Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Криоконсервация ооцитов, полученных из ткани яичников, для оптимизации сохранения фертильности у девочек и женщин препубертатного возраста

6.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61777

⸱

23 октября 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Développement Embryonnaire Précoce Humain et Pluripotence, Univ Montpellier, INSERM 1203, 2Département de Biologie de la Reproduction, Biologie de la Reproduction/DPI et CECOS, CHU Montpellier, Univ Montpellier, 3Centre d'AMP-CECOS, CHU Grenoble-Alpes, Univ Grenoble-Alpes

В этой статье

Краткое содержание

Предложен протокол сохранения фертильности у девочек препубертатного возраста и женщин с риском преждевременной недостаточности яичников. Он сочетает в себе замораживание ткани яичника и криоконсервацию ооцитов, полученных из ткани яичников. Такая стратегия повышает безопасность и оптимизирует репродуктивный потенциал сохранения фертильности, максимизируя шансы на рождение ребенка.

Аннотация

Криоконсервация ткани яичников человека (ОТК) все чаще используется во всем мире для сохранения женской фертильности у девочек препубертатного возраста и женщин с риском преждевременной недостаточности яичников (ПОИ) в контексте срочного гонадотоксического лечения или хирургического вмешательства на яичниках. Сохранение фертильности является сложной задачей, поскольку нет консенсуса в отношении ведения пациентов, стратегий сохранения фертильности или даже технических лабораторных протоколов, что подразумевает, что каждая процедура должна быть адаптирована к характеристикам профиля пациента и ее собственному соотношению риска и пользы. Во время безрецептурной терапии зрелые/незрелые ооциты могут быть аспирированы непосредственно из больших/малых антральных фолликулов в образцах ткани яичников и/или высвобождены в питательные среды из растущих фолликулов во время рассечения ткани яичников у девочек и женщин препубертатного возраста. В этой рукописи мы представляем протокол, который сочетает замораживание ткани яичника с криоконсервацией зрелых/незрелых ооцитов, полученных из образцов ткани яичников, улучшая репродуктивный потенциал сохранения фертильности. Будет описан надлежащий сбор, обращение и хранение ткани яичников и ооцитов до, во время и после криоконсервации. Также будут обсуждаться вопросы последующего использования и безопасности криоконсервированных/размороженных образцов ткани яичников и ооцитов, а также оптимальные сроки созревания in vitro незрелых ооцитов. Мы рекомендуем систематическое использование этого протокола для сохранения фертильности у девочек и женщин в препубертатном возрасте, поскольку он увеличивает весь репродуктивный потенциал сохранения фертильности (т.е. витрификация ооцитов в дополнение к безрецептурным препаратам), а также повышает безопасность и использование сохранения фертильности (т.е. размораживание ооцитов по сравнению с трансплантатом яичников), максимизируя шансы на успешные роды для пациенток с риском ПОИ.

Введение

За последние два десятилетия сфера сохранения фертильности расширилась в связи с увеличением числа пациенток с риском преждевременной недостаточности яичников (ПОИ)1,2,3. В настоящее время доступными медицинскими вариантами сохранения фертильности являются криоконсервация ткани яичников (OTC)4, замораживание ооцитов/эмбрионов после стимуляции яичников5, введение аналогов ГнРГ6 или транспозиция яичников7. Безрецептурные препараты являются важным шагом вперед в деле сохранения фертильности, особенно у девочек препубертатного возраста, где это единственный доступный в настоящее время вариант сохранения фертильности, а также у женщин, которые не могут отсрочить начало лечения гонадотоксическимипрепаратами2,4.

Безрецептурный препарат позволяет сохранить большое количество примордиальных фолликулов, которые расположены во внешнем 1 мм коры яичников2. Замороженная/размороженная ткань яичника может быть впоследствии использована с помощью трансплантата (ортотопического или гетеротопического, аутологичного или донорского) или культивирована in vitro для получения зрелых ооцитов2. Показано, что трансплантат замороженно-размороженных образцов препубертатной ткани яичников индуцирует половое созревание 8,9. У женщин репродуктивные исходы после ортотопической аутотрансплантации замороженно-размороженной коры яичников обнадеживают: частота живорождения достигает 57,5% после естественного зачатия10 и от 30% до 70% после зачатия с помощью вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ)11. С момента первого живорождения в результате ортотопической трансплантации замороженной/размороженной ткани яичников человека в 2004году12, этот метод позволил родить не менее 130 детей во всеммире2. Гормональная и репродуктивная функции ткани трансплантата обычно сохраняются в течение нескольких лет 11,13,14, подтверждая ее долгосрочную функциональность.

