Методическая статья

Интраспинальная полостная инъекция мезенхимальных стволовых клеток человека и отслеживание их миграции в мозг крысы

DOI:

10.3791/62120

⸱

3 февраля 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Stem Cell & Regenerative Medicine Institute, Samsung Medical Center, 2Stem Cell Institute, ENCell Co. Ltd, 3Department of Neurosurgery, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, 4Animal Research and Molecular Imaging Center, Samsung Biomedical Research Institute, Samsung Medical Center, 5Department of Neurology, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, 6Neuroscience Center, Samsung Medical Center, 7Samsung Alzheimer Research Center, Samsung Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для доставки мезенхимальных стволовых клеток (МСК) в мозг можно использовать несколько путей введения. В настоящем исследовании МСК доставлялись по всей нейрораксии и головному мозгу путем инъекции в спинномозговую полость. МСК вводили в спинномозговые полости крыс, а миграцию стволовых клеток отслеживали и количественно оценивали.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мезенхимальные стволовые клетки (МСК) были изучены для лечения различных заболеваний. При нейродегенеративных заболеваниях, связанных с дефектами как головного, так и спинного мозга, путь введения очень важен, потому что МСК должны мигрировать как в головной, так и в спинной мозг. В данной статье описывается метод введения МСК в спинномозговой канал (инъекция в спинномозговую полость), который может быть нацелен на головной и спинной мозг на модели крысы. Один миллион МСК был введен в спинномозговые каналы крыс на уровне поясничных позвонков 2-3. После введения крыс усыпляли через 0, 6 и 12 ч после инъекции. Для отслеживания введенных МСК использовали оптическую визуализацию и количественную полимеразную цепную реакцию в реальном времени (кПЦР). Результаты настоящего исследования показали, что МСК, вводимые через спинномозговую полость, могут быть впоследствии обнаружены как в головном, так и в спинном мозге через 12 часов. Инъекция в спинномозговую полость имеет преимущество в том, что не требует общей анестезии и имеет мало побочных эффектов. Тем не менее, необходимо преодолеть недостаток, заключающийся в низкой скорости миграции МСК в мозг.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мезенхимальные стволовые клетки
В условиях заболевания МСК выделяют специфические для болезни терапевтические вещества посредством паракринных действий1, которые, как сообщается, регулируют иммунные реакции, восстанавливают поврежденные ткани и выводят токсичные вещества2. Таким образом, терапия МСК считается более эффективной, чем терапия с одной мишенью, в лечении мультифакториальных заболеваний, таких как болезнь Альцгеймера и саркопения 3,4,5,6. Кроме того, в отличие от фармацевтических препаратов, МСК обладают хоуминговым эффектом, перемещаясь в область поврежденной ткани путем распознавания воспалительных цитокинов или хемокинов в организме 7,8. К сожалению, только часть клеток достигает поврежденного участка, и жизнеспособность МСК снижается во время миграции 9,10,11,12. Таким образом, для максимизации терапевтической эффективности МСК необходимо доставить жизнеспособные клетки к целевому участку. Поэтому при введении МСК важно выбрать правильный путь введения, исходя из характера целевого заболевания.

Путь впрыска
Существует множество путей введения терапевтических средств пациентам. Наиболее распространенными методами являются внутривенное введение в системный кровоток, пероральное введение, а также подкожное или внутримышечное введение. При нейродегенеративных заболеваниях основным препятствием в доставке терапевтических агентов в мозг является гематоэнцефалический барьер (ГЭБ). ГЭБ защищает мозг от внешних патогенов с помощью плотных соединений между кровеносными сосудами и паренхимой мозга13,14. Тем не менее, ГЭБ также парадоксальным образом препятствует проникновению терапевтических агентов в паренхиму мозга. Таким образом, прохождение через ГЭБ является основным препятствием в развитии методов лечения заболеваний головного мозга15,16. Для преодоления этого недостатка проводится внутримозговая инъекция путем введения целевых веществ непосредственно в мозг посредством хирургической операции 17,18,19. Тем не менее, следует учитывать побочные эффекты хирургических вмешательств, особенно потому, что игла повреждает нейронные клетки во время процедуры.

Внутриспинномозговое введение
Интратекальное введение - введение лекарств в спинномозговой канал или субарахноидальное пространство - доставляет лекарства в мозг или невраксис через спинномозговую жидкость (ликвор) и является жизнеспособной альтернативой внутримозговой инъекции. Интратекальные инъекции можно подразделить в зависимости от места инъекции: латеральный желудочек, большая цистерна и спинномозговая полость. Все три пути позволяют лекарствам или клеткам рассеиваться по всей спинномозговой жидкости в головной и спинной мозг. Доставка лекарств в мозг может быть более эффективной в случае внутримозговых инъекций и инъекций внутрь цистерны, поскольку агент вводится близко к мозгу. Тем не менее, инъекция в спинномозговую полость имеет преимущества, заключающиеся в том, что она не требует общей анестезии или хирургического вмешательства для введения внутрижелудочкового резервуара,является в целом безопасной и может быть выполнена повторно при необходимости.

