Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Истощение поверхностно-активных веществ в сочетании с вредной вентиляцией приводит к воспроизводимой модели острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС)

3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62327

⸱

7 апреля 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Charité – Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie Universität Berlin, Humboldt Universität zu Berlin and Berlin Institute of Health Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, Campus Charité Mitte and Campus Virchow-Klinikum, 2Chair for Medical Information Technology, RWTH Aachen University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Сочетание вымывания поверхностно-активных веществ с использованием 0,9% физиологического раствора (35 мл / кг массы тела, 37 ° C) и вентиляции большого приливного объема с низким PEEP для вызвать умеренное повреждение легких, вызванное вентилятором (VILI), приводит к экспериментальному острому респираторно-дистресс-синдрому (ARDS). Этот метод обеспечивает модель повреждения легких с низкой/ограниченной рекрутируемостью для изучения влияния различных стратегий вентиляции в течение длительных периодов времени.

Аннотация

Существуют различные животные модели для изучения сложных патомеханизмов острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС). Эти модели включают пульмо-артериальную инфузию олеиновой кислоты, инфузию эндотоксинов или бактерий, перевязку и пункцию слепой кишки, различные модели пневмонии, модели ишемии/реперфузии легких и, конечно же, модели истощения поверхностно-активных веществ, среди прочих. Истощение поверхностно-активных веществ приводит к быстрому, воспроизводимому ухудшению легочного газообмена и гемодинамики и может быть вызвано у обезболенных свиней с использованием повторных промывания легких с 0,9% физиологическим раствором (35 мл / кг массы тела, 37 ° C). Модель истощения поверхностно-активных частиц поддерживает исследования со стандартным респираторным и гемодинамическим мониторингом с помощью клинически применяемых устройств. Но модель страдает от относительно высокой рекрутируемости, а вентиляция с высоким давлением в дыхательных путях может немедленно уменьшить тяжесть травмы, вновь открывая ателектатические области легких. Таким образом, данная модель не подходит для исследований режимов ИВЛ, использующих высокое давление в дыхательных путях. Сочетание истощения поверхностно-активных частиц и вредной вентиляции с высоким приливным объемом / низким положительным давлением на конце выдоха (высокий TV / низкий PEEP), чтобы вызвать повреждение легких, вызванное вентилятором (VILI), снизит рекрутируемость полученного повреждения легких. Сохраняются преимущества своевременной индукции и возможность проведения экспериментальных исследований в условиях, сопоставимых с реанимации.

Введение

Смертность от острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС) остается высокой со значениями выше 40%1, несмотря на интенсивные исследования с момента его первого описания Эшбоу и Петти в 1967 году2. Естественно, исследование новых терапевтических подходов ограничено в клинике из-за этических проблем и отсутствия стандартизации основных патологий, условий окружающей среды и сопутствующих препаратов, тогда как модели на животных позволяют систематически проводить исследования в стандартизированных условиях.

Таким образом, экспериментальный ОРДС был индуцирован либо у крупных животных (например, свиней), либо у мелких животных (например, грызунов) с использованием различных методов, таких как пульмоартериальная инфузия олеиновой кислоты, внутривенная (т.е.в.) инфузия бактерий и эндотоксинов или модели перевязки и пункции кекаль (CLP), вызывающие сепсис-индуцированную ОРДС. Кроме того, используются прямые повреждения легких, вызванные ожогами и вдыханием дыма или ишемией/реперфузией легких (I/R)3. Одной из часто используемых моделей прямого повреждения легких является истощение поверхностно-активных веществ с промыванием легких, как впервые описано Лахманном и др. в подопытных кроликах4.

Истощение поверхностно-активных веществ является высоковоспроизводимым методом, который быстро приводит к компромиссам в газообмене и гемодинамике5. Основным преимуществом является возможность применения истощения поверхностно-активных веществ у крупных видов, что позволяет поддерживать исследования с помощью клинически используемых механических вентиляторов, катетеров и мониторов. Однако основным недостатком модели истощения поверхностно-активных веществ является мгновенный набор ателектатических областей легких всякий раз, когда применяются высокие давления в дыхательных путях или маневры набора, такие как позиционирование лежа. Таким образом, модель не подходит для исследования, например, автоматизированной вентиляции с высокими уровнями PEEP в течение длительноговремени 6. Yoshida et al. описали сочетание истощения поверхностно-активных веществ и вентиляции с высоким давлением дыхательных путей для индуцирования экспериментального ARDS7,но их модель требует тщательного поддержания парциального давления кислорода (PaO2)в заранее определенном коридоре путем повторного отбора проб газов крови и регулировки давления движения в соответствии со скользящей таблицей давления вдоха и PEEP.

