Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Модифицированная хирургическая модель ишемии задних конечностейу мышей с использованием миниатюрного разреза

3.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62402

⸱

13 мая 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 2European Center of Angioscience ECAS, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 3Computer-Assisted Clinical Medicine, Mannheim Institute for Intelligent Systems in Medicine, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 4Cooperative Core Facility Animal Scanner ZI, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University

В этой статье

Краткое содержание

В данной статье демонстрируется эффективный хирургический подход к установлению острой ишемии у мышей с небольшим разрезом. Этот подход может применяться большинством исследовательских групп без каких-либо лабораторных обновлений.

Аннотация

Целью данного исследования является внедрение и оценка модифицированного хирургического подхода к индуцированию острой ишемии у мышей, который может быть реализован в большинстве лабораторий на животных. В отличие от традиционного подхода к двойному перевязке бедренной артерии (DLFA), был сделан меньший разрез на правой паховой области, чтобы обнажить проксимальную бедренную артерию (FA) для выполнения DLFA. Затем, используя шов 7-0, разрез был перетащен в область колена, чтобы обнажить дистальную ФА. Магнитно-резонансная томография (МРТ) на двусторонних задних конечностях использовалась для обнаружения окклюзии ФА после операции. Через 0, 1, 3, 5 и 7 дней после операции функциональное восстановление задних конечностей было визуально оценено и оценено по шкале Тарлова. Гистологическая оценка проводилась после эвтаназии животных через 7 дней после DLFA. Процедуры были успешно выполнены на правой ноге у десяти мышей ApoE-/-, и ни одна мышь не умерла во время последующего наблюдения. Размеры разреза у всех 10 мышей были менее 5 мм (4,2 ± 0,63 мм). Результаты МРТ показали, что кровоток ФА в ишемической стороне был явно заблокирован. Результаты по шкале Тарлова показали, что функция задних конечностей значительно снизилась после процедуры и медленно восстанавливалась в течение следующих 7 дней. Гистологическая оценка показала значительную воспалительную реакцию на ишемической стороне и снижение плотности микрососудистости в ишемической задней конечности. В заключение, это исследование вводит модифицированную технику с использованием миниатюрного разреза для выполнения ишемии задних конечностей (HLI) с использованием DLFA.

Введение

Существует неудовлетворенная потребность в доклинических животных моделях для исследований сосудистых заболеваний, таких как заболевания периферических артерий (PAD). Несмотря на передовые разработки в области диагностики и лечения, в 2018 году было зарегистрировано более 200 миллионов пациентов сPAD1,и их число постоянно увеличивается. Хотя было описано несколько новых терапевтическихподходов2,3,4,5,6,7, успешный перевод этих терапевтических модальностей в клиническое применение остается сложной задачей. Поэтому для исследования потенциального механизма и эффективности этих новых терапевтических подходов к лечению PAD6,7требуются надежные и актуальные экспериментальные модели in vivo, моделирующие состояние заболевания человека.

Гиперлипидемия и атеросклероз (АС) являются основными факторами риска развития PAD. ApoE-/- мыши (на диете с высоким содержанием жиров) демонстрируют аномальный метаболизм жиров и гиперлипидемию и впоследствии развивают атеросклеротические бляшки, что делает мышей ApoE-/- лучшим выбором для моделирования клинически значимого PAD. Доклинические модели HLI на животных генерируются путем двойного перевязки бедренной артерии (DLFA), что является наиболее широко используемым подходом в лабораториях по всему миру8,9,10,11,12,13, 14,15 для моделирования острой хронической ишемии. Однако такой подход обычно требует относительно большого и инвазивного разреза. Кроме того, это неизбежно приводит к тому, что животные (особенно мыши) страдают от повышенной болевой травмы и воспаления, что также влияет на последующие экспериментальные результаты5,6,16,17. В этой статье описывается модель HLI с острым и хроническим HLI у мышей APOE-/- с использованием очень маленького разреза.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Все экспериментальные процедуры были выполнены в соответствии с руководящими принципами ЕС EC 2010/63/EU и были одобрены местным законодательством Германии (35-9185.81/G[1]239/18). Десять самцов мышей ApoE-/- с фоном C57BL/6J, весом 29,6-38,0 г, содержались в 12-часовом светло-темном цикле и питались западной диетой (1,25% холестерина и 21% жира) и водой ad libitum в течение 12 недель с 8-недельного возраста. HLI проводили на 20-недельных мышах, как описано ниже.

