление острых срезов мозга со спинного полюса гиппокампа у взрослых грызунов

3.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61699

⸱

10 сентября 2020 г.

1Simons Initiative for the Developing Brain, Centre for Discovery Brain Sciences, The University of Edinburgh

В этой статье

Краткое содержание

Целью данного протокола является описание метода получения срезов дорсального гиппокампа для электрофизиологического исследования. В этой процедуре используется перфузия охлажденным ACSF перед приготовлением среза с углом среза, близким к корональному, что позволяет сохранить здоровые основные нейроны.

Аннотация

Записи целых клеток из острых срезов мозга грызунов являются основой современных нейрофизиологических исследований, позволяя точно измерять клеточные и синаптические свойства. Тем не менее, существует постоянно растущая потребность в проведении коррелированных анализов между различными экспериментальными режимами в дополнение к электрофизиологии среза, например: иммуногистохимия, молекулярная биология, визуализация in vivo или электрофизиологическая регистрация; чтобы ответить на все более сложные вопросы функционирования мозга. Тем не менее, сделать значимые выводы из этих различных экспериментальных подходов не так просто, поскольку даже в относительно хорошо описанных структурах мозга существует высокая степень субрегиональной вариабельности клеточных функций. Нигде это не проявляется лучше, чем в CA1 гиппокампа, который обладает четко определенными дорсо-вентральными свойствами, основанными на клеточных и молекулярных свойствах. Тем не менее, во многих опубликованных исследованиях изучаются паттерны экспрессии белков или поведенчески коррелированная активность in vivo в дорсальном отделе гиппокампа; и объяснять результаты механистически с помощью клеточной электрофизиологии вентромедиальной области. Это осложняется еще и тем, что многие острые электрофизиологические эксперименты проводятся на молодых животных, в то время как другие экспериментальные режимы проводятся на более зрелых животных. Для решения этих проблем данный метод включает транскардиальную перфузию зрелых (>60-дневных грызунов) искусственной спинномозговой жидкостью с последующим получением модифицированных корональных срезов, включая септальный полюс дорсального гиппокампа, для записи из пирамидальных клеток CA1. Этот процесс приводит к получению здоровых острых срезов дорсального гиппокампа, что позволяет проводить клеточный электрофизиологический опрос на основе среза, соответствующий другим измерениям.

Введение

Гиппокамп, возможно, является наиболее хорошо изученной структурой в мозге млекопитающих, благодаря его относительно большому размеру и заметной ламинарной структуре. Гиппокамп участвует в ряде поведенческих процессов: пространственной навигации, контекстуальной памяти и формировании эпизодов. Отчасти это связано с относительной легкостью доступа к дорсальным частям гиппокампа у грызунов для анализа in vivo . Действительно, основные выходные ячейки обычно находятся менее чем в 2 мм от поверхности пиаля.

У грызунов гиппокамп представляет собой относительно крупную структуру, образованную инвагинацией конечного мозга, идущей от дорсальной перегородки до вентрального неокортекса. Он состоит из 2 основных областей: зубчатая извилина и рог аммония (CA); последний из них разделен на 3 хорошо описанные субобласти (CA1-3), которые простираются в зубчатую извилину (ранее известную как CA4), на основе связности, клеточной анатомии и генетических свойств1. Эта структура сохраняется вдоль дорсо-вентрального расширения гиппокампа, хотя и с значительными вариациями в синаптических свойствах 2,3,4, анатомии5, генетическом разнообразии 6,7,8 и поведенческой функции 9,10. Из областей CA подполе CA1 состоит в основном из глутаматергических пирамидальных клеток CA1 (CA1 PCs), для которых было определено 3 подтипа11, и ингибирующих интернейронов, которые составляют ~10% нейронов, но очень разнообразны с более чем 30 определенными подтипами 12,13,14. В дополнение к региональным специфическим различиям, было показано, что нормальное старение оказывает значительное влияние на синаптическую передачу 15,16,17, анатомию18 и генетический профиль 19. В настоящее время золотой стандарт метода оценки тонкостей клеточных и синаптических свойств контролируемым образом заключается в использовании записей целых клеток из острых срезов мозга20.