В целом, модель с чрезмерно агрессивной вредной вентиляцией или трудоемкой, многократной регулировкой режима вентиляции может привести к структурному повреждению легких, что является слишком серьезным и приводит к последующей полиорганной недостаточности. Таким образом, в данной статье приводится подробное описание легко осуществимой модели истощения поверхностно-активных веществ плюс вредоносная вентиляция с высоким TV/низким PEEP для индукции экспериментальной ОРДС, которая поддерживает исследования с клинически используемыми параметрами вентиляции в течение длительных периодов времени.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Эксперименты проводились на кафедре экспериментальной медицины, Charité - University Medicine, Берлин, Германия (сертифицированы в соответствии с EN DIN ISO 9001: 2000) и были одобрены федеральными властями для исследований на животных в Берлине, Германия, до начала экспериментов (G0229/18). Принципы ухода за лабораторными животными использовались во всех экспериментах и соответствуют руководящим принципам Европейского и Немецкого общества лабораторных наук о животных.

1. Лабораторные животные и благополучие животных

  1. Провести все эксперименты на глубоко обезболивающих самцах свиней (нем. Landrace × Large White) 3-4-месячного возраста с массой тела (bw) 30-40 кг.

2. Анестезия, интубация и искусственная вентиляция легких

  1. Не предоставляйте сухой корм за 12 ч до анестезии, чтобы избежать полного желудка свиней. Обеспечьте свободный доступ к воде и соломе/сену, чтобы свести к минимуму стресс.
  2. Премедикат с внутримышечной инъекцией комбинации азаперона (3 мг / кг веса тела), атропина (0,03 мг / кг веса тела), кетамина (25 мг / кг веса тела) и ксилазина (3,5 мг / кг веса тела) в мускулатуру шеи свиньи, в то время как животные все еще содержатся в своем жилище, чтобы свести к минимуму стресс.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ежедневная тренировка поглаживанию шеи животного во время кормления несколькими кубиками сахара перед экспериментом и применение инъекции во время кормления кубиками сахара обученным способом облегчит плавную премедикацию и еще больше уменьшит стресс.
    1. Поместите животное на носилки и накройте глаза тканью для транспортировки, как только будет достигнут адекватный уровень анестезии.
    2. Перенесите свинью в хирургический театр и всегда обеспечьте достаточное спонтанное дыхание.
    3. Возьмите кислородный баллон, подогнанный трубкой, и маску, чтобы обеспечить дополнительный кислород при транспортировке свиней, если жилые помещения не примыкают к лаборатории.
    4. Поместите свинью в положение лежа и предварительно сажите маской, которая подходит к морде животного, используя высокий поток кислорода (например, 10 л / мин).
  3. Используйте катетер периферических вен (обычно 18 или 20 г) для получения венозного доступа. Поместите катетер периферических вен в одну из ушных вен после процедуры протирания спиртовой заменой.
    1. Начните инфузию сбалансированным кристаллоидным раствором и обеспечьте правильное размещение катетера для последующей инфузии анестетиков.
    2. Настаивают 500 мл сбалансированного кристаллоидного раствора в виде болюсного в.в. с последующей непрерывной инфузией 4 мл/кг/ч для поддержания жидкости.
    3. Начните мониторинг периферического насыщения кислородом (SpO2),закрепив датчик SpO2на одном из ушей или хвосте.
  4. Индуцировать анестезию путем инъекции пропофола (около 5-10 мг/кг – точная доза зависит от эффекта премедикации и отличается от животного к животному) для оротрахеальной интубации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предыдущая инъекция опиоида облегчит интубацию в дальнейшем, но требует достаточного опыта, чтобы избежать преждевременного апноэ животного. Инъекцию 100 мкг фентанила (фентанилцитрат, 100 мкг/мл) можно повторять до тех пор, пока спонтанная частота дыхания не замедлится примерно до 20/мин перед инъекцией пропофола.
  5. Интубируют животное с помощью манжетной эндотрахеальной трубки (7,5 - 8,0 мм ID) и ларингоскопа, предназначенного для крупных животных (прямое лезвие длиной около 25 см).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Интубация наиболее проста в положении лежа, как подробно описано Theisen et al.8.
    1. Проверьте размещение эндотрахеальной трубки, наблюдая типичную форму сигнала CO2 во время истечения срока годности на мониторе CO2(капнографе).
    2. Используйте аускультацию, чтобы проверить наличие равных двусторонних звуков дыхания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Свиней можно механически вентилируемым с ручным сжатием грудной клетки с обеих сторон при подаче кислорода с высоким потоком в случае неудачной или задержки интубации.
  6. Установите фракцию вдыхаемого кислорода (FIO2)на 1,0, частоту дыхания на 15-20/мин, приливный объем на 8-9 мл/кг веса тела, отношение вдоха к выдоху (I:E) до 1:1,5 и примените положительное давление на конец выдоха (PEEP) 5 смH2O для начала механической вентиляции. Отрегулируйте настройки, чтобы достиг достижимого парциального давления углекислого газа (PetCO2)в конце выдоха 35-40 мм рт.ст. и SpO2 выше 95%.