1. Индукция HLI у мышей ApoE-/-

  1. Подготовьте необходимое оборудование и инструменты для операции (см. Таблицу материалов и рисунок 1). Стерилизуйте хирургические инструменты с помощью автоклавирования перед использованием и используйте стеклянный стерилизатор для бисера во время операции.
  2. Обезболить мышь подкожной инъекцией (S.C.) смеси мидазолама (5 мг/кг), медетомидина (0,05 мг/мл/кг) и фентанила (0,5 мг/кг) перед всеми хирургическими процедурами.
    1. После начала анестезии используйте ветеринарную мазь на глазах, чтобы предотвратить сухость, и подтвердить отсутствие рефлекса снятия педали в передней и задней конечности.
  3. После этого поместите мышь на грелку, чтобы поддерживать температуру тела на уровне примерно 37 °C. Используя ватные тампоны и крем для удаления волос, аккуратно удалите волосы с кожи задних конечностей с правой стороны.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крем для удаления волос следует использовать в достаточном количестве, чтобы покрыть заднюю конечность, особенно паховую область, где будет сделан разрез. Крем для удаления волос следует использовать в течение менее 3 минут и впоследствии удалить смоченными ватными тампонами 2-3 раза.
  4. Уложите мышь в лежачем положении на грелку под рассекающим микроскопом. Используйте антисептик для кожи (см. Таблицу материалов)для дезинфекции кожи мыши. После этого используйте заостренные щипцы и хирургические ножницы, чтобы сделать разрез примерно 3-4 мм в середине паховой области. Схема процедуры приведена на рисунке 2.
  5. Удалите подкожно-жировую клетчатку осторожно с помощью тонкоконечных щипцов, чтобы обнажить проксимальный нервно-сосудистый пучок бедренной кости. Осторожно используйте тонкие заостренные щипцы, чтобы проткнуть мембрану бедренной оболочки. Используйте ватный тампон, смоченный физиологическим раствором, чтобы осторожно переместить бедренную артерию (FA) от бедренного нерва (FN) и бедренной вены (FV).
  6. Пропустите два рассасывающихся шва 7-0 через проксимальную ФА и сделайте двойные узлы с помощью пружинных ножниц для трансекции ФА между двумя стяжками.
  7. Чтобы обнажить дистальную ФА, пропустите рассасывающийся шов 7-0 через нижний край разреза и аккуратно перетащите разрез в область правой стороны колена задней конечности.
  8. Осторожно отодвиньте подкожную клетчатку в сторону, чтобы обнажить нервно-сосудистый пучок. Используйте тонкоконечные щипцы, чтобы проткнуть мембрану бедренной оболочки и рассечение ФА от FV и FN.
  9. Пропустите два рассасывающихся шва 7-0 через дистальную ФА и сделайте двойные узлы. Используйте пружинные ножницы для перерезания ФА между двумя связями.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На левой конечности не проводилось перевязки, которая служила контролем у каждой мыши.
  10. После этого используйте 6-0 рассасывающихся швов, чтобы сшить разрез. Поместите мышь на грелку в чистую клетку и продолжайте следить за ее жизненно важными параметрами до выздоровления. Обеспечивают послеоперационные анальгетики: Бупренорфин с.c. (0,1 мг/кг массы тела каждые 8 ч в течение 48 ч). Через 48 ч после операции вводят метамизол в питьевую воду (24 мг/5мл воды соответствует дозе 200 мг/кг 4 раза в сутки).

