Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Установление требований к опылению японской сливы с помощью фенологического мониторинга, ручного опыления, флуоресцентной микроскопии и молекулярного генотипирования

2.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/61897

⸱

9 ноября 2020 г.

 ,  , 
1Unidad de Hortofruticultura, Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA), 2(CITA-Universidad de Zaragoza), Instituto Agroalimentario de Aragón - IA2, 3Departamento de Hortofruticultura, Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX), Instituto de Investigaciones Agrarias Finca La Orden

В этой статье

Краткое содержание

Описана методика определения потребностей в опылении у гибридов японского сливового типа, сочетающая полевые и лабораторные опыления и наблюдения пыльцевых пробирок под флуоресцентной микроскопией с идентификацией S-генотипов методом ПЦР и мониторингом цветения для селекции опылителей.

Аннотация

Японские сорта сливы, обычно выращиваемые, являются межвидовыми гибридами, полученными из скрещиваний между оригинальным Prunus salicina с другими видами Prunus. Большинство гибридов демонстрируют гейметофитную самосовместимость, которая контролируется одним и высокополиморфным S-локусом, содержащим несколько аллелей. Большинство культивируемых гибридов самонесоотсоотвращны и нуждаются в пыльце от совместимого донора для удобрения своих цветов. Установление требований к опылению японской сливы становится все более важным из-за большого количества новых сортов с неизвестными требованиями к опылению. В данной работе описана методология определения требований к опылению у гибридов японского сливового типа. Самосовместимость определяется ручным опылением как в полевых условиях, так и в лаборатории с последующим мониторингом удлинения пыльцевой трубки с помощью флуоресцентной микроскопии, а также мониторингом созревания плодов в полевых условиях. Селекция сортов опылителей оценивается путем совмещения идентификации S-генотипов методом ПЦР-анализа с мониторингом времени цветения в полевых условиях. Знание требований к опылению сортов облегчает отбор сортов для проектирования новых садов и позволяет своевременно выявлять проблемы продуктивности, связанные с дефицитом опыления в установленных садах.

Введение

Японская слива (Prunus salicina Lindl.) родом из Китая1. В 19веке эта культура была завезена из Японии в США, где ее скрещивали с другими североамериканскими диплоидными сливами2. В20-м веке некоторые из этих гибридов были распространены в умеренных регионах по всему миру. В настоящее время термин «японская слива» относится к широкому кругу межвидовых гибридов, полученных из скрещива между оригинальным P. salicina с 15 другими диплоидами Prunus spp.3,4,5.

Японская слива, как и другие виды семейства Rosaceae, демонстрирует гаметофитную самонесовместимость (GSI), которая контролируется одним и высокополиморфным S-локусом, содержащим несколько аллелей6. S-локус содержит два гена, которые кодируют рибонуклеазу(S-РНКазу),экспрессируемую в пестике, и белок F-бокса (SFB), экспрессируемый в пыльцевомзерне 7. В реакции самосовместимости, когда S-аллель, экспрессируемый в пыльцевом зерне (гаплоиде), такой же, как один из двух, экспрессируемых в пестике (диплоид), рост пыльцевой трубки по всему стилю остановлен из-за деградации РНК пыльцевой трубки действием S-РНКазы8. Поскольку этот процесс препятствует оплодотворению женского гаметофита в яйцеклетке, GSI способствует ауткроссингу между сортами.