Понимание функции гиппокампа в значительной степени основано на дорсальных манипуляциях из-за легкости, с которой к нему можно получить доступ хирургическим или анатомическим путем для выполнения поведенческих задач, имплантации электродов или окон визуализации, а также экспрессии вирусной плазмиды. Кроме того, во многих исследованиях эти процедуры выполняются с поздними молодыми или взрослыми грызунами, чтобы предотвратить вариабельность структуры мозга во время развития. Несмотря на это, многие подходы к изучению клеточной и субклеточной электрофизиологии выполняются у ранних и средних молодых грызунов, в основном из вентромедиальной части гиппокампа в его поперечной плоскости 21,22,23,24,25. В тех случаях, когда оценивалась вся дорсо-вентральная протяженность, для поддержания поперечной протяженности 4,26 использовали тканевый измельчитель или проводили эксперимент на молодых крысах27 или мышах28. Кроме того, известно, что охлаждение тканей перед вскрытием мозга сохраняет структуру гиппокампа у крыс29 и неокортикальных нейронов у мышей 30,31. Тем не менее, существует скудность подробностей относительно получения срезов мозга от дорсальной поперечной оси гиппокампа, полученных в результате модифицированных корональных срезов у зрелых крыс.

Этот протокол описывает подход, с помощью которого можно получить записи целых клеток от одного или пар нейронов в модифицированных корональных срезах дорсального гиппокампа от старых крыс с последующей морфологической идентификацией. Здоровые срезы мозга получаются после транскардиальной перфузии охлажденной искусственной спинномозговой жидкости (ACSF), что облегчает измерение электрофизиологических свойств РС CA1 и локальных интернейронов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все животные были выращены и содержались в соответствии с руководящими принципами Министерства внутренних дел и учреждений (HO# P135148E). Все крысы содержались в 12-часовом цикле свет/темнота и получали доступ к пище и воде в неограниченном количестве.

1. Транскардиальная перфузия охлажденных АКСФ

  1. Перед началом всех экспериментов поместите ~200 мл сахарозы-ACSF (Таблица 1) в морозильную камеру при температуре -20 °C (до полузаморозки, для нарезки) и еще ~100-200 мл отфильтрованной сахарозы-ACSF на лед (для перфузии), барботируя карбогеном (95% O2/5% CO2).
  2. Соберите взрослую крысу из домашней клетки и поместите ее на ~30 минут в клетку в процедурном кабинете, чтобы она акклиматизировалась к уровню шума и света.
  3. Подготовьте инструменты для вскрытия (рис. 1A), зону перфузии и инъекционный анестетик (прибл. 1 мл 200 мг/мл пентобарбитала натрия в конечной концентрации 100 мг/кг).
  4. Подготовьте подходящую анестезиологическую камеру, поместив внутрь небольшой тампон из папиросной бумаги или ваты. Введите 1-2 мл летучего изофлуранового анестетика в абсорбирующий материал в камере.
  5. Поместите крысу в анестезиологическую камеру для успокоения. Следите за дыханием до тех пор, пока частота дыхания не упадет до ~1 поверхностного вдоха в секунду.
  6. На этом этапе начните пузырить полузамороженную сахарозу-ACSF с карбогеном на льду для использования во время нарезки.
  7. Взвесьте крысу и отметьте ее вес.
  8. Провести терминальную анестезию крысы путем введения приготовленного пентобарбитала натрия во внутрибрюшинную полость. Доза натрия пентобарбитала должна составлять 100 мг/кг, рассчитанная из ранее принятой массы и запасной концентрации препарата. Поместите крысу в камеру ожидания и дайте 0,5-5 минут для начала терминальной анестезии.
  9. Подтвердите прекращение рефлексов: проверьте оба рефлекса на моргание роговицы (прикосновение к зрачку) и щипот задней лапы (поднятие ноги и ущипывание задней лапы) с помощью тупого зонда (т.е. округлых щипцов). Как только рефлексы прекратятся, прикрепите крысу к полистирольной или пробковой хирургической доске с помощью игл для подкожных инъекций.
  10. Откройте грудную полость и поместите канюлю у основания левого желудочка сердца. Проколите правое предсердие и немедленно начните перфузию с помощью ледяной (0-1 °C) сахарозы-ACSF (с помощью перистальтического насоса со скоростью 50 мл/мин).
  11. Как только произойдет полный обмен жидкостей и охлаждение организма (<5 минут), удалите канюлю и штифты, а затем обезглавьте с помощью гильотины.
  12. Аккуратно и быстро удалите череп с помощью ножниц для кости и инструментов для костей Ронжера (рис. 1А, 1 В).
    1. Начните с 2 двусторонних надрезов через большое затылочное отверстие с помощью костных ножниц и удалите череп до лямбда-шва с помощью Ронжера. Аккуратно разрежьте по средней линии шов ножницами для кости прямо за глазами.
    2. Сделайте 2 двусторонних разреза через череп, перпендикулярно средней линии. С помощью Ронжеров раскройте череп по средней линии. Будьте особенно осторожны, чтобы удалить матеральную матру с помощью тонких ножниц или иглы с крючком.
  13. Вычерпните мозг из черепа с помощью тупого шпателя, разрезая черепные и зрительные нервы с помощью сжатия из стороны в сторону. Поместите мозг в карбогенированную, полузамороженную (0–1 °C) сахарозу-ACSF на 1–2 минуты перед нарезкой.