2. Магнитно-резонансная томография

ПРИМЕЧАНИЕ: На следующий день после DLFA мыши должны пройти МРТ-сканирование для оценки закупорки ФА.

  1. Поместите мышь в прозрачную индукционную камеру и обезболите мышь 1,5-2% изофлурана в окружающем воздухе до потери корректирующего рефлекса.
  2. Поместите мышь на подогреваемую кровать для животных, оснащенную держателем для укусов и расположенную по направлению к магниту с помощью системы с лазерным управлением. Поддерживать температуру тела на уровне 37±1 °C.
  3. Во время получения изображения поддерживайте анестезию с 1,5-2% изофлурана в окружающем воздухе и контролируйте дыхание с помощью датчика давления.
  4. Получение изображений в поперечной ориентации среза с использованием трехмерной (3D) ангиографической последовательности времени полета (TOF) с параметром времени эха (TE)/времени повторения (TR)/угла флипа (FA) = 2 мс/12 мс/13°, четырех средних значений, матрицы сбора 178 x 144, реконструированной до 256 x 192 и 121 срезов, в результате чего изотропное разрешение составляет 0,15мм3. Чтобы подавить сигнал от вен, поместите срез насыщения дистально к задним конечностям.

3. Клиническая оценка и последующее наблюдение

  1. Оценить функциональное восстановление на1-м,3-м,5-м и7-мднях после операции можно с помощью функциональной балльной шкалы Тарлова18,19 (табл. 1).