Хотя некоторые японские сорта сливы являются самосовместимыми, большинство выращиваемых в настоящее время сортов являются самонесостоятельными и нуждаются в пыльце от совместимых доноров для удобрения своих цветов3. У косточковых видов рода Prunus, таких как миндаль9,абрикос10,11,12 и черешня13,требования к опылению сортов могут быть установлены различными подходами. Самосовместимость может быть определена путем самоопыления цветов в поле и последующего мониторинга плодового заготовления, или путем полу-in vivo самоопыления в контролируемых условиях в лабораторных условиях и наблюдения пыльцевых трубок под микроскопом14,15,16,17,18 . Отношения несовместимости между сортами могут быть определены путем перекрестного опыления в полевых условиях или лаборатории с использованием пыльцы потенциального сорта опылителя, а также путем идентификации S-аллелей каждого сорта методом ПЦР-анализа14,15,16,19,20,21,22 . У таких видов, как черешня или миндаль, самосовместимость также может быть оценена путем идентификации конкретных аллелей S, связанных с самосовместимостью, таких как S4' в черешне13 или Sf в миндале23.

Несколько программ по разведению сливы из основных стран-производителей выпускают ряд новых сортов2,14,многие из которых с неизвестными требованиями к опылению. В данной работе описана методология определения требований к опылению у гибридов японского сливового типа. Самосовместимость определяется самоопылениями как в полевых условиях, так и в лаборатории с последующими наблюдениями пыльцевых трубок под флуоресцентной микроскопией. Селекция сортов опылителей сочетает в себе идентификацию S-генотипов методом ПЦР-анализа с мониторингом времени цветения в полевых условиях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Ручное опыление в полевых условиях

  1. Извлечение пыльцы
    1. Для получения пыльцы собирают цветочные почки на стадии D24,согласно стадии 57 по шкале BBCH25,26.
      ПРИМЕЧАНИЕ: У японской сливы необходимо больше цветочных почек, чем у других видов Prunus, потому что их пыльники производят меньше пыльцы.
    2. Снимите пыльники с помощью пластиковой сетки (размер пор 2 мм х 2 мм) и поместите их на бумагу при комнатной температуре в течение 24 ч до тех пор, пока пыльный пыль не разрушится.
    3. Просейте пыльцевые зерна через мелкую сетку (размер пор 0,26 мм x 0,26 мм) и сохраните их в стеклянной трубке объемом 10 мл с колпачком при 4 °C до использования.
  2. Опыление выхолощенных цветов
    1. Когда от 10% до 20% цветов открыты, выберите и пометьте несколько ветвей. Удалите открытые цветы и молодые бутоны, оставив только цветочные почки на стадии D24,согласно стадии 57 по шкале BBCH25,26.
    2. Удалите лепестки, чашелистики и тычинки от 800 до 1000 цветочных бутонов за обработку ногтями или пинцем.
    3. Вручную опыляйте пестик с помощью тонкой кисти через 24 ч после выхолащивки. Некоторые ветви, содержащие половину пестиков с пыльцой того же сорта, а другую половину с совместимой пыльцой из другого сорта в качестве контрольного. Будьте осторожны, чтобы не загрязнить кончик пальца или кисть пыльцевыми зернами других сортов.
    4. Регистрируйте еженедельные подсчеты цветов и развивающихся фруктов, чтобы охарактеризовать рисунок капли плодов и количественно оценить окончательный набор плодов в каждой обработке опыления.
  3. Дополнительное опыление в полевых условиях
    1. За несколько дней до того, как первые цветы раскроются, заключите выбранные деревья в клетку 0,8 мм, чтобы избежать прибытия насекомых-опыливающих.
    2. Когда 10-20% цветов открыты, выберите и пометьте несколько ветвей на обработку опылением, оставляя 1000-1 500 цветов на обработку.
    3. На следующий день, когда цветки откроются, опыляют каждый цветок с помощью кисти соответствующей пыльцой (пыльца того же сорта для самоопыления, и от других совместимых сортов в качестве перекрестного опыления контроля).
    4. Опыляйте через день, пока не раскроются все цветы.
    5. Регистрируйте еженедельные подсчеты цветов и развивающихся плодов от антезиса до урожая, чтобы охарактеризовать рисунок капли плодов и количественно оценить окончательный набор плодов в каждой обработке опыления.