2. Подготовка срезов мозга из дорсального гиппокампа

  1. Извлеките перфузированный мозг из полузамороженной (0–1 °C) сахарозы-ACSF и поместите в стеклянную чашку Петри, выстланную фильтровальной бумагой. Поместите мозг на его вентральную поверхность.
  2. С помощью скальпеля (лезвие No 22) удалите заднюю часть мозга под углом ~10° от вертикали, чтобы создать плоскую поверхность для приклеивания мозга к сцене (Рисунок 1C).
  3. Нанесите небольшое количество цианоакрилатного клея на ступень вибратома. Распределите клей так, чтобы получилась тонкая пленка примерно на 50% больше площади поперечного сечения поверхности разреза головного мозга.
  4. Поднимите мозг из стеклянной чашки на шпатель срезом вниз, используя кисть для направления тканей. Промокните мозг кусочком ткани, чтобы удалить излишки ACSF, и сдвиньте мозг, разрезанную поверхность вниз, на центр клея. С помощью пастеровской пипетки нанесите 1-2 мл ледяной сахарозы-ACSF на мозг, чтобы удалить клей с мозгового блока.
  5. Поместите мозг в камеру для нарезки и залейте полузамороженной сахарозой ACSF. Используйте ложку или шпатель, чтобы предотвратить попадание лишнего льда в мозговую блокировку, а затем карбогенатируйте (Рисунок 1D).
  6. Переместите лезвие вибратома в положение: ~1 мм от дорсальной поверхности мозга и вертикально ~1 мм впереди брегмы. Убедитесь, что лезвие полностью погружено в воду, и удалите пузыри с помощью кисти.
  7. Начните резать мозг. Для обрезки до дорсального гиппокампа используйте скорость 0,1-0,2 мм/с, с горизонтальным движением лопасти 1-1,5 мм и обратной частотой колебаний ~90 Гц. При разрезании спинного гиппокампа уменьшите скорость до 0,05-0,1 мм/с.
  8. Соберите срезы дорсального гиппокампа (номинально 3-4 полных среза или 6-8 полуразрушенных срезов) на каждый мозг. Если требуются продольные срезы вентромедиального гиппокампа, продолжайте срез. После того, как дорсальный гиппокамп был разрезан, нет необходимости вырезать дополнительную ткань за пределами примерно положения3-го желудочка. Остановите вибратомию, отделите срез изогнутой иглой для подкожных инъекций и соберите в основании камеры для срезки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Толщина ломтиков может составлять 250-500 мкм, в зависимости от требований эксперимента. Для записи из дорсального гиппокампа обычно используют срезы толщиной 400 мкм, чтобы сохранить как можно больше локальной сети, обеспечивая при этом подходящие условия микроскопии.
  9. Обрежьте срезы так, чтобы под микроскопом находился только гиппокамп и вышележащая кора головного мозга. Переложите ломтики в предварительно нагретую до 35 °C камеру передней поверхностью вверх.
  10. Определите камеру хранения на основе проводимого эксперимента. Для получения высококачественных патч-клэмпов или внеклеточных полевых записей вблизи поверхности среза в погружных камерах записи храните их в погружных камерах. В качестве альтернативы можно хранить в камере соприкосновения жидкости/газа для регистрации активности колебательной сети или записи внеклеточного поля интерфейса.
  11. Для хранения в погруженном грунте дайте ломтикам восстановиться при температуре 35 ºC в течение 30 минут с момента попадания последнего ломтика в камеру хранения. Это позволяет реактивировать метаболические процессы и повторно запечатать резанные невриты. Через 30 минут переведите камеру хранения в комнатную температуру.