4. Гистологическая оценка

  1. Через семь дней после операции нанесите инъекцию пентобарбитала (115 мг / кг) для эвтаназии мышей.
  2. Перфузирует фосфатно-буферный физиологический раствор (PBS), содержащий 1% параформальдегида (PFA), через левый сердечный желудочек (100 мл на мышь). Зафиксируйте двустороннюю икроножную мышцу (Gm) мышей в 4% PFA на ночь при 4 °C.
  3. Встроить образец в парафин в соответствии с ранее описаннымпротоколом 20.
    1. Вырежьте на микротоме участки парафинового тканевого блока толщиной 4-5 мкм. С помощью круглой кисти поместите разрезанные участки ткани на водяную баню при температуре 42°C.
    2. Вставьте слайд микроскопа в воду под углом 45° и аккуратно расположите его под группой собираемых секций.
    3. Осторожно поднимите горку из воды и дайте секциям прикрепиться к горке и высохнуть в течение ночи в настольном инкубаторе при 37 °C.
  4. Выполняют окрашивание гематоксилином/эозином (HE) парафиновых срезов.
    1. Поместите слайды, содержащие разделы, в держатели слайдов. Подготовьте 3 контейнера свежего ксилола и поместите слайды в каждый контейнер на 5 минут, чтобы депарафинизировать секции.
    2. Регидратируйте срезы, последовательно погружая ломтики в 96%, 80%, 70%, 50%, 30% этанол и деионизированную воду в течение 5 мин каждый.
    3. Окрашивание в раствор гематоксилина в течение 10 мин.
    4. Переложите ломтики в емкость с деионизированной водой и промойте, поместив под проточную водопроводную воду на 5 минут.
    5. С помощью микроскопа проверьте интенсивность окрашивания гематоксилином. Если окрашивание позволяет четко идентифицировать ядра клеток, переходите к следующему шагу. Если интенсивность окрашивания не облегчает идентификацию клеточных ядер или если интенсивность окрашивания слабая, поместите слайд в раствор гематоксилина на 1 мин, повторите промывку водой (шаг 4.4.4), а затем снова проверьте.
    6. Противоувлажнение в растворе эозина-Y в течение 5 мин.
    7. Обезвоживайте срезы, последовательно погружая ломтики в контейнеры, содержащие деионизированную воду и 30%, 50%, 70%, 80% и 96% этанола последовательно в течение 10 с каждый. Далее поместите секции последовательно в три контейнера со свежим ксилолом по 10 с каждый.
    8. Разместите слайды горизонтально на микроскопических картах хранения слайдов с секциями, обращенными вверх. Добавьте достаточное количество монтажного носителя на слайд и смонтируйте слайды с помощью чехлов.
  5. Выполните иммуногистохимическое (IHC) окрашивание парафиновых срезов.
    1. Повторите этапы депарафинизации и регидратации 4.4.1-4.4.2. Затем погрузите секции в контейнер с буфером цитрата натрия 10 мМ, рН 6, и доведите образец до кипения в микроволновой печи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку чрезмерный или недостаточный нагрев образцов может привести к непоследовательному окрашиванию, поддерживайте температуру чуть ниже температуры кипения в течение 10 минут.
    2. Далее охладите секции на столешнице в течение 30 минут. После этого промыть секции в PBS три раза в течение 5 минут. Тщательно высушите область вокруг образца и нарисуйте большой круг вокруг образца с помощью гидрофобной ручки. .
      ПРИМЕЧАНИЕ: Никогда не прикасайтесь к образцу. Маркировка гидрофобной ручкой создает гидрофобную границу, что облегчает использование меньшего объема раствора антител.
    3. Гасит эндогенную пероксидазную активность путем помещения среза в 0,3%H2O2 в PBS в течение 10 мин. Блочные секции с 400 мкл блочного буфера (PBS содержат 3% бычьего сывороточного альбумина и 0,3% неионного моющего средства) в течение 1 ч при комнатной температуре в увлажненной камере.
    4. Промывайте секции в PBS в течение 5 мин. Затем добавьте 100-400 мкл разбавленного анти-CD31 антитела (1:250) достаточно, чтобы покрыть участок. После этого инкубируют секции в течение ночи при 4 °C в увлажненной камере.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что секция полностью покрыта раствором антител.
    5. Удалите первичное антитело и трижды промывайте срезы в PBS в течение 5 мин каждый.
    6. Приготовьте смесь 3,3'-диаминобензидина (DAB), добавив 1 каплю концентрата DAB к 1 мл разбавителя DAB, и хорошо перемешайте. После этого добавьте 100-400 мкл смеси DAB в срезы и внимательно следите за этим в течение 2 мин, пока не будет наблюдаться приемлемая интенсивность окрашивания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что секция полностью покрыта смесью DAB.
    7. После этого промойте под проточной водопроводной водой в течение 5 минут. Выполните окрашивание гематоксилином, как описано в шагах 4.4.3-4.4.5.
    8. Выполните окрашивание эозином-Y, описанное в шаге 4.4.6. Выполните этапы обезвоживания, описанные в шаге 4.4.7.
    9. Монтировали секции с помощью обшивки с помощью монтажного носителя. Используйте ImageJ для оценки процента положительной площади CD31 (%) в 5 случайно выбранных полях (40x), которые можно рассматривать как микрососудистую плотность, какописано ранее 21.

5. Статистический анализ

  1. Используйте программное обеспечение для статистического анализа для выражения результатов в виде среднего ± стандартного отклонения и для выполнения непарного t-тестана сравнениях. Рассмотрим P < 0,05 статистически значимым.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Характеристики мышей ApoE-/-
Операции DLFA были успешно выполнены на 10 мышах для создания модели HLI, и ни одна из мышей не умерла после процедуры. Чтобы проследить за изменениями массы тела, мышей взвешивали перед процедурой DLFA (Pre-DLFA) и через 7 дней после операции DLFA (Post-DLFA). Вес до DLFA варьировался от 29,6 до 38,0 г (в среднем 34,74 ± 2,47 г), а вес после DLFA варьировался от 26,5 до 34,1 г (в среднем 30,77 ± 2,15 г), которые были значител...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом исследовании сообщается о модифицированном, упрощенном и хирургически эффективном подходе к созданию модели HLI у мышей ApoE-/- с использованием двойного лигирования в проксимальных и дистальных областях ФА через разрез 3-4 мм без каких-либо необходимых лабораторных обновлений. Основной характеристикой этого метода является меньший размер разреза по сравнению сранеесообщенными исследованиями, описывающими мышиные модели HLI8,9,

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что содержание статьи было составлено в отсутствие каких-либо коммерческих или финансовых отношений, которые могут быть истолкованы как потенциальный конфликт интересов.