2. Ручное опыления в лаборатории

  1. Соберите 50–100 цветов на этапе D24,согласно этапу 57 по шкале BBCH25,26.
  2. В лабораторных условиях выхолостите 30 цветков за обработку (самоопыление и перекрестное опыление).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выхолащивание следует проводить осторожно, чтобы избежать повреждения пестиков.
  3. Сделайте свежий срез на основании каждой цветочной цветоносы под водой, прежде чем поместить ее на кусок влажной флористической пены (один кусок пены для каждой процедуры опыления).
  4. Вручную опыляйте каждый пестик через 24 ч с помощью тонкой кисти с пыльцой, собранной ранее (см. раздел 1.1). Опылите один набор пестиков пыльцой того же сорта, а другой набор пыльцой совместимого сорта в качестве контроля.
  5. Оставьте опыляемые пестикли через 72 ч после опыления при комнатной температуре. Цветочная пена должна быть непрерывно смочатана водой.
  6. Зафиксируйте пестики в фиксаторном растворе этанола/уксусной кислоты (3:1) в течение не менее 24 ч при 4 °C. Замените фиксатор на 75% этанол. Образцы могут быть сохранены в этом растворе при 4 °C до использования27.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что образцы полностью погружены в раствор.

3. Микроскопические наблюдения

  1. Оценка прорастания пыльцы in vitro
    1. Для разработки среды прорастания пыльцы растворяют 25 г сахарозы на 250 мл дистиллированной воды, затем добавляют 0,075 г нитрата кальция [Ca(NO3)2]и 0,075 г борной кислоты (H3 BO3).
    2. Добавить в раствор 2 г агара и перемешать до полного растворения28.
    3. Для стерилизации среды автоклавируйте ее при 120 °C в течение 20 мин. Охладите среду и, прежде чем она затвердеет, распределите 3 мл на стерильную чашку Петри (55 мм х 12 мм) в стерильной ламинарной вытяжке. После среднего затвердевания сохраните чашки Петри, завернутые в алюминиевую фольгу при 4 °C, до использования.
    4. Распределите пыльцу каждого сорта, ранее использовавшегося в качестве донора пыльцы, в контролируемых опылениях в двух чашках Петри и инкубируют их при 25 °C в течение 24 ч.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Инокулированную культурную кладку можно наблюдать с помощью микроскопии сразу после этого или хранить при -20 °C до использования. Для этого чашки Петри следует поменять из морозильной камеры в холодильник за 24 часа до микроскопических наблюдений.
    5. Для наблюдения за пыльцевыми зернами приготовьте 1% (v/v) раствор анилинового синего цвета, который окрашивает мозоль. Сначала готовят трехосновной (K3 PO4)раствор 0,1 N фосфата калия, растворяя 7,97 г K3PO4 в 1000 мл дистиллированной воды. Для получения 1% (v/v) раствора анилинового синего раствора растворяют 1 мл анилинового синего в 100 мл 0,1 N K3PO4.
    6. Добавьте 2–3 капли раствора анилинового синего цвета на каждую тарелку чашки Петри и наблюдайте через 5 мин под УФ-эпифлуоресцентным микроскопом с помощью возбуждающего фильтра BP340-390 и барьерного фильтра LP425. Подсчитайте жизнеспособные и неживостные пыльцевые зерна на трех полях на тарелку, каждое поле содержит 100-200 пыльцевых зерен, в двух чашках Петри для каждого сорта.
  2. Рост пыльцевой трубки
    1. Неподвижные пестики промыть дистиллированной водой трижды (по 1 ч, всего 3 ч) и переложить до 5% (мас./об.) сульфита натрия (Na2SO3)при 4 °C в течение 24 ч. Для приготовления этого раствора растворите 5 г сульфита натрия в 100 мл дистиллированной воды.
    2. Автоклавайте пестик при 120 °C в течение 8 мин в 5% (мас./об.) сульфита натрия для размягчения тканей.
    3. Кабачки размягчат пестик в капле 1% (v/v) раствора анилинового синего цвета под крышкой стекла на слайде для окрашивания каллозы.
    4. Наблюдать рост пыльцевой трубки по стилю под микроскопом с помощью УФ-эпифлуоресценции с помощью возбуждающего фильтра BP340-390 и барьерного фильтра LP425.