3. Запись дорсальных нейронов гиппокампа

  1. Изготавливайте записывающие патч-пипетки из капиллярного стекла. В этом протоколе используется боросиликатное стекло с внутренним диаметром 1,5 мм, внутренний диаметр 0,86 мм с нитью, что дает сопротивление наконечника 3-5 МОм при заполнении внутриклеточным раствором (табл. 1). Внутриклеточные растворы хранить охлажденными на льду для предотвращения деградации энергетических компонентов и отфильтровать перед использованием (шприцевой фильтр, размер пор: 0,2 мкм).
  2. Карбогенат записывают ACSF и предварительно подогревают на водяной бане (35-40 ºC). Подайте карбогенированный и предварительно нагретый ACSF в записывающую камеру с помощью перфузионной трубки с перистальтическим насосом. Начинайте перфузию за несколько минут до переноса среза в камеру.
  3. Остановите перфузию и перенесите срез мозга в записывающую камеру передней поверхностью вверх. Удерживайте ломтик на месте с помощью платинового кольца с прикрепленными одиночными волокнами шелка, чтобы сформировать форму «арфа». Расположите срезы так, чтобы пирамидальный слой CA1 проходил перпендикулярно оси первой записывающей пипетки.
  4. Возобновите подачу карбогенированных и предварительно подогретых (35-40 ºC) регистрирующих ACSF (табл. 1) с оптимальной нормой 6-8 мл∙мин-1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Высокие скорости потока (6-8 мл∙мин-1) оптимальны для поддержания сетевой активности в срезах32. Более низкие скорости потока (т.е. 2-3 мл∙мин-1) могут быть использованы для поддержания стабильности среза для экспериментов по визуализации или там, где биологически значимая активность сети не требуется.
  5. Оценивайте качество среза с помощью инфракрасной оптики с дифференциальным выводом контраста (IR-DIC) с 40-кратным увеличением объектива (визуализируется с помощью ПЗС-камеры). Предполагается, что качество среза хорошее, если на глубине 20-30 мкм ниже гладкой поверхности можно увидеть большое количество яйцевидных и умеренно контрастных РС CA1 на глубине 20-30 мкм ниже гладкой поверхности (рис. 2А). Срезы низкого качества содержат большое количество высококонтрастных, сморщенных или отечных клеток, с неровной поверхностью среза.
  6. Заполните патч-пипетки внутриклеточным раствором (например, на основе внутриклеточного [Cl-] 24 мМ) для сравнения с другими опубликованными данными.
  7. Выполнение записи патч-зажима всей ячейки, как описано ранее22. Исключить клетки из анализа, если мембранный потенциал (ВМ) на пробитие более деполяризован, чем -50 мВ, последовательное сопротивление составляет >30 МОм; или последовательное сопротивление изменяется на >20% в течение записи. В этих условиях регистрации последовательное сопротивление обычно находится в диапазоне от 8 до 25 МОм и стабильно в течение 1 часа.
  8. Чтобы исследовать внутреннюю возбудимость CA1 из дорсального гиппокампа, проверьте внутренние физиологические свойства с помощью записей целых клеток со следующими протоколами в конфигурации с текущим зажимом:
    1. От мембранного потенциала покоя без применения тока смещения подайте небольшие (-10 пА, 500 мс) шаги тока, повторенные 30 раз.
    2. От -70 мВ с применением тока смещения применить гипер к деполяризующему току с шагом длительностью 500 мс (от -100 до +400 пА, 25 пА) с 3 повторениями семейства проводников.
    3. Подайте синусоидальную волну с амплитудой 100 пА от размаха до пика, с переменной частотой от 0,1 до 20 Гц. Повторите 3 раза.
    4. Примените стимулы 5x 2 нА, 2 мс для управления потенциалами действия на частоте 20, 40, 60, 80, 100 Гц. 10 разверток на частоту.
    5. С помощью зажима напряжения -70 мВ подайте 5 минут спонтанных возбуждающих постсинаптических токов (EPSC) для записи.
  9. Чтобы повторно запечатать клетки для гистологического анализа после успешной регистрации, создайте внешние и внешние патчи, медленно втягивая пипетку. Когда наблюдается увеличение последовательного сопротивления от экспериментальных уровней до >1 ГОм, измеренного с помощью испытательного импульса -5 мВ, увеличьте удерживающий потенциал до -40 мВ и полностью втяните пипетку.
  10. Выполните дополнительные записи в том же срезе, чтобы удовлетворить требуемую статистическую мощность экспериментального плана.
  11. Удалите срезы мозга, содержащие записанные нейроны, из записывающей камеры, поместите в 24-луночный планшет, замените ACSF на 4% параформальдегид (в 0,1 М фосфатном буфере) и оставьте на ночь.
  12. На следующий день замените PFA на 0,1 М фосфатный буфер и храните до гистологической обработки. Визуализируйте клетки с флуоресцентно-конъюгированным стрептавидином, как описано ранее22.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Описанный выше протокол позволяет проводить подготовку жизнеспособных срезов из септального полюса дорсального гиппокампа у половозрелых крыс. Ключевым фактором в этом протоколе является перфузия охлажденной сахарозы-ACSF перед приготовлением среза, в результате чего образуются здоровые CA1 PC, расположенные проксимальнее поверхности среза. Качество полученного среза оценивается визуально с помощью оптики IR-DIC, и здоровые клетки, идентифицированные как имеющие большие яйцевидные клеточные тела, располагаются по всей дл...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Здесь описан протокол для получения высококачественных срезов мозга из дорсальной части CA1 гиппокампа, что позволяет делать записи от нескольких жизнеспособных нейронов в этой области. Комбинаторный подход с записью всей клетки из околокорональных срезов с последующей визуализацией нейронов имеет решающее значение для подтверждения жизнеспособности и идентичности клеток.