Благодарности

Авторы благодарят Викторию Скуде, Александра Шлунда и Феликса Хёрнера за отличную техническую поддержку.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
10x Фосфатный буфер физиологического раствораRoth9143.1Используется для окрашивания гематоксилином и эозином и иммуногистохимического окрашивания
30% H2O2Roth9681.2Используется для иммуногистохимического окрашивания
6-0 рассасывающихся нитейPROLENE8776HИспользуется для наложения швов
на кожу 6-0 абсорбируемого шваPROLENEEP8706Используется в хирургии
7-0 рассасывающиеся шовные материалыPROLENEH8021EИспользуется для лигирования артерии
7-0 Абсорбируемый шовPROLENEEP8755Используется в хирургии
Уксусная кислотаRoth6755.1Используется для окрашивания гематоксилина и эозина
Albumin Fraktion VRoth8076.2Используется для иммуногистохимического окрашивания
автоклаваSystec GmbHSystec VX-150Используется для стерилизации хирургических инструментов
Axio vert A1 микроскопCarl ZeissZEISS Axio Vert.A1Используется для просмотра и получения снимков с гематоксилина и эозина окрашивания и иммуногистохимического окрашивания
Bruker BioSpec 94/20AVIII Bruker Biospin MRI GmbHN/AСканирование закупорки бедренной артерии
Buprenovet Sine 0,3 мг/млBayer AG2542 (WDT)Используется в послеоперационном обезболивании. Доза - 0,1 мг/кг массы тела каждые 8 часов в течение 48 ч после операции
антитело CD31Abcamab28364Используется для иммуногистохимии окрашивания
Эозина Y раствор 0,5 % в водеRothX883.1Используется для окрашивания гематоксилина и эозина
Эпитоп Извлечение раствора pH 6Leica Biosystems6046945Используется для иммуногистохимического окрашивания
Этанол ≥ 99,5 %Roth5054.1Используется для окрашивания гематоксилина и эозина и иммуногистохимического окрашивания
ФентанилCayman Chemical437-38-7Используется для анестезии
Тонкоточечные щипцыMedixplus93-4505SИспользуется для отделения артерии от нерва и вены
Стерилизатор стеклянных шариковSimon KellerType 250Используется для стерилизации хирургических инструментов
Graefe iris щипцы изогнутыеVUBUVUBU-02-72207Используются для тупого разделения кожи и подкожной клетчатки
Крем для удаления волос, Veet (с алоэ вера)Reckitt Benckiser108972Удаление волос с задних конечностей мышей
Нагревательная пластинаSTÖ RK-TRONIC7042092Поддерживайте сатвертальную температуру мышей
ГематоксилинRothT865.2Используется для окрашивания гематоксилина и эозина и иммуногистохимического окрашивания
хирургический микроскоп LeicaM651Увеличьте поле зрения для облегчения операции
Жидкая DAB+субстратная хромогенная системаDakoK3468Используется для иммуногистохимического окрашивания
Самцы мышей ApoE-/-River LaboratoriesN/AИспользуется для установления модели заболевания периферических артерий мышей
MedetomidineCayman Chemical128366-50-7Используется для анестезии
Micro Needle HolderBlack & Черный хирургическийB3B-18-8Удержание иглы
Щипцы для завязывания микрошвовLife Saver Surgical IndustriesPS-MSF-145Используется для помощи в завязывании узлов во время операции
MicrotomeBiobaseBk-MT268mИспользуется для разрезания тканей
МидазоламРатиофарм44856.01.00Используется для анестезии
МР-совместимая система мониторинга и гейтирования мелких животных Модель 1025SA InstrumentsН/Амониторинг жизненных показателей животного во время МРТ
Octeniderm farblosSchü lke & Mayr GmbH180212используется для дезинфекции кожи
Мазь для глаз и носаBayer AG1578675Сохраняет глаза влажными под анестезией
ПараформальдегидRoth0335.1Используется для фиксации тканей
ПентобарбиталНембутал76-74-4Используется для анестезии
Физиологический растворDeltaSelect1299.99.99Используется для ножницы для анестезии
с пружинной ручкой с тонкими, острыми кончикамиBlack & Черный хирургическийB66167Используется для разрезания артерии
Ножницы SuperCut Black& Черный хирургическийB55992Используется для разреза кожи
Triton X-100Roth9002-93-1Используется для иммуногистохимии окрашивания
западной диеты, 1,25% холестеринаssniff Spezialdiä ten GmbHE15723-34Диета для мышей
XyleneRoth4436.3Используется для окрашивания гематоксилина и эозина и иммуногистохимического окрашивания
Charles