Целью данного исследования было валидировать введение в спинномозговую полость в качестве средства доставки МСК как в головной, так и в спинной мозг. Во-первых, внутриспинальная полость была установлена на модели крысы. Затем МСК были помечены липофильным индикатором DiD (DiIC18(5); 1,1-диоктадецил-3,3,3,3-тетраметилиндодикарбоцианин, 4-хлорбензолсульфонат соль), чтобы оценить эффективность миграции стволовых клеток в спинной и головной мозг. Для оценки дисперсии клеток была проведена оптическая визуализация ex vivo. Этот простой протокол может быть выполнен без хирургического вмешательства и может быть использован с целью введения не только стволовых клеток, но и фармацевтических препаратов, антител, контрастных веществ и других веществ, предназначенных для доставки в спинной или головной мозг.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ПРИМЕЧАНИЕ: Данное исследование было одобрено Комитетом по уходу за животными и их использованию (номер одобрения: 20170125001, дата: 25 января 2017 г.) Института биомедицинских исследований Самсунг (SBRI) в Медицинском центре Самсунг. Являясь аккредитованным учреждением Международной ассоциации по оценке и аккредитации лабораторных животных, SBRI действует в соответствии с руководящими принципами, установленными Институтом ресурсов лабораторных животных.

1. Получение МСК человеческого желеобразного происхождения

  1. Культивирование мезенхимальных стволовых клеток Уортона, полученных из желе человека (WJ-MSCs)
    1. Быстро разморозьте флакон с человеческими WJ-MSC на водяной бане при температуре 37 °C. Перенесите WJ-MSCs в коническую пробирку объемом 50 мл и добавьте питательную среду в объеме, по крайней мере, в 10 раз превышающем объем клеток (v/v). Пипетируйте вверх и вниз, чтобы подвесить клетки.
    2. Центрифугируйте при 300 × г в течение 5 мин. Осторожно выбросьте надосадочную жидкость, и повторно суспендируйте клетки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не выбросить гранулу клетки.
    3. Засейте WJ-МСК в колбах T175 с плотностью 5000-6000 клеток/см2. Инкубируйте WJ-MSCs в инкубаторе с температурой ISO2 при температуре 37 °C. Меняйте питательную среду каждые 72 ч до тех пор, пока WJ-MSC не достигнет 80-90% слияния.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, требуется 3-4 дня, чтобы MSC достигли 80-90% конфлюенции.
  2. Субкультивирование человеческих WJ-MSC
    1. Выбросьте питательную среду и промойте клетки 10 мл фосфатно-солевого буфера (PBS). Удалите PBS и добавьте 5 мл 0,25% трипсин-динатрия этилендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА) (см. Таблицу материалов). Инкубируйте клетки при 37 °C в инкубаторе сCO2 в течение 3 минут, пока WJ-MSCs не отделятся от колбы для культур.
    2. Добавьте 5 мл питательной среды, содержащей 10% фетальной бычьей сыворотки, чтобы нейтрализовать 0,25% трипсин-ЭДТА. Соберите клеточную смесь и перенесите ее в коническую пробирку объемом 50 мл. Промойте колбу для клеточных культур 10 мл питательной среды и соберите клетки в пробирку объемом 50 мл с помощью стерильной серологической пипетки.
    3. Центрифугируйте клеточную смесь при 300 × г в течение 5 мин. Выбросьте надосадочную жидкость, повторно суспендируйте клетки в 10 мл питательной среды и подсчитайте количество WJ-МСК.
      ВНИМАНИЕ: Будьте осторожны и не выбрасывайте гранулу ячейки.
    4. Засейте WJ-МСК с плотностью 4000-6000 клеток/см2, в зависимости от эксперимента.
  3. Мечение WJ-MSC красителем DiD и подготовка WJ-MSC для инъекции в спинномозговую полость
    ПРИМЕЧАНИЕ: Процедура маркировки красителя DiD проводилась в соответствии с инструкциями производителя.
    1. Отсоедините WJ-MSC, когда они достигнут 80% конфлюенции, используя процедуру, описанную выше. Суспендируйте WJ-MSCs плотностью от 1 × 106/мл в минимально необходимой эфирной среде (MEM), не содержащей фенола-красного, α без сыворотки.
    2. Добавить 5 мкл раствора для мечения DiD на 1 мл клеточной суспензии; Аккуратно перемешайте с помощью пипетки.
    3. Инкубировать в течение 15 минут при 37 °C; центрифугировать клеточную суспензию при 300 × г в течение 5 мин.
    4. Удалите надосадочную жидкость и повторно суспендируйте WJ-MSCs в МЭМ-α, не содержащем фенол-красного, с плотностью 1 × 106/0,2 мл.