Тем не менее, аутотрансплантация образцов ткани яичников несет теоретический риск повторного введения жизнеспособных злокачественных клеток у некоторых пациенток 15,16,17,18, особенно у выживших после лейкемии19. На сегодняшний день не было зарегистрировано ни одного случая передачи рака через трансплантат замороженной/размороженной коры яичников у здоровых выживших послерака11, что позволяет предположить, что волокнистая аваскулярная природа коры яичников может представлять собой негостеприимную микросреду для распространения злокачественных клеток. Тем не менее, трансплантат ткани яичника по-прежнему представляет собой экспериментальную и сложную технику, что указывает на то, что использование ооцитов в настоящее время следует рассматривать как более простой и безопасный подход, чем трансплантат ткани яичников для восстановления фертильности. Интересно, что незрелые ооциты могут быть легко извлечены из ткани яичников во время безрецептурного лечения как у девочек препубертатного возраста, так и у женщин16 лет, что позволяет предположить, что они могут представлять собой надежный источник для максимизации потенциала восстановления фертильности в дополнение к замораживанию кортикальной ткани яичников. Эти ооциты могут быть аспирированы вручную ex vivo в лаборатории ВРТ из видимых антральных фолликулов или выделены из отработанных сред после диссекции ткани яичника. Извлеченные ооциты затем могут быть непосредственно витрифицированы на незрелой стадии или созреть до этапа витрификации с использованием созревания in vitro (IVM)20,21.

В этой рукописи мы предлагаем протокол, который сочетает в себе криоконсервацию ткани яичников с выделением и криоконсервацией зрелых (стадия MII-ооцитов) и/или незрелых ооцитов (т.е. зародышевых везикул (GV) и ооцитов стадии метафазы I (MI)), полученных из ткани яичников. В этом протоколе изложены все конкретные шаги, необходимые для максимизации потенциала сохранения фертильности как у девочек препубертатного возраста, так и у женщин.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все женщины (старше 18 лет), а также все несовершеннолетние девочки и их родители подписали форму информированного согласия на сохранение фертильности пациентки, подверженной риску POI. Этот протокол рассматривается как рутинная процедура ВРТ в нашем центре сохранения фертильности. Он следует руководящим принципам нашего комитета по этике исследований человека.

1. Контроль качества

  1. Включить женский возраст ≤ 38 лет, содержащий концентрацию циркулирующего антимюллерова гормона >1 нг/мл и демонстрирующий наличие повышенного риска развития POI вследствие гонадотоксического лечения. Исключите женщин, имеющих право на витрификацию ооцитов для процедуры сохранения фертильности, женщин с состоянием, которое не позволяет дать полностью информированное согласие, или женщин с высоким риском осложнений от анестезии или хирургического вмешательства.
  2. Подтвердите наличие подписанного согласия пациента перед началом данной процедуры.
  3. Определите два свободных места в двух отдельных резервуарах для хранения криоконсервации. Половина криопробирок/соломинок будет храниться в первом резервуаре для хранения, в то время как другая половина криопробирок/соломинок будет храниться в другом резервуаре, чтобы свести к минимуму риск полной потери образцов в случае отказа резервуара.
  4. Проверьте наличие и функциональность всех медицинских устройств, необходимых в этом протоколе. Для этапа вскрытия рекомендуются стерильные хирургические ножницы для вскрытия с острыми прямыми лезвиями и тонко заточенными концами, а также стерильные щипцы для атравматичных тканей.
  5. Убедитесь, что все этапы контроля качества были соблюдены для всех медицинских устройств (в частности, валидация и регулярный контроль процессов стерилизации, проверка срока годности/номера партии и отслеживание).
  6. Поддерживайте асептическое/стерильное содержание на протяжении всей процедуры и соблюдайте все меры предосторожности.
  7. Используйте разные посуды, пипетки и хирургические инструменты для каждого пациента.