    1. Используйте непрерывную в/вливание тиопентона (20 мг/кг/ч) и фентанила (7 мкг/кг/ч) для поддержания анестезии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимая дозировка может варьироваться от животного к животному и между экспериментальными условиями. Важно поддерживать достаточную глубину анестезии в ходе эксперимента для благополучия животных и научных соображений.
    2. Внимательно следите за животными на наличие стрессовых / болевых реакций (таких как увеличение частоты сердечных сокращений, артериального давления или частоты дыхания) во время инструментария.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Инструментирование должно быть возможно без введения миорелаксанта, если глубина анестезии достаточна.
    3. Вводят мышечный релаксант, например, бромид панкурония (0,15 мг/кг веса тела, т.е. болюс, с последующей непрерывной инфузией 0,15 мг/кг веса тела в час или повторными болюсными инъекциями), если для эксперимента необходима мышечная релаксация (например, до истощения поверхностно-активного вещества, до проведения измерений соответствия вентиляции легких).
  7. Приборостроение
    1. Переверните животное в положение лежа на спине.
    2. Закрепите эндотрахеальную трубку и в/в линию при повороте животного.
    3. Втягивайте ноги с помощью бинтов, чтобы растянуть кожу над запланированными местами разреза.
    4. Стерилизуйте рабочие зоны соответствующим дезинфицирующим средством для кожи, таким как спирт и 1% раствор йода.
  8. Канюлюгировать наружную яремную вену с помощью центрального венозного катетера и, кроме того, ввести в ту же вену вводяющую оболочку легочного артериального катетера (ПАК).
    1. Выполните 10-сантиметровый разрез кожи на линии, соединяющей мандиблю и грудину (возможна левая или правая сторона).
    2. Всегда переоценивайте глубину анестезии и корректируйте дозировку, если это необходимо.
    3. Отделите подкожную клетчатку и платизма тканевыми щипцами и хирургическими ножницами до тех пор, пока не будут видны брахиоцефальная и грудиноцефальная мышцы.
    4. Продолжайте процедуру тупого разреза, чтобы отделить фасцию между мышцами, пока не будет видна наружная яремная вена.
    5. Используйте технику9 Селдингера для канюляции наружной яремной вены с помощью центрального венозного катетера и нотки интродьюсера для последующего введения PAC.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не расширяйте вену расширителем, как это делается в случае чрескожного подхода. Это разорвало бы вену. Закрыть стандартными швами. Размеры оболочки зависят от размера выбранного ПАКа. Обычно используется нож из интродьюсера 6F (длина 10 см) и PAC 5F длиной 75 см у свиней с массой тела 30-40 кг.
  9. Канюлюляция бедренной артерии для инвазивного мониторинга артериального давления.
    1. Определить складку между грацилисом и сарториусной мышцей задней ноги (можно левой или правой) для размещения артериальной линии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Пульсация бедренной артерии должна быть легко прощупываемой.
    2. Канюлировать артерию чрескожно с помощью техники Зельдингера9.
    3. Используйте прямой подход, если артерия нелегко пальпируется.
      1. Разрезают кожу с помощью разреза длиной 5 см и отделяют подкожную клетчатку тканевыми щипцами и хирургическими ножницами.
      2. Используйте тупую процедуру разрезания, отделяющую фасцию между мышцами до уровня бедренной артерии.
        ПРИМЕЧАНИЕ :D не повреждать подкожно-подкожное судно, выполняя процедуру разрезания черепа из них.
      3. Петляя лигатурой вокруг бедренной артерии так, чтобы сосуд можно было закрыть в случае кровотечения в месте пункции. Избегайте этого шага, когда это возможно, так как он ставит под угрозу приток крови к задней ноге.
      4. Канюлюдировать артерию по методике Зельдингера9.
  10. Откалибруйте преобразователи по атмосфере (ноль) и либо 200 мм рт.ст.(артериальная линия), либо 50 мм рт.ст. (центральная венозная линия) и подключите их к артериальному катетеру и центральной венозной линии, чтобы начать мониторинг.
    1. Поместите датчики давления примерно на половину высоты грудной клетки в расчетное положение правого предсердия.
  11. Выполняют небольшой (4-5 см) разрез, разрезая кожу над мочевым пузырем для катетеризации мочевого пузыря.
    1. Отделите подкожную клетчатку с помощью тупых инструментов.
    2. Поместите в стенку мочевого пузыря пушок-струну (1-2 см в диаметре).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Швы не должны проникать через все слои стенки мочевого пузыря, что приведет к потере мочи через проколы.
    3. Выполните небольшой разрез в середине шва и введите мочевой катетер.
    4. Немедленно заблокируйте баллон 10 мл дистиллированной воды и потяните катетер к стенке мочевого пузыря, пока не будет ощущаться легкое сопротивление.
    5. Закройте шов кошелька вокруг катетера. Закройте кожу стандартными швами.