2. Инъекции в спинномозговую полость WJ-MSCs

  1. Подготовка к инъекции в спинномозговую полость
    1. Обезболить 6-недельных крыс Sprague-Dawley 5% изофлураном; Затем поддерживайте анестезию 2% изофлураном на протяжении всей хирургической процедуры.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Оптимизируйте условия анестезии перед началом эксперимента.
    2. Побрейте операционную область с помощью электробритвы для мелких животных.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Электрическую бритву можно заменить ручной бритвой и гелем для бритья.
    3. Продезинфицируйте операционную область с помощью повидон-йода. Сделайте разрез на коже диаметром 3 см с помощью хирургического лезвия. Рассекайте оставшуюся кожу и мышечную ткань с помощью хирургического лезвия и ножниц. Выявить остистые отростки в поясничном отделе 2-3 (L2-3).
  2. Инъекция меченых DiD WJ-MSC через интраспинальную полость
    1. Поместите крысу в положение лежа. Согните позвоночник крысы соответствующим образом, чтобы увеличить расстояние между соседними остистыми отростками, используя достаточное количество бумажной салфетки или других материалов, которые могут помочь в поддержании соответствующего положения.
    2. Наполните шприц объемом 1 мл 0,2 мл меченых DiD WJ-MSC. Поместите комбинацию шприца и иглы массой 23 г вертикально между остистыми отростками L2 и L3 и введите иглу до тех пор, пока она не коснется тела позвонка.
    3. Когда игла коснется тела позвонка, втяните его примерно на 0,5 см, поместив кончик иглы в спинномозговой канал. Наклоните шприц и поместите кончик иглы так, чтобы он был направлен в ростральном направлении. Вводите WJ-MSCs в полость позвоночника в течение 1 минуты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Скорость впрыска должна быть заранее оптимизирована.
    4. После инъекции полностью извлеките шприц из спинномозгового канала. Зашить разрез, а затем продезинфицировать место операции с помощью повидон-йода.
  3. Лечение после процедуры
    1. Стабилизируйте и удерживайте крысу, чтобы предотвратить любое движение, положите ее вниз головой под углом 45° на 15 минут, пока она еще находится под анестезией. Через 15 минут прекратите анестезию и подождите, пока крыса проснется.

3. Оценка инъекции в спинномозговую полость

  1. Эвтаназия крыс и изоляция головного и спинного мозга через 0, 6 и 12 ч после инъекции
    1. Обезболить подопытных животных 5% изофлураном; поддерживать анестезию 2% изофлураном во время перфузии PBS.
    2. Сделайте надрез ниже диафрагмы с помощью хирургических ножниц. Откройте разрез щипцами и разрежьте грудную клетку рострально, чтобы обнажить сердце.
    3. Сделайте небольшое отверстие в правом предсердии, а в левый желудочек вставьте иглу-бабочку. Перфузируйте 100 мл холодного PBS в левый желудочек в течение 4-5 минут, пока печень не очистится от крови.
    4. После перфузии сделайте длинный разрез на тыльной стороне от головы до хвоста с помощью хирургического лезвия по продольной плоскости. Изолируйте оставшийся мозг и весь позвоночник с помощью хирургических ножниц, щипцов и косторезовки. Удалите оставшиеся ребра, соединенные кости и мякоть.
  2. Флуоресцентная оптическая визуализация Ex vivo DiD
    1. Поместите изолированные ткани в камеру оптического устройства визуализации.
    2. Установите следующие параметры: излучение, 700 нм; возбуждение, 605 нм; и время экспозиции, 2 секунды, в пересчете на фотоны в секунду на квадратный сантиметр на стерадиан (p/s/cm2/sr). Захват оптических изображений.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все изображения должны быть получены с идентичными настройками освещенности (напряжение лампы, фильтры, f/stop, поле зрения и биннинг).
    3. С помощью инструмента рисования нарисуйте три прямоугольные области интереса (ROI) эквивалентного размера для спинного мозга и одну круглую область интереса для головного мозга. Измерьте интенсивность флуоресценции ROI.
  3. Экстракция геномной ДНК (гДНК) из спинного и головного мозга
    1. Осторожно удалите череп и позвоночник с помощью хирургических щипцов, ножниц и ронжера.
    2. Соберите головной и спинной мозг из черепа и позвоночника. Разрежьте спинной мозг на три части (шейную, грудную и поясничную).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Собранные ткани должны храниться при температуре -80 °C, если они не были немедленно проанализированы.
    3. Измельчите салфетки с помощью предварительно охлажденной ступки, пестика и жидкого азота. Экстрагируйте гДНК с помощью коммерческих продуктов, следуя инструкциям производителя.
  4. Количественная полимеразная цепная реакция в реальном времени (кПЦР)
    1. Количественно оцените количество гДНК в каждом образце с помощью спектрофотометра.
    2. Проведите кПЦР с использованием 10 нг гДНК на образец и праймеров Arthrobacter luteus (ALU) человека12,21.
    3. Рассчитайте точное количество WJ-MSC в образцах с помощью метода ΔΔCT 22.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для оценки эффективности интраспинальной полости введения МСК в настоящей работе использовались МСК, меченные DiD. Перед введением МСК в спинномозговую полость эффективность мечения оценивали in vitro с помощью оптической визуализации и флуоресцентной микроскопии (рис. 1). После окрашивания МСК реагентом для мечения DiD с использованием процедуры, описанной в разделе 3.1 протокола, были получены оптические изображения культуральных планшетов, на которые были засеяны меченные DiD МСК (