2. За день до консервации

  1. Приготовьте одну стерильную чашку Петри для ЭКО диаметром 60 мм, содержащую среду для ЭКО, покрытую минеральным маслом, и инкубируйте чашку в течение ночи при температуре 37 °C в атмосфере 5%О2 и 5%СО2. Используйте эту чашку для сбора кумулюс-ооцитарных комплексов (КОК), которые потенциально могут быть извлечены из ткани (см. раздел «Побочные эффекты»).
  2. Приготовьте одну стерильную чашку Петри для ЭКО 35 мм, содержащую среду для ЭКО, и инкубируйте чашку в течение ночи при температуре 37 °C в атмосфере 5%O2 и 5%CO2. Используйте эту чашку для этапа денудации ооцитов (см. раздел 9.1).
  3. Приготовьте одну стерильную чашку Петри для ЭКО 35 мм, содержащую среду для ЭКО, покрытую минеральным маслом, и инкубируйте чашку в течение ночи при температуре 37 °C в атмосфере 5%O2 и 5%CO2. Используйте эту чашку для сбора ооцитов после стадии денудации (см. раздел 9.4).

3. Забор и транспортировка ткани яичников

  1. Выполните лапароскопическую операцию под общей анестезией с использованием одного порта 10 мм, расположенного в пупке, и двух портов 5 мм, один из которых расположен в левом нижнем квадранте, а другой - в правом.
  2. Частичную или полную одностороннюю овариэктомию проводят в соответствии с консенсусным решением онколога, хирурга и медицинского персонала отделения АРТ на основании овариального резерва, размеров и макроскопической формы обоих яичников (рис. 1, А1–В1) и планируемого гонадотоксического протокола. Проведите овариэктомию острыми ножницами или хирургической скобой. Не используйте какие-либо устройства для рассечения, которые могут вызвать коллатеральное, электрическое или термическое повреждение ткани яичника, которая должна быть сохранена.
    Примечание: Полная односторонняя овариэктомия обычно выполняется у девочек препубертатного возраста 16,22 лет, в то время как частичная односторонняя овариэктомия обычно может быть выполнена у взрослых пациенток с большими яичниками и/или высоким овариальным резервом.

Рассечение яичников и процесс секции; на изображениях видны яичники, кусочки SAF, кора, мозговое вещество, CL.
Рисунок 1: Криоконсервация ткани яичника. Криоконсервация ткани яичников у девочки препубертатного возраста (А, пациентка 7 лет) и у женщины (В, пациентка 28 лет), страдающих острым миелоидным лейкозом. (А1–В1) Лапароскопический вид яичника. (А2–В2–В3) Рассечение ткани яичника. (В4) Корковая ткань яичников. CL: желтое тело. SAF: малый антральный фолликул. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

  1. Выполните эвакуацию ткани яичника с помощью самодельного или коммерческого лапароскопического мешка для забора образцов.
  2. Поместите ткань яичника в стерильную пробирку, содержащую питательную среду при температуре 4 °C. Ткань должна быть полностью погружена в питательную среду.
  3. Немедленно транспортируйте ткань яичника в изолированном мешке при температуре 4 °C в лабораторию ВРТ для достижения оптимальных результатов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости ткань яичника может быть транспортирована в лабораторию при низких температурах (около 4 °C) в течение 26 часов после забора без угрозы длякачества ткани.

4. Подготовка тканей яичников

  1. Перенесите ткань яичника в стерильную чашку Петри для ЭКО 90 мм, содержащую 20 мл предварительно охлажденной питательной среды при температуре 4 °С.
  2. Поместите чашку Петри, содержащую ткань яичника, на холодную пластину (при температуре 4 °C), поместите ее на вертикальную чистую скамейку с ламинарным потоком, чтобы свести к минимуму риск заражения микроорганизмами.