Этот протокол надежно производит жизнеспособные срезы по 2 основным причинам. Во-первых, ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Автор заявляет, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Автор выражает благодарность профессору Дэвиду Джей Эй Уилли, доктору Эмме Перкинс, Лауре Симоэс де Оливейре и профессору Питеру С. Кинду за полезные комментарии по оптимизации рукописи и протокола, а также Инициативу Саймонса по развитию мозга за предоставление расходов на публикацию.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Программное обеспечение для сбора данныхМолекулярные приборыpClamp 10
Взрослые крысыРазличныен/дЛюбой штамм взрослой крысы (60 дней и старше)
УсилительМолекулярные устройстваAxopatch 700B
Программное обеспечение для анализаБесплатное программное обеспечениеStimfithttps://github.com/neurodroid/stimfit
Костяные ножницыFST16152-12Литтауэрский стиль
Аппарат капиллярного стеклаHarvard30-0060Пипетки из боросиликатного стекла с нитью накала наружный диаметр 1,5 мм, внутренний диаметр 0,86 мм.
CarbogenBOCРазличные95% O2/5% CO2
CCD камераScientificaSciCamProhttps://www.scientifica.uk.com/products/
химикаты/реактивыSigma AldrichРазличные Вселабораторные реактивы закуплены у Sigma Aldrich.
Цианоакрилат (т.е. RS Pro 3)RS Компоненты918-6872Избегайте цианоакрилатных составов на основе геля
ДигитайзерМолекулярные устройстваDigidata 1550B
Рассекционные булавки/иглыРазличноеРазличное Использование иглы 16 калибра (вверху)
Электрофизиологическая системаScientificaSliceScopehttps://www.scientifica.uk.com/products/ scientifica-slicescope
Тонкие ножницы для ирисовFST14568-12С наконечниками из карбида вольфрама
Стеклянная чашка ПетриFisher Scientific12911408
иглы для подкожных инъекцийBD ЗдравоохранениеРазличные16, 18 и 22 калибр
Изофторан 100% W/W (т.е. IsoFlo)Zoetis50019100
ножницы типаМайо FST14110-17Тупые наконечники
МикроманипуляторыScientificaMicrostarhttps://www.scientifica.uk.com/products/scientifica-microstar-micromanipulator
PaintbrushArt storeн/дКисть с тонкой щетиной, приобретенная в местном художественном магазине.
Пастеровская пипеткаFisher Scientific11546963Стеклянная пипетка Пастера, но разрезанная так, чтобы тупой конец использовался для переноса пипетки.
Перистальтический насосWatson Marlow12466260Одноканальный перистальтический насос
Съемник пипетокSutter InstrumentsP-97Другие модели и методы производства пипеток будут работать одинаково хорошо.
Пластиковые шприцы (1, 2, 5 мл)BD ЗдравоохранениеРазличные
инструменты для кости RongeurFST16021-14
Камера для удержания ломтиковСамодельный
груз для слайса/арфаГарвардский аппаратSHD-22L/15Подходящие альтернативы.
Пентобарбитал натрия (т.е. пентоджект)Animalcare Ltd10347/4014200 мг/мл; другие составы пентобарбитала будут подходящими
ШпательBochem3213Доступен в
шприцевых фильтрахFisher Scientific10482012Corning марки шприцевых фильтров, 0,22 &; m диаметр пор.
VibtratomeLeica1491200S001VT1200S модель с
водяной ваннойVibrocheck Fisher Scientific151670155 литровой водяной баней, например: Grant Instruments™ JBA5 scientifica-scicam-pro