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Оптимальный путь введения для лечения МСК следует выбирать в зависимости от целевого заболевания, состояния пациента и типа доставляемого препарата. При клеточной терапии, включая терапию МСК, необходимо рассмотреть возможность прямого введения стволовых клеток в мозг или интратекально через СМЖ, поскольку клетки не могут пройти через ГЭБ19. Инъекция в спинномозговую полость является относительно неинвазивной и не вызывает повреждения нейронов в головном мозге, в ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано грантами Программы фундаментальных исследований Национального исследовательского фонда Южной Кореи (NRF), финансируемой Министерством образования (NRF-2017R1D1A1B03035940), и грантом Корейского проекта исследований и разработок в области технологий здравоохранения через Корейский институт развития индустрии здравоохранения (KHIDI), финансируемого Министерством здравоохранения и социального обеспечения Республики Корея (номера грантов: HI14C3484 и HI18C0560). Мы хотели бы поблагодарить Editage (www.editage.co.kr) за редактирование на английском языке.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,25% Трипсин-ЭДТАГибко-инвитроген25200114Клеточная культура
Фетальная бычья сывороткаbiowestS1520Добавка питательной среды
гентамицинGibco-invitrogen15710-072Добавка питательной среды
Gentra Puregene Tissue KitQIAGEN158689выделение гДНК
MEM, без глутамина, без фенола красногоGibco51200038WJ-MSC фомуляция для инъекций
Miminum Essential Medium альфаGibco-invitrogen12571063культуральная среда WJ-MSC
Power SYBR Green PCR Master MixApplied Biosystems4368577количественный реагент для ПЦР в реальном времени
QuantStudio 6 Flex Real-Time PCR SystemThermo fisher4485694количественная ПЦР в реальном времени
трипан синийGibco15250061Injection
Vybrant DiD Cell-Label SolutioninvitrogenV22887Раствор для мечения стволовых клеток
Xenogen IVIS Spectrum systemPerkin Elmer124262Оптический аппарат визуализации