3. Введение катетера легочной артерии (ПАК)

  1. Проверьте проходимость баллона PAC 0,5-1 мл воздуха в зависимости от размера катетера и снова сдуйте баллон.
  2. Подключите PAC к системе датчиков давления и откалибруйте преобразователь по атмосфере (нулю) и 100 мм рт.ст.
  3. Вводят PAC через нотку интродьюсера со спущенным баллоном на 10-15 см (в зависимости от длины оболочки).
    1. Надувайте воздушный шар после того, как он покинул оболочку, и продвижйте PAC дальше, контролируя давление и типичные формы волн на мониторе давления.
    2. Толкайте PAC вперед, пока появляются формы волн, типичные для правого предсердия, правого желудочка и легочной артерии, и прекратите продвижение PAC, когда видна форма сигнала давления легочной капиллярной клиновидности (PCWP).
    3. Запишите PCWP по истечении срока действия и сдувайте воздушный шар (см. рисунок 1 для соответствующих кривых).
      ПРИМЕЧАНИЕ: После дефляции баллона форма pcWP-волны должна исчезнуть, а форма волны легочного артериального давления должна быть видна. Если форма волны легочного артериального давления не видна, катетер, скорее всего, вставлен слишком далеко в легочную артерию и достиг положения автоклинья. Это приводит к постоянной окклюзии легочного сосуда и должно быть исправлено путем оттягивания катетера назад до тех пор, пока форма волны легочного артериального давления не появится снова, тем самым избегая осложнений, например, разрыва легочного сосуда10. Катетеры PAC часто случайно продвигаются в печеночные вены через нижнюю кавальную вену у свиней. Таким образом, если сигнал давления правого желудочка не достигнут примерно через 30 – 50 см, оттяните катетер назад и начните все сначала.

4. Методика терморазведения легочной артерии для гемодинамических измерений

  1. Измерьте сердечный выброс (СО) с помощью метода терморазлучения11.
    1. Подключите термистор и поток через корпус к соответствующему просвету PAC.
    2. Затем подключите гемодинамический монитор к дистального температурного порта PAC (красная крышка).
    3. Отрегулируйте гемодинамический монитор до необходимого режима, компенсируя размер катетера, длину катетера, объем вводимого и температуру вводимого физиологического раствора.
    4. Вводят соответствующий объем 0,9% физиологического раствора как можно быстрее (обычно 5 или 10 мл 0,9% физиологического раствора при температуре 4 °C).
    5. Дождитесь завершения измерения.
  2. Рандомизируйте пять измерений в быстрой последовательности в течение дыхательного цикла вентилятора.
    1. Исключить наибольшее и наименьшее значения и использовать оставшиеся три значения для вычисления среднего значения.
    2. Обратите внимание на это среднее значение как на сердечный выброс.
    3. Измерьте PCWP после этого, надувая баллон катетера, и сдувайте его после измерения.
    4. Используйте среднее артериальное давление (MAP), легочное артериальное давление (PAP), центральное венозное давление (CVP), PCWP и CO для всех дальнейших гемодинамических расчетов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Объем физиологического раствора, а также температура должны быть введены в монитор перед измерениями. Нормальный физиологический раствор должен поддерживаться при той же температуре (обычно <5 °C) для правильных измерений. Размер и длина катетера также должны быть введены. Некоторые мониторы требуют ввода поправового коэффициента.
    5. Для исследований, включающих точные измерения электролитного баланса, используйте 5% раствор глюкозы вместо 0,9% физиологического раствора.
  3. Убедитесь, что все параметры запишите. Возьмите одновременные образцы артериальной и смешанной венозной крови незадолго до или после измерений CO, чтобы можно было рассчитать внутрилегочный шунт справа налево.
    1. Запишите все необходимые дыхательные настройки и измерения для завершения набора данных, например, пик, плато и давление в конце выдоха.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Индукция анестезии, интубация и полная аппаратация могут занять 1,5 ч в зависимости от опыта и количества исследователей.