Ссылки

  1. Amaral, D. G., Witter, M. P. The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data. Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).
  2. Moser, M. B., Moser, E. I. Functional differentiation in the hippocampus. Hippocampus. 8 (6), 608-619 (1998).
  3. Babiec, W. E., Jami, S. A., Guglietta, R., Chen, P. B., O'Dell, T. J. Differential regulation of NMDA receptor-mediated transmission by SK channels underlies dorsal-ventral differences in dynamics of schaffer collateral synaptic function. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1950-1964 (2017).
  4. Papatheodoropoulos, C. Striking differences in synaptic facilitation along the dorsoventral axis of the hippocampus. Neuroscience. 301, 454-470 (2015).
  5. O'Reilly, K. C., et al. Identification of dorsal-ventral hippocampal differentiation in neonatal rats. Brain Structure and Function. 220 (5), 2873-2893 (2015).
  6. Cembrowski, M. S., et al. Spatial gene-expression gradients underlie prominent heterogeneity of CA1 pyramidal neurons. Neuron. 89 (2), 351-368 (2016).
  7. Cembrowski, M. S., Wang, L., Sugino, K., Shields, B. C., Spruston, N. Hipposeq: a comprehensive RNA-seq database of gene expression in hippocampal principal neurons. elife. 5, 14997(2016).
  8. Leonardo, E., Richardson-Jones, J., Sibille, E., Kottman, A., Hen, R. Molecular heterogeneity along the dorsal–ventral axis of the murine hippocampal CA1 field: a microarray analysis of gene expression. Neuroscience. 137 (1), 177-186 (2006).
  9. Kheirbek, M. A., et al. Differential control of learning and anxiety along the dorsoventral axis of the dentate gyrus. Neuron. 77 (5), 955-968 (2013).
  10. Kjelstrup, K. B., et al. Finite scale of spatial representation in the hippocampus. Science. 321 (5885), 140-143 (2008).
  11. Klausberger, T., Somogyi, P. Neuronal diversity and temporal dynamics: the unity of hippocampal circuit operations. Science. 321 (5885), 53-57 (2008).
  12. Booker, S. A., Vida, I. Morphological diversity and connectivity of hippocampal interneurons. Cell and Tissue Research. 373 (3), 619-641 (2018).
  13. Freund, T. F., Buzsaki, G. Interneurons of the hippocampus. Hippocampus. 6 (4), 347(1996).
  14. Pelkey, K. A., et al. Hippocampal GABAergic inhibitory interneurons. Physiological Reviews. 97 (4), 1619(2017).
  15. Barnes, C. A., Rao, G., Foster, T. C., McNaughton, B. L. Region-specific age effects on AMPA sensitivity: Electrophysiological evidence for loss of synaptic contacts in hippocampal field CA1. Hippocampus. 2 (4), 457-468 (1992).
  16. Potier, B., Jouvenceau, A., Epelbaum, J., Dutar, P. Age-related alterations of GABAergic input to CA1 pyramidal neurons and its control by nicotinic acetylcholine receptors in rat hippocampus. Neuroscience. 142 (1), 187-201 (2006).
  17. Ekonomou, A., Pagonopoulou, O., Angelatou, F. Age-dependent changes in adenosine A1 receptor and uptake site binding in the mouse brain: An autoradiographic study. Journal of Neuroscience Research. 60 (2), 257-265 (2000).
  18. Pyapali, G. K., Turner, D. A. Increased dendritic extent in hippocampal CA1 neurons from aged F344 rats. Neurobiology of Aging. 17 (4), 601-611 (1996).
  19. Blalock, E. M., et al. Gene microarrays in hippocampal aging: statistical profiling identifies novel processes correlated with cognitive impairment. Journal of Neuroscience. 23 (9), 3807-3819 (2003).
  20. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Review of Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  21. Bischofberger, J., Engel, D., Li, L., Geiger, J. R., Jonas, P. Patch-clamp recording from mossy fiber terminals in hippocampal slices. Nature Protocols. 1 (4), 2075(2006).
  22. Booker, S. A., Song, J., Vida, I. Whole-cell patch-clamp recordings from morphologically-and neurochemically-identified hippocampal interneurons. Journal of Visualized Experiments. (91), e51706(2014).