5. Ручная аспирация фолликулов из образцов ткани яичников

  1. Аспирируйте видимые антральные фолликулы (если они присутствуют на поверхности ткани яичника) с помощью иглы шприца 21 G, подключенной к одноразовому шприцу объемом 1 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг может быть сложным. Альтернативой может быть осторожное вскрытие каждого видимого антрального фолликула с помощью скальпеля и промывание внутренней части каждого фолликула средой для ЭКО, чтобы мягко высвободить КОК в среде для рассечения.
  2. Собранные фолликулярные жидкости смыть в стерильную чашку Петри для ЭКО диаметром 60 мм, содержащую 5 мл питательной среды для ЭКО при комнатной температуре.
  3. Промойте шприц 1 мл питательной среды для ЭКО при комнатной температуре и смойте жидкость в ту же чашку Петри для ЭКО. Повторите этот шаг два раза.
  4. Определите и изолируйте КОК под инвертированным микроскопом (увеличение 50–200x).
  5. Перенесите здоровые КОК с помощью пипетки в новую стерильную чашку Петри для ЭКО диаметром 60 мм, содержащую предварительно уравновешенную среду для ЭКО, покрытую маслом при температуре 37 °C в атмосфере 5%O2 и 5%CO2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Здоровые КОК содержат полупрозрачный ооцит. Отбросьте атретические КОК, представляющие собой ооцит коричневого цвета.
  6. Хранить чашку Петри для ЭКО в инкубаторе при температуре 37 °C в атмосфере 5%O2 и 5%CO2 до стадии денудации (см. шаг 9).

6. Диссекция ткани яичника

  1. Приготовьте свежий раствор для заморозки в стерильной пробирке объемом 50 мл. Замораживающий раствор содержит 1,5М диметилсульфоксид (ДМСО) и 10% сывороточного альбумина человека в культуральной среде для ЭКО. Мягко вихревые.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Его следует готовить непосредственно перед использованием.
  2. Разрежьте ткань яичника и удалите как можно больше мозгового вещества (рисунок 1, В4).
  3. Разрежьте кору яичников на срезы размером 10 мм х 10 мм х 1 мм или 0,5 мм х 0,5 мм х 1 мм в случае полной или частичной односторонней овариэктомии соответственно (рис. 1, А2–В2–В3). Разрез выполняется стерильными хирургическими острыми ножницами и атравматичными щипцами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Один срез ткани яичника остается нетронутым вместе с корой и мозговым веществом для дальнейшего гистологического анализа (см. шаг 8).
  4. После вскрытия выполните два этапа промывания (или больше, если это необходимо) для каждого образца коры яичников в 1 мл питательной среды для ЭКО для удаления крови. После промывки переложите все образцы тканей в новую чашку Петри диаметром 60 мм со свежей питательной средой для ЭКО.
  5. Поместите каждый образец коры яичников в криопробирку, содержащую 1 мл замораживающего раствора.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Смешивать не нужно. Срез ткани яичника, сохраненный для дальнейшего гистологического анализа, не криоконсервируется (см. шаг 8).
  6. Выдержите образцы в течение 30 минут при температуре 4 °C для уравновешивания с замораживающим раствором.
  7. Криоконсервируйте все образцы с помощью метода медленной заморозки. Скорость охлаждения составляет -2 °С/мин от +4 °С до -9 °С, -50 °С/мин до -30 °С; держать 1 мин, +4 °С/мин до -15 °С, -2 °С/мин до -40 °С; и, наконец, -25 °C/мин до -150 °C с помощью программируемого морозильника.
  8. Немедленно извлеките криопробирки и погрузите их в жидкий азот при температуре -196 °C.
  9. Поместите половину криопробирок в первый резервуар для хранения жидкого азота, а другую половину криопробирок — во второй резервуар для жидкого азота.

7. Ручная изоляция КОК от рассекаемых отработанных сред

  1. Идентификация КОК из диссекционных отработанных сред под микроскопом (50–200-кратное увеличение) (рис. 2).