5. Истощение поверхностно-активных частиц

  1. Проветривать животное с помощью FIO2 1.0.
    1. Отсоедините животное от аппарата ИВЛ.
  2. Наполните легкие предварительно сваренным 0,9% физиологическим раствором (37 °C, 35 мл/кг) с воронкой, соединенной с эндотрахеальной трубкой.
    1. Для этого поднимите воронку примерно на 1 м выше животного.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Гидростатическое давление распределяет физиологический раствор во все легочные отделы.
    2. Немедленно прекратите заполнение, когда MAP уменьшится ниже <50 мм рт.ст.
  3. Опустите воронку до уровня земли, чтобы слить промывочную жидкость. Снова подключите животное к вентилятору для оксигенации.
  4. Подождите, пока животное выздоровеет, и повторите промывание как можно скорее, если это необходимо.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимость дальнейшего промывки определяется отношением PaO2/FIO2.
    1. Возьмите образец газа артериальной крови через 5 минут после каждого промывки.
    2. Повторяйте промывание до техпор,пока соотношение P a O2/FIO2 (индекс Горовица) не снизится ниже 100 мм рт.ст., по крайней мере, в течение 5 мин при FIO2 1,0 и PEEP > 5 смH2O.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Частота дыхания должна быть скорректирована в период промывания, чтобы поддерживать рН артерий выше 7,25, чтобы предотвратить гемодинамическую декомпенсацию.
  5. Имейте в виду, что эта животная модель основана на комбинации истощения поверхностно-активных частиц и VILI.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Промывание будет остановлено послетого,как соотношение P a O2/ FIO2 останется ниже 100 в течение 5 мин НЕ через 60 мин, как было опубликовано ранее для модели вымывания поверхностно-активного вещества без VILI5.
    1. Начните с высокой вентиляции TV/peEP после достиженияцелевогоP a O2/ FIO2.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В противном случае чрезмерно агрессивное истощение поверхностно-активных частиц в сочетании с VILI приведет к полиорганной недостаточности и поставит под угрозу эксперимент. Продолжительность истощения поверхностно-активного вещества варьируется между животными, поскольку определенная PaO2/ FIO2 является целевой. Это может занять от 45 мин до 1,5 ч.

6. Вредная вентиляция с высоким приливным объемом / низким PEEP (высокий TV / низкий PEEP)

  1. Сохраните FIO2 1.0.
  2. Установите вентилятор на режим вентиляции с гарантированным объемом и регулируемым давлением.
  3. Увеличьте порог тревоги для пикового давления вдоха до 60 мбар.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вентилятор должен подавать давление вдоха до 60 мбар, но не выше.
  4. Снизить частоту дыхания до 12/мин и установить отношение вдоха к выдоху (I:E) на 1:1,5 (в результате чего время вдоха составляет 2 с, а время истечения 3 с).
  5. Медленно увеличивайте приливный объем до 17 мл/кг веса тела в течение не менее 2 мин.
    1. Не увеличивайте приливный объем дальше, если достигается давление вдоха 60 мбар.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Ограниченное давление вдоха может привести к приливному объему ниже 17 мл/кг массы тела в зависимости от повреждения легких после вымывания поверхностно-активного тела. Внезапное увеличение приливного объема может привести к баротравме или гемодинамической декомпенсации. Поэтому крайне важно медленно увеличивать приливные объемы в течение нескольких минут.
  6. Уменьшите PEEP до 2 мбар.
  7. Проветривайте животное в течение 2 ч (см. Рисунок 2 для настроек вентилятора и кривой потока).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вентиляция с большими приливными объемами приведет к хорошей оксигенации животного, но циклическая почти полная инфляция и дефляция приводят к структурному повреждению легких. Структурные повреждения не могут быть обращены вспять с помощью маневров набора, позиционирования лежа, высокого PEEP и т. Д. Полученный ущерб должен допускаться на протяжении всего расследования. Может потребоваться более короткое время вентиляции с высоким TV / низким PEEP в зависимости от следующего эксперимента и продолжительности исследования.