4. Определение отношений несовместимости

  1. Извлечение ДНК из листьев
    1. Для извлечения ДНК соберите по 3–4 молодых листа каждого сорта в поле, желательно весной.
      ПРИМЕЧАНИЕ: ДНК также может быть извлечена из зрелых листьев, но ДНК из молодых листьев имеет меньше фенольных соединений.
    2. Изолируйте ДНК с помощью коммерческого набора и следуйте предоставленному набору протоколов (см. Таблицу материалов).
    3. Количественно оцените концентрацию ДНК и оцените качество ДНК каждого образца при 260 нм в микрообъемном спектрофотометре UV-Vis. Отрегулируйте концентрацию ДНК до 10 нг/мкл.
  2. Условия ПЦР для фрагментарной амплификации
    1. Этикетка 0,2 мл ПЦР пробирки и колпачки.
    2. Подготовьте реагенты ПЦР согласно таблице 1 и дайте им оттаять на льду.
    3. Установите объем мастер-смеси каждой пары праймеров в микротрубку объемом 1,5 мл в соответствии с количеством реакций плюс 10% избытка, учитывая объем 16 мкл на реакцию. Добавьте реагенты в порядке, приведенном в таблице 1, и тщательно перемешайте.
    4. Aliquot 16 мкл мастер-смеси в каждую ПЦР-трубку 0,2 мл, содержащую 4 мкл шаблона ДНК или 4 мкл стерилизованной дистиллированной воды в качестве отрицательного контроля (C-). Используйте ДНК сортов с известным генотипом в качестве положительного контроля. Осторожно перемешайте, закройте реакционные трубки колпачками и центрифугат при 2000 х г в течение 30 с, чтобы собрать весь объем в нижней части реакционной трубки.
    5. Поместите реакционные трубки в термоциклер и настройте программу ПЦР, используя следующий температурный профиль: начальная ступень 3 мин при 94 °C, 35 циклов 1 мин при 94 °C, 1 мин при 56 °C и 3 мин при 72 °C и заключительная ступень 7 мин при 72 °C20.
  3. Электрофорез и оценка размера фрагмента
    1. Для приготовления 1,7% (мас./об.) мини-геля агарозы растворите 0,68 г агарозы и 40 мл 1x TBE буфера в колбе Эрленмейера 100 мл. Расплавите раствор, нагревая в микроволновой печи при 600 Вт с интервалом 30 с, чтобы избежать кипения.
    2. Дайте раствору остаться на скамейке, чтобы остыть, а затем добавьте 3,5 мкл раствора для окрашивания нуклеиновой кислотой.
    3. Поместите гель-лоток в подставку для литья и поместите выбранный гребень в гелевую форму. Убедитесь, что у вас достаточно колодцев для каждого продукта ПЦР и лестницы ДНК.
    4. Налейте раствор агарозы в гелевую форму и дайте ему остыть до полимеризации. Удалите гребень полимеризованного геля. Поместите гель в горизонтальную систему электрофореза, содержащую достаточно 1x TBE буфера, чтобы покрыть поверхность геля.
    5. Загрузите первую и последнюю скважины 2 мкл молекулярно-весовой лестницы ДНК (1 кб ДНК-лестницы). Нагрузка 3 мкл каждого продукта ПЦР в другие скважины. Закройте камеру, включите питание и запустите гель при 100 В в течение 30 минут.
    6. Наблюдайте за гелем под ультрафиолетовым светом с помощью системы документирования геля. Используйте лестницу молекулярной массы ДНК для определения размера амплифицированного фрагмента и сравнения его с положительными контрольными элементами, чтобы идентифицировать соответствующие аллели.