Стадии созревания ооцитов; Микроскопические снимки с мечеными кучевыми облаками, Corona radiata, атретическими ооцитами.
Рисунок 2: Зрелые и незрелые КОК, полученные из ткани яичников. Зрелые (А) и незрелые (В1–В3, С1–С2) КОК, полученные из ткани яичников. (А) Зрелый КОК, содержащий зрелый ооцит (наличие первого полярного тельца, ооцита стадии метафазы II). (В1) Здоровый незрелый КОК, содержащий незрелый ооцит (без полярного тельца, ооцит стадии метафазы I). (В2–В3) Здоровые незрелые КОК, содержащие незрелые ооциты стадии зародышевого везикулы (без полярного тельца, ооциты профазы I-стадии). (С1–С2) Нездоровые КОК, содержащие атретический ооцит коричневого цвета. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

  1. Перенесите здоровые КОК с помощью пипетки в новую стерильную чашку Петри для ЭКО диаметром 60 мм, содержащую предварительно уравновешенную среду для ЭКО, покрытую маслом при температуре 37°C в атмосфере 5%O2 и 5%CO2 (см. шаг 2.1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выбросьте атретические КОК.
  2. Хранить чашку Петри для ЭКО в инкубаторе при температуре 37 °C в атмосфере 5%O2 и 5%CO2 до стадии денудации (см. шаг 9).

8. Гистологический анализ ткани яичника

  1. Закрепите оставшийся срез ткани яичника (содержащий как кору яичников, так и мозговое вещество) в 3% растворе формалина на химическом чистом стенде для гистологического исследования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Его следует проводить только после того, как образцы коры головного мозга успешно заморожены и сохранены.
    ВНИМАНИЕ: Раствор формалина вызывает раздражение, вызывает коррозию и токсичен. Этот этап должен быть выполнен осторожно и вне лаборатории ЭКО.
  2. Назначить полный гистологический анализ данного образца ткани яичника с оценкой потенциального наличия злокачественных клеток, а также описанием количества и типа фолликулов яичников (т.е. первичных, первичных, вторичных и антральных фолликулов соответственно).

9. Денудация и отбор ооцитов

  1. Проводят денудацию ооцитов. Кратковременное воздействие на КОК раствором гиалуронидазы (80 МЕ/мл или конечная концентрация 0,1 мг/мл) с помощью щадящего пипетирования (повторная аспирация и вытеснение КОК в денудирующий раствор) с помощью наконечника пипетки большого диаметра (объем 0,1–20 мкл, длина: 40,5 мм, диаметр рабочего конуса: 6 мм, диаметр отверстия: 0,36 мм) в течение 30 с, после чего следует два этапа промывки в предварительно уравновешенной среде, покрытой минеральным маслом, для удаления избытка фермента (см. шаг 2.1).
  2. Оптимизируйте удаление кумулюсных и corona radiata клеток путем щадящего пипетирования с помощью наконечника пипетки 150 мкм в предварительно уравновешенной среде ЭКО (см. шаг 2.1).
  3. Выполните этап отбора здоровых ооцитов с помощью инвертированного микроскопа (увеличение 200–400x). Стадией созревания здоровых ооцитов может быть стадия GV, MI или MII (рис. 3). Здоровые ооциты имеют следующие морфологические характеристики: интактная и круглая цитоплазма, размер от 100 до 150 мкм, бледный цвет.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Откажитесь от атретических и нездоровых ооцитов (Рисунок 3, D1–D3).

Микроскопические изображения стадий созревания ооцитов; В некоторых клетках идентифицированы зародышевые пузырьки (ГВ).
Рисунок 3: Зрелые и незрелые ооциты, полученные из ткани яичников. (A) Зрелый ооцит (ооцит стадии метафазы II: наличие первого полярного тельца (PB, стрелка), без видимого ядра), (B1–B2) Незрелые ооциты (ооцит стадии метафазы I: нет полярного тела, нет видимого ядра), (C1–C3) Незрелые ооциты (стадия зародышевых пузырьков (VG): нет полярного тела, наличие большого ореола с ядрышками внутри цитоплазмы (стрелка)). В С1 ооциты стадии зародышевых везикул демонстрируют неоднородный размер. (Д1–Д3) Атретические ооциты. ПБ: полярное тело. GV: Зародышевый пузырь. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

  1. Инкубируйте здоровые ооциты внутри инкубатора при 37 °C, 5%O2 и 5%CO2 до стадии витрификации (см. шаг 2.1).