7. Окончание эксперимента и эвтаназия

  1. Убедитесь, что все измерения экспериментального протокола, который будет следовать за индукцией повреждения легких, выполнены.
  2. Вводят фентанил (не менее 0,5 мг) дополнительно к непрерывной анестезии и ждут не менее 5 минут. Вводят тиопентал (не менее 1000 мг) быстро с последующим не менее 60 ммоль калия с помощью центральной линии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Коэффициент PaO2/FIO2-уменьшался во время вымывания поверхностно-активного действия у всех животных(рисунок 3). Возникшая в результате гипоксемия, гиперкапния и ателектаз вызывали повышение давления в легочной артерии. Детали промывки легких уже описаны в другом месте6.

Истощение поверхностно-активного действия повторяли до техпор,пока отношение P a O2/ FIO2 <...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этой статье описывается индукция экспериментального ОРДС у свиней, сочетающая истощение поверхностно-активных веществ повторными промываниями легких и вентиляцией с высокими приливными объемами, низким PEEP и полной инфляцией / дефляцией легких. Эта комбинация вызывает воспроизводимое и сопоставимое ухудшение газообмена и возникающий в результате гемодинамический компромисс, но ограничивает рекрутируемость легких. Таким образом, эта модель имитирует клиническую ОРДС с низкой рекрубируемостью и позволяет проводить иссле...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Все авторы не раскрывают никаких финансовых или любых других конфликтов интересов.

Благодарности

Мы с благодарностью отмечаем прекрасную техническую помощь Биргит Брандт. Это исследование было поддержано грантом Федерального министерства образования и исследований Германии (FKZ 13GW0240A-D).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Аппаратискусственной вентиляции легких для экстренной вентиляцииEve Fritz Stephan GmbH
Проточный камерный термисторBaxter93-505для измерения сердечного выброса
Leader Cath SetVygon1,15,805артериальный катетер
Mallinckrodt Tracheal Tube CuffedCovidien107-80  8,0 мм ID
MultiCath3Vygon1,57,300просвета центральный венозный катетер, длина 20 см
Percutaneus Introducter Set ArrowSI-09600интродьюсер тубус для катетера легочной артерии 4-6 Fr., длина 10 см
Swan-Ganz True Size Thermodilution CatheterEdwards132F5катетер легочной артерии, длина
мочевого катетера75 смни одна конкретная модель не требовала
Vasofix Braunü le 20GB Braun4268113Bкатетер периферических вен
Vigilance I Монитор Edwards
легких 3

Ссылки

  1. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  2. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. Lancet. 2 (7511), 319-323 (1967).
  3. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  4. Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 24 (3), 231-236 (1980).
  5. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e53610(2016).
  6. Pomprapa, A., et al. Artificial intelligence for closed-loop ventilation therapy with hemodynamic control using the open lung concept. International Journal of Intelligent Computing and Cybernetics. 8 (1), 50-68 (2015).
  7. Yoshida, T., et al. Continuous negative abdominal pressure reduces ventilator-induced lung Injury in a porcine model. Anesthesiology. 129 (1), 163-172 (2018).
  8. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Laboratory Animals. 43 (1), 96-101 (2009).
  9. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography: A new technique. Acta Radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).
  10. Kelly, C. R., Rabbani, L. E. Videos in clinical medicine. Pulmonary-artery catheterization. The New England Journal of Medicine. 369 (25), 35(2013).
  11. Forrester, J. S., et al. Thermodilution cardiac output determination with a single flow-directed catheter. American Heart Journal. 83 (3), 306-311 (1972).
  12. Dos Santos Rocha, A., et al. Physiologically variable ventilation reduces regional lung inflammation in a pediatric model of acute respiratory distress syndrome. Respiratory Research. 21 (1), 288(2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Модели животныхвентилятор-индуцированное повреждение легкихгазообмен в легкихискусственная вентиляция легкихлаваж легкихположительное давление конца выдохакатетер легочной артерии
Истощение поверхностно-активных веществ в сочетании с вредной вентиляцией приводит к воспроизводимой модели острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС)
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.