5. Мониторинг дат цветения

  1. Следите за фенологией различных деревьев каждого сорта при цветение в разные годы. Устанавливают продолжительность периода цветения от первого (около 5%) до последних открытых цветков (около 95%). Полное цветение считается, когда не менее 50% цветов находятся на стадии F24,согласно стадии 65 по шкале BBCH25,26.
  2. Чтобы сравнить даты цветения совместимых сортов и определить те, которые совпадают по времени цветения каждый год, разработаем календарь времен цветения с данными за несколько лет.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Каждая бутон цветка японской сливы содержит соцветие с 1–3 цветками. Как и у других видов косточковых фруктов, каждый цветок состоит из четырех мутовок: карпеля, тычинок, лепестков и чашелистиков, которые срослись, образуя чашечку у основания цветка. Цветочные структуры меньше, чем другие косточковые плоды, с коротким и хрупким пестиком, окруженным тычинками, которые содержат небольшое количество пыльцевых зерен. При полном цветении цветки каждого соцветия кажутся разделенными на коротких стеблях, показывая белые лепестк...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Методология, описанная в настоящем описании для потребностей в опылении японских сортов сливы, требует определения самосовместимости каждого сорта путем контролируемого опыления в полевых условиях или лаборатории и последующего наблюдения за ростом пыльцевой трубки с помощью флуоресцентной микроскопии. Отношения несовместимости устанавливаются путем характеристики S-аллелеймолекулярным генотипированием. Наконец, отбор опылителей осуществляется мониторингом фенологии для выявления тех сортов, которые совпадают пр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование финансировалось Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (RFP2015-00015-00 и RTA2017-00003-00); Gobierno de Aragón — Европейский социальный фонд, Европейский союз (Grupo Consolidado A12-17R) и Хунта Эстремадура — Европейский фонд регионального развития (FEDER), Региональный план исследований (IB16181), Группа исследований (AGA001, GR18196). Б.И. Герреро был поддержан стипендией Национального совета по вопросам науки и технологии Мексики (CONACYT, 471839).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Уксусная кислота ЛедянойPanreac131008.1611
АгарiNtRON Biotechnology25999
Анилиновый синийDifco8504-88
Борная кислота (H3BO4)Panreac131015.1210
Нитрат кальция 4-гидрат (Ca(NO3)2 · 4H2O)Panreac131231.1211
Защитное стеклоDeltalabD10246024 мм x 60 мм
Цифровая камераImaging Developmet SystemsUI-1490SE
Пакет программного обеспечения для цифровой камерыImaging Developmet Systems4.93.0.
ДНК ОлигосThermoFisher Scientific
dNTP Mix, по 10 мМ каждыйThermoSischer ScientificR0193
DreamTaq Зеленая ДНК-полимеразаThermoFisher ScientificEP0713
Этанол 96°VWR-Chemicals83804.360
1Kb DNA Ladder (Патент США No 4.403.036) (500pb-12Kb)Invitrogen15615-016Размер: 250&микро; g; Конц: 1.0 & микро; g/µ l
Система документирования геляBio-RAD1708195
ручным счетчикомTamacoTM-4
Программное обеспечение для лаборатории изображенийBio-RADСистема анализа изображений для геля Система документирования
MetaPhor AgaroseLonza50180
Микроцентрифуга 5415 REppendorfZ605212
микроскоп с ультрафиолетовым излучением эпифлересценцияLeicaDM2500Возбуждающий фильтр BP340-390, Барьерный фильтр LP425
МикрослайдыDeltalabD10000426 мм x 76 мм
Мини-система электрофорезаFisherbrand14955170
МиницентрифугаThermoFisher Scientific15334204
NanoDrop 1000 СпектрофотометрThermoFisher ScientificND1000
Чашки ПетриDeltalab20020155 мм x 14 мм
Трехосновной фосфат калия (K3PO4· 1.5H2O)Panreac141513
Primer forward 'Pru C2'ThermoFisherScientific
Primer forward Pru T2'ThermoFisherScientific
Primer reverse 'PCER'ThermoFisherScientific
RedSafe Раствор для окрашивания нуклеиновых кислотiNtRON Biotechnology21141
СахарозаPanreac131621.1211
Сульфит натрия безводный (Na2SO3)Panreac131717.1211
Набор для экстракции ДНК растений SpeedtoolsBiotools21272
TBE Buffer (10X)PanreacA0972,5000PE
Термоамплификатор T100Bio-Rad
Термомиксер комфортEppendorfT1317
Вертикальный автоклав Presoclave IIJP Selecta4001725
VortexFisherbrand11746744
1861096