10. Витрификация ооцитов

  1. Подтвердите идентификацию пациента/образца.
  2. Выполните новый этап отбора здоровых ооцитов с помощью инвертированного микроскопа (увеличение 200–400x).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Откажитесь от атретических и нездоровых ооцитов.
  3. Сфотографируйте каждую здоровую яйцеклетку с помощью инвертированного микроскопа непосредственно перед этапом витрификации. Обратите внимание на стадию созревания каждой яйцеклетки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Приложите все эти данные (изображение, размер, стадия созревания) в досье пациента.
  4. Используйте разные идентификационные номера для каждой соломинки, чтобы различать их, если криоконсервация более одной соломинки на пациента.
  5. Криоконсервируйте один или два ооцита(ов) на соломинку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Зрелые и незрелые жизнеспособные ооциты должны быть криоконсервированы отдельно. При криоконсервировании двух ооцитов вместе в одной трубке рекомендуется подбирать ооциты со схожими морфологическими характеристиками.
  6. Криоконсервируйте здоровые ооциты с помощью набора для витрификации в соответствии с инструкцией производителя (см. Таблицу материалов).
  7. Загрузите криоконсервные ооциты в соответствующее устройство для криохранения в жидком азоте в соответствии с инструкциями производителя (см. Таблицу материалов).
  8. Поместите половину соломинок в первый резервуар для хранения жидкого азота, а другую половину — во второй резервуар с жидким азотом.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В период с 2007 по 2020 год было проведено 81 безрецептурное лечение 81 пациентки от 81 пациентки, в том числе 43 девочки препубертатного возраста и 38 женщин. Средний возраст пациенток (девочек и женщин препубертатного возраста) составил 14,21 ± 9,61 лет (среднее значение ± стандартной ошибки). Самому младшему пациенту было 5 месяцев, самому старшему – 33,6 года (табл. 1). Средний возраст девочек и женщин препубертатного возраста составил 6,84 ± 4,81 лет (мин–макс.: 0,5–15,1) и 22,76 ± 5,92 лет (мин–мак...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В настоящей рукописи представлен протокол, сочетающий замораживание ткани яичников и криоконсервацию ооцитов, полученных из ткани яичников, увеличивая потенциал фертильности у девочек препубертатного возраста и женщин с риском POI. Мы настоятельно рекомендуем выполнять этот протокол перед началом любой гонадотоксической терапии с целью оптимизации количества (т.е. количества жизнеспособных ооцитов), а также качества (т.е. целостности ДНК и компетентности цитоплазмы) сохраненных ооцитов, ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Ни у кого из авторов нет конкурирующих интересов.

Благодарности

Мы благодарим всех сотрудников наших центров, причастных к деятельности по сохранению фертильности (гинекологов, биологов, онкологов, анатомопатологов). Исследование проводилось в рамках рутинных процедур по сохранению фертильности. Никакого финансирования получено не было.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1 мл одноразовый шприцCDD1323101/7002655Другие материалы и размеры также могут подойти
Игла для шприца 21 калибраMerckZ192481Другие материалы и размеры также могут подойти
35 мм ЭКО Чашка ПетриNunc 150255Другие материалы и размеры также могут подойти
60 мм Чашка Петри для ЭКОNunc150270Другие материалы и размеры также могут подойти. Подходит
90 мм ЭКО Чашка ПетриNunc150360Другие материалы и размеры также могут быть подходящими
Атравматические щипцыMedlanePI 299 04Другие материалы и размеры также могут быть подходящими
Непрерывная одиночная культура в комплекте с HSAIrvine Scientific90165Культуральная среда для ЭКО для сбора фолликулярной жидкости, инкубации КОК, денудации ооцитов и инкубации ооцитов до этапа витрификации.
CryotubeThermo Scientific368632Другие продукты также могут быть подходящими
Диметилсульфоксид (ДМСО)MILTENYI BIOTEC SAS170-076-303CryoMACS DMSO 10 (EP)
GT40Air Liquide1,13,517Резервуар для хранения
HSV Высокозащищенная витрификация СоломинкаIrvine Scientific25251Витрификация Соломин
Сывороточный альбуминчеловекаVitrolife10064Другие продукты также могут подойти
Leibovitz L15 средаEurobioCM1L15000UПитательная среда для сбора, транспортировки и диссекции ткани
яичников Leibovitz L15 средаEurobioCM1L15000UПитательная среда для замораживания раствора
Mars-IVF Class II Рабочая станция/L126 ЭКО DualCooperSurgicalWM1500/6-133-911-121Рабочая станция
Программируемая морозильная камераПланировщик KRYO 500Kryo 560-16Другие приспособления также могут подойти
Ножницы с острыми прямыми лезвиями и тонко заточенными концамиMedlaneCI 034 03Другие материалы и размеры также могут подойти
СтрипперCooperSurgicalMXL3-STR-CGRДругие продукты также могут подойти
Наконечники (150&микро; m) Для стриппераCooperSurgicalMXL3-150также могут подойти другие продукты
Набор для витрификацииIrvine Scientific90133Протоколы доступны на http://www.irvinesci.com/products/90133-so-vitrification-freeze-solutions. Другие продукты также могут подойти