  23. Geiger, J., et al. Patch-clamp recording in brain slices with improved slicer technology. Pflügers Archive. 443 (3), 491-501 (2002).
  24. Aitken, P., et al. Preparative methods for brain slices: a discussion. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 139-149 (1995).
  25. Siwani, S., et al. OLMα2 cells bidirectionally modulate learning. Neuron. 99 (2), 404-412 (2018).
  26. Dong, W. Q., Schurr, A., Reid, K. H., Shields, C. B., West, C. A. The rat hippocampal slice preparation as an in vitro model of ischemia. Stroke. 19 (4), 498-502 (1988).
  27. Dougherty, K. A. Differential developmental refinement of the intrinsic electrophysiological properties of CA1 pyramidal neurons from the rat dorsal and ventral hippocampus. Hippocampus. 30 (3), 233-249 (2020).
  28. Foggetti, A., Baccini, G., Arnold, P., Schiffelholz, T., Wulff, P. Spiny and Non-spiny Parvalbumin-Positive Hippocampal Interneurons Show Different Plastic Properties. Cell Reports. 27 (13), 3725-3732 (2019).
  29. Newman, G. C., Qi, H., Hospod, F. E., Grundmann, K. Preservation of hippocampal brain slices with in vivo or in vitro hypothermia. Brain Research. 575 (1), 159-163 (1992).
  30. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Patch-Clamp Methods and Protocols. , Springer. 221-242 (2014).
  31. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N-methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. (132), e53825(2018).
  32. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29 (2), 319-327 (2009).
  33. Papaleonidopoulos, V., Trompoukis, G., Koutsoumpa, A., Papatheodoropoulos, C. A gradient of frequency-dependent synaptic properties along the longitudinal hippocampal axis. BMC Neuroscience. 18 (1), 79(2017).
  34. Fuller, L., Dailey, M. E. Preparation of rodent hippocampal slice cultures. (10), Cold Spring Harbor Protocols. 4848(2007).
  35. Gee, C. E., Ohmert, I., Wiegert, J. S., Oertner, T. G. Preparation of slice cultures from rodent hippocampus. Cold Spring Harbor Protocols. 2017 (2), (2017).
  36. Andersen, P. Brain slices - a neurobiological tool of increasing usefulness. Trends in Neurosciences. 4, 53-56 (1981).
  37. Moyer, J. R., Brown, T. H. Patch-Clamp Analysis. , Springer. 135-193 (2002).
  38. Dougherty, K. A., et al. Differential expression of HCN subunits alters voltage-dependent gating of h-channels in CA1 pyramidal neurons from dorsal and ventral hippocampus. Journal of Neurophysiology. 109 (7), 1940-1953 (2013).
  39. Huang, S., Uusisaari, M. Y. Physiological temperature during brain slicing enhances the quality of acute slice preparations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 48(2013).
  40. Booker, S. A., et al. Presynaptic GABAB receptors functionally uncouple somatostatin interneurons from the active hippocampal network. Elife. 9, 51156(2020).
  41. Gloveli, T., et al. Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus. Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (37), 13295-13300 (2005).
  42. Ordemann, G. J., Apgar, C. J., Brager, D. H. D-type potassium channels normalize action potential firing between dorsal and ventral CA1 neurons of the mouse hippocampus. Journal of Neurophysiology. 121 (3), 983-995 (2019).
  43. Arnold, E. C., McMurray, C., Gray, R., Johnston, D. Epilepsy-induced reduction in HCN channel expression contributes to an increased excitability in dorsal, but not ventral, hippocampal CA1 neurons. eNeuro. 6 (2), (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Область CA1 гиппокампадорсальный гиппокампметод локальной фиксации потенциала (whole-cell patch-clamp)транскардиальная перфузиямодифицированные корональные срезыэлектрофизиология грызуновподготовка срезовклеточная электрофизиологияподготовка срезов мозга

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.