Ссылки

  1. Hendrick, U. P. The Plums of New York. , J. B. Lyon Co., State Printers. (1911).
  2. Okie, W. R., Hancock, J. F. Plums. Temperate Fruit Crop Breeding. Hancock, J. F. , Springer. Dordrecht. 337-357 (2008).
  3. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: a review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  4. Okie, W. R. Introgression of Prunus species in plum. New York Fruit Quarterly. 14 (1), 29-37 (2006).
  5. Okie, W. R., Weinberger, J. H. Fruit Breeding, vol. 1. Tree and tropical fruits. Janick, J., Moore, J. , John Wiley and Sons Inc. New York. 559-608 (1996).
  6. Mccubbin, A. G., Kao, T. Molecular recognition and response in pollen and pistil interactions. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 16, 333-364 (2000).
  7. Hegedűs, A., Halász, J. Recent findings of the tree fruit self-incompatibility studies. International Journal of Horticultural Science. 13 (2), 7-15 (2007).
  8. de Nettancourt, D. Incompatibility and Incongruity in Wild and Cultivated Plants. , Springer-Verlag. Berlín. (2001).
  9. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38 (3), 304-311 (1997).
  10. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (5), 410-417 (2010).
  11. Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Self-incompatibility and S-allele identification in new apricot cultivars. Acta Horticulturae. (1231), 171-176 (2019).
  12. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Determination of self- and inter-(in)compatibility relationships in apricot combining hand-pollination, microscopy and genetic analyses. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), (2020).
  13. Cachi, A. M., Wunsch, A. Characterization of self-compatibility in sweet cherry varieties by crossing experiments and molecular genetic analysis. Tree Genetics & Genomes. 10, 1205-1212 (2014).
  14. Guerra, M. E., Guerrero, B. I., Casadomet, C., Rodrigo, J. Self-compatibility, S-RNase allele identification, and selection of pollinizers in new Japanese plum-type cultivars. Scientia Horticulturae. 261, 109022(2020).
  15. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing production in the new generation of apricot cultivars: self-incompatibility, S-RNase allele identification, and incompatibility group assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 1-12 (2018).
  16. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of self-incompatibility alleles by specific PCR analysis and S-RNase sequencing in apricot. International Journal of Molecular Sciences. 19 (11), 3612(2018).
  17. Sociasi Company, R., Kodad, O., Fernández i Martí, J. M., Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: from deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  18. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot 'Moniqui. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 71 (5), 801-805 (1996).
  19. Beppu, K., et al. Se-haplotype confers self-compatibility in Japanese plum (Prunus salicina Lindl). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 80 (6), 760-764 (2005).
  20. Guerra, M. E., Rodrigo, J., López-Corrales, M., Wünsch, A. S-RNase genotyping and incompatibility group assignment by PCR and pollination experiments in Japanese plum. Plant Breeding. 128 (3), 304-311 (2009).
  21. Guerra, M. E., Wunsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower emasculation as the cause for lack of fruit set in Japanese plum crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  22. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Lack of fruit set caused by ovule degeneration in Japanese plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  23. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  24. Baggiolini, M. Les stades repérés des arbres fruitiers à noyau. Revue romande d'Agriculture et d'Arboriculture. 8, 3-4 (1952).
  25. Meier, U. Growth stages of mono-and dicotyledonous plants: BBCH Monograph. Federal Biological Research Centre for Agriculture and Forestry. , (2001).