Ссылки

  1. Ataman, L. M., et al. Creating a global community of practice for oncofertility. Journal of Global Oncology. 2 (2), 83-96 (2016).
  2. Rivas Leonel, E. C., Lucci, C. M., Amorim, C. A. Cryopreservation of human ovarian tissue: a review. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 46 (3), 173-181 (2019).
  3. Chae-Kim, J. J., Gavrilova-Jordan, L. Premature ovarian insufficiency: procreative management and preventive strategies. Biomedicines. 7 (1), (2018).
  4. Anderson, R. A., Wallace, W. H. B., Telfer, E. E. Ovarian tissue cryopreservation for fertility preservation: clinical and research perspectives. Human Reproduction Open. 2017 (1), (2017).
  5. Donnez, J., Dolmans, M. M. Fertility preservation in women. The New England Journal of Medicine. 377 (17), 1657-1665 (2017).
  6. Lambertini, M., et al. Ovarian suppression using luteinizing hormone-releasing hormone agonists during chemotherapy to preserve ovarian function and fertility of breast cancer patients: a meta-analysis of randomized studies. Annals of Oncology. 26 (12), 2408-2419 (2015).
  7. Gubbala, K., et al. Outcomes of ovarian transposition in gynaecological cancers; a systematic review and meta-analysis. Journal of Ovarian Research. 7, 69(2014).
  8. Poirot, C., et al. Induction of puberty by autograft of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 379 (9815), 588(2012).
  9. Ernst, E., Kjaersgaard, M., Birkebaek, N. H., Clausen, N., Andersen, C. Y. Case report: stimulation of puberty in a girl with chemo- and radiation therapy induced ovarian failure by transplantation of a small part of her frozen/thawed ovarian tissue. European Journal of Cancer. 49 (4), 911-914 (2013).
  10. Pacheco, F., Oktay, K. Current success and efficiency of autologous ovarian transplantation: a meta-analysis. Reproductive Sciences. 24 (8), 1111-1120 (2017).
  11. Silber, S., Kagawa, N., Kuwayama, M., Gosden, R. Duration of fertility after fresh and frozen ovary transplantation. Fertility and Sterility. 94 (6), 2191-2196 (2010).
  12. Donnez, J., et al. Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 364 (9443), 1405-1410 (2004).
  13. Donnez, J., et al. Restoration of ovarian activity and pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue: a review of 60 cases of reimplantation. Fertility and Sterility. 99 (6), 1503-1513 (2013).
  14. Jensen, A. K., et al. Outcomes of transplantations of cryopreserved ovarian tissue to 41 women in Denmark. Human Reproduction. 30 (12), 2838-2845 (2015).
  15. Abir, R., et al. Occasional involvement of the ovary in Ewing sarcoma. Human Reproduction. 25 (7), 1708-1712 (2010).
  16. Abir, R., et al. Cryopreservation of in vitro matured oocytes in addition to ovarian tissue freezing for fertility preservation in paediatric female cancer patients before and after cancer therapy. Human Reproduction. 31 (4), 750-762 (2016).
  17. Abir, R., et al. Ovarian minimal residual disease in chronic myeloid leukaemia. Reproductive BioMedicine Online. 28 (2), 255-260 (2014).
  18. Dolmans, M. M., Luyckx, V., Donnez, J., Andersen, C. Y., Greve, T. Risk of transferring malignant cells with transplanted frozen-thawed ovarian tissue. Fertility and Sterility. 99 (6), 1514-1522 (2013).
  19. Soares, M., et al. Eliminating malignant cells from cryopreserved ovarian tissue is possible in leukaemia patients. The British Journal of Haematology. 178 (2), 231-239 (2017).