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gnecchi, M., Danieli, P., Malpasso, G., Ciuffreda, M. C. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cells in tissue repair. Methods in Molecular Biology. 1416, 123-146 (2016).
  2. Liang, X., Ding, Y., Zhang, Y., Tse, H. F., Lian, Q. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cell-based therapy: current status and perspectives. Cell Transplantation. 23 (9), 1045-1059 (2014).
  3. Kang, J. M., Yeon, B. K., Cho, S. J., Suh, Y. H. Stem cell therapy for Alzheimer's disease: a review of recent clinical trials. Journal of Alzheimer's Disease. 54 (3), 879-889 (2016).
  4. Staff, N. P., Jones, D. T., Singer, W. Mesenchymal stromal cell therapies for neurodegenerative diseases. Mayo Clinic Proceedings. 94 (5), 892-905 (2019).
  5. Kim, J., et al. Mesenchymal stem cell therapy and Alzheimer's disease: current status and future perspectives. Journal of Alzheimer's Disease. 77 (1), 1-14 (2020).
  6. Florea, V., Bagno, L., Rieger, A. C., Hare, J. M. Attenuation of frailty in older adults with mesenchymal stem cells. Mechanisms of Ageing Development. 181, 47-58 (2019).
  7. Karp, J. M., Leng Teo, G. S. Mesenchymal stem cell homing: the devil is in the details. Cell Stem Cell. 4 (3), 206-216 (2009).
  8. Regmi, S., Pathak, S., Kim, J. O., Yong, C. S., Jeong, J. H. Mesenchymal stem cell therapy for the treatment of inflammatory diseases: Challenges, opportunities, and future perspectives. European Journal of Cell Biology. 98 (5-8), 151041(2019).
  9. Kim, H. S., et al. Lowering the concentration affects the migration and viability of intracerebroventricular-delivered human mesenchymal stem cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (1), 751-757 (2017).
  10. Kim, D. H., et al. Effect of growth differentiation factor-15 secreted by human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells on amyloid beta levels in in vitro and in vivo models of Alzheimer's disease. Biochemical and Biophysical Research Communications. 504 (4), 933-940 (2018).
  11. Park, S. E., et al. Distribution of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells (hUCB-MSCs) in canines after intracerebroventricular injection. Neurobiology of Aging. 47, 192-200 (2016).
  12. Kim, H., et al. Intrathecal injection in a rat model: a potential route to deliver human Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells into the brain. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1272(2020).
  13. Daneman, R., Prat, A. The blood-brain barrier. Cold Spring Harbor Perspectives Biology. 7 (1), 020412(2015).
  14. Abbott, N. J., Patabendige, A. A., Dolman, D. E., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiology of Disease. 37 (1), 13-25 (2010).
  15. Banks, W. A. From blood-brain barrier to blood-brain interface: new opportunities for CNS drug delivery. Nature Reviews Drug Discovery. 15 (4), 275-292 (2016).
  16. Pardridge, W. M. CSF, blood-brain barrier, and brain drug delivery. Expert Opinion on Drug Delivery. 13 (7), 963-975 (2016).
  17. Elia, C. A., et al. Intracerebral injection of extracellular vesicles from mesenchymal stem cells exerts reduced Aβ plaque burden in early stages of a preclinical model of Alzheimer's disease. Cells. 8 (9), 1059(2019).
  18. Kim, H. J., et al. Stereotactic brain injection of human umbilical cord blood mesenchymal stem cells in patients with Alzheimer's disease dementia: A phase 1 clinical trial. Alzheimer's & Dementia (N Y). 1 (2), 95-102 (2015).
  19. Park, S. E., Lee, N. K., Na, D. L., Chang, J. W. Optimal mesenchymal stem cell delivery routes to enhance neurogenesis for the treatment of Alzheimer's disease: optimal MSCs delivery routes for the treatment of AD. Histology & Histopathology. 33 (6), 533-541 (2018).
  20. Sandow, B. A., Donnal, J. F. Myelography complications and current practice patterns. American Journal of Roentgenology. 185 (3), 768-771 (2005).
  21. Funakoshi, K., et al. Highly sensitive and specific Alu-based quantification of human cells among rodent cells. Scientific Reports. 7 (1), 13202(2017).
  22. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  23. Glass, J. D., et al. Lumbar intraspinal injection of neural stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis: results of a phase I trial in 12 patients. Stem Cells. 30 (6), 1144-1151 (2012).
  24. Harris, V. K., et al. Clinical and pathological effects of intrathecal injection of mesenchymal stem cell-derived neural progenitors in an experimental model of multiple sclerosis. Journal of the Neurological Sciences. 313 (1-2), 167-177 (2012).
  25. Janson, C. G., Ramesh, T. M., During, M. J., Leone, P., Heywood, J. Human intrathecal transplantation of peripheral blood stem cells in amyotrophic lateral sclerosis. Journal of Hematotherapy and Stem Cell Research. 10 (6), 913-915 (2001).
  26. Chiu, C., et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 9 (1), 3(2012).
  27. Bull, E., et al. Stem cell tracking using iron oxide nanoparticles. International Journal of Nanomedicine. 9, 1641-1653 (2014).
  28. Chen, D., et al. Bright polymer dots tracking stem Cell engraftment and migration to injured mouse liver. Theranostics. 7 (7), 1820-1834 (2017).
  29. Lee, N. K., et al. Magnetic resonance imaging of ferumoxytol-labeled human mesenchymal stem cells in the mouse brain. Stem Cell Reviews and Reports. 13 (1), 127-138 (2017).
  30. Bradley, W. G., Haughton, V., Mardal, K. A. Cerebrospinal fluid flow in adults. Handbook Clinical Neurology. 135, 591-601 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Видео скоро будет доступно

Похожие статьи