  26. Fadón, E., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower development in sweet cherry framed in the BBCH scale. Scientia Horticulturae. 192, 141-147 (2015).
  27. Fadon, E., Rodrigo, J. Combining histochemical staining and image analysis to quantify starch in the ovary primordia of sweet cherry during winter dormancy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), (2019).
  28. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  29. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 72 (1), 147-154 (1997).
  30. Dicenta, F., Ortega, E., Cánovas, J. A., Egea, J. Self-pollination vs. cross-pollination in almond: pollen tube growth, fruit set and fruit characteristics. Plant Breeding. 121, 163-167 (2002).
  31. Alonso, J. M., Socias i Company, R. Differential pollen tube growth in inbred self-compatible almond genotypes. Euphytica. 144, 207-213 (2005).
  32. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. The effect of temperature on pollen germination, pollen tube growth, and stigmatic receptivity in peach. Plant Biology. 7, 476-483 (2005).
  33. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. Warm temperatures at bloom reduce fruit set in sweet cherry. Journal of Applied Botany. 81, 158-164 (2007).
  34. Milatović, D., Nikolić, D. Analysis of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 82, 170-174 (2007).
  35. Jia, H. J., He, F. J., Xiong, C. Z., Zhu, F. R., Okamoto, G. Influences of cross pollination on pollen tube growth and fruit set in Zuili plums (Prunus salicina). Journal of Integrative Plant Biology. 50, 203-209 (2008).
  36. Herrero, M., Salvador, J. La polinización del ciruelo Red Beaut. Información Técnica Econónomica Agraria. 41, 3-7 (1980).
  37. Ramming, D. W. Plum. Register of new fruit and nut varieties: Brooks and Olmo, List 37. HortScience. 30 (6), 1142-1144 (1995).
  38. Hartmann, W., Neümuller, M. Plum breeding. Breeding plantation tree crops: Temperate species. , Springer. New York, NY. 161-231 (2009).
  39. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A. Improved S-genotyping and new incompatibility groups in Japanese plum. Euphytica. 186 (2), 445-452 (2012).
  40. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through identification, characterization and cDNA cloning for S-RNases in sweet cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124 (3), 224-233 (1999).
  41. Yamane, H., Tao, R., Sugiura, A., Hauck, N. R., Lezzoni, A. F. Identification and characterization of S-RNases in tetraploid sour cherry (Prunus cerasus). Journal of the American Society for Horticultural Science. 126, 661-667 (2001).
  42. López, M., Jose, F., Vargas, F. J., Battle, I. Self-(in)compatibility almond genotypes: a review. Euphytica. 150, 1-16 (2006).
  43. Bošković, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  44. Beppu, K., Syogase, K., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Inheritance of self-compatibility conferred by the Se-haplotype of Japanese plum and development of Se-RNase gene-specific PCR primers. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 85, 215-218 (2010).
  45. Beppu, K., Kumai, M., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Molecular and genetic analyses of the S-haplotype of the self-compatible Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) "Methley". Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 87 (5), 493-498 (2012).
  46. Beppu, K., Konishi, K., Kataoka, I. S-haplotypes and self-compatibility of the Japanese plum cultivar 'Karari'. Acta Horticulturae. 929, 261-266 (2012).
  47. Sapir, G., Stern, R. A., Shafir, S., Goldway, M. S-RNase based S-genotyping of Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) and its implication on the assortment of cultivar-couples in the orchard. Scientia Horticulturae. 118, 8-13 (2008).
  48. Karp, D. Luther Burbank's plums. HortScience. 50 (2), 189-194 (2015).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

S
Установление требований к опылению японской сливы с помощью фенологического мониторинга, ручного опыления, флуоресцентной микроскопии и молекулярного генотипирования
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.