  20. Son, W. Y., Henderson, S., Cohen, Y., Dahan, M., Buckett, W. Immature oocyte for fertility preservation. Frontiers in Endocrinology. 10, 464(2019).
  21. Yang, Z. Y., Chian, R. C. Development of in vitro maturation techniques for clinical applications. Fertility and Sterility. 108 (4), 577-584 (2017).
  22. Imbert, R., et al. Safety and usefulness of cryopreservation of ovarian tissue to preserve fertility: a 12-year retrospective analysis. Human Reproduction. 29 (9), 1931-1940 (2014).
  23. Duncan, F. E., et al. Ovarian tissue transport to expand access to fertility preservation: from animals to clinical practice. Reproduction. 152 (6), 201-210 (2016).
  24. Abir, R., et al. Selection of patients before and after anticancer treatment for ovarian cryopreservation. Human Reproduction. 23 (4), 869-877 (2008).
  25. Yasui, T., et al. Factors associated with premature ovarian failure, early menopause and earlier onset of menopause in Japanese women. Maturitas. 72 (3), 249-255 (2012).
  26. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  27. Mohsenzadeh, M., Salehi-Abargouei, A., Tabibnejad, N., Karimi-Zarchi, M., Khalili, M. A. Effect of vitrification on human oocyte maturation rate during in vitro maturation procedure: A systematic review and meta-analysis. Cryobiology. 83, 84-89 (2018).
  28. Anderson, R. A., McLaughlin, M., Wallace, W. H., Albertini, D. F., Telfer, E. E. The immature human ovary shows loss of abnormal follicles and increasing follicle developmental competence through childhood and adolescence. Human Reproduction. 29 (1), 97-106 (2014).
  29. Revel, A., et al. At what age can human oocytes be obtained. Fertility and Sterility. 92 (2), 458-463 (2009).
  30. Margulis, S., et al. morphogenetic protein 15 expression in human ovaries from fetuses, girls, and women. Fertility and Sterility. 92 (5), 1666-1673 (2009).
  31. Kedem, A., et al. Alginate scaffold for organ culture of cryopreserved-thawed human ovarian cortical follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 28 (9), 761-769 (2011).
  32. Lerer-Serfaty, G., et al. Attempted application of bioengineered/biosynthetic supporting matrices with phosphatidylinositol-trisphosphate-enhancing substances to organ culture of human primordial follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 30 (10), 1279-1288 (2013).
  33. Ben-Haroush, A., Sapir, O., Fisch, B. Aspiration of immature oocytes during cesarean section for fertility preservation and future surrogacy. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 203 (1), 12-14 (2010).
  34. Farhi, J., Sapir, O., Maman, M., Fisch, B., Ben-Haroush, A. Novel protocol for scheduling oocyte retrieval in IVM cycles in PCOS patients: a case series. Reproductive BioMedicine Online. 23 (6), 765-768 (2011).
  35. Segers, I., et al. In vitro maturation (IVM) of oocytes recovered from ovariectomy specimens in the laboratory: a promising "ex vivo" method of oocyte cryopreservation resulting in the first report of an ongoing pregnancy in Europe. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1221-1231 (2015).
  36. Ellenbogen, A., Shavit, T., Shalom-Paz, E. IVM results are comparable and may have advantages over standard IVF. Facts, Views & Vision in ObGyn. 6 (2), 77-80 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

in vitro
Видео скоро будет доступно
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.