Ссылки

  1. Shu, J., Santulli, G. Update on peripheral artery disease: Epidemiology and evidence-based facts. Atherosclerosis. 275, 379-381 (2018).
  2. Tateishi-Yuyama, E., et al. Therapeutic angiogenesis for patients with limb ischaemia by autologous transplantation of bone-marrow cells: a pilot study and a randomised controlled trial. Lancet. 360 (9331), 427-435 (2002).
  3. Wang, Z. X., et al. Efficacy of autologous bone marrow mononuclear cell therapy in patients with peripheral arterial disease. Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. 21 (11), 1183-1196 (2014).
  4. Botham, C. M., Bennett, W. L., Cooke, J. P. Clinical trials of adult stem cell therapy for peripheral artery disease. Methodist Debakey Cardiovascular Journal. 9 (4), 201-205 (2013).
  5. van Weel, V., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression in ischemic skeletal muscle enhances myoglobin expression in vivo. Circulation Research. 95 (1), 58-66 (2004).
  6. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  7. Peeters Weem, S. M. O., Teraa, M., de Borst, G. J., Verhaar, M. C., Moll, F. L. Bone marrow derived cell therapy in critical limb ischemia: a meta-analysis of randomized placebo controlled trials. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 50 (6), 775-783 (2015).
  8. Crawford, R. S., et al. Divergent systemic and local inflammatory response to hind limb demand ischemia in wild-type and ApoE-/- mice. Journal of Surgical Research. 183 (2), 952-962 (2013).
  9. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (23), e1035(2009).
  10. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  11. Peck, M. A., et al. A functional murine model of hindlimb demand ischemia. Annals of Vascular Surgery. 24 (4), 532-537 (2010).
  12. Lejay, A., et al. A new murine model of sustainable and durable chronic critical limb ischemia fairly mimicking human pathology. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 49 (2), 205-212 (2015).
  13. Nagase, H., Yao, S., Ikeda, S. Acute and chronic effects of exercise on mRNA expression in the skeletal muscle of two mouse models of peripheral artery disease. PLoS One. 12 (8), 0182456(2017).
  14. Fu, J., et al. Hydrogen molecules (H2) improve perfusion recovery via antioxidant effects in experimental peripheral arterial disease. Molecular Medicine Reports. 18 (6), 5009-5015 (2018).
  15. Yu, J., Dardik, A. A murine model of hind limb ischemia to study angiogenesis and arteriogenesis. Methods in Molecular Biology. 1717, 135-143 (2018).
  16. Pu, L. Q., et al. Enhanced revascularization of the ischemic limb by angiogenic therapy. Circulation. 88 (1), 208-215 (1993).
  17. Takeshita, S., et al. Therapeutic angiogenesis. A single intraarterial bolus of vascular endothelial growth factor augments revascularization in a rabbit ischemic hind limb model. Journal of Clinical Investigation. 93 (2), 662-670 (1994).
  18. Tarlov, I. M. Spinal cord compression studies. III. Time limits for recovery after gradual compression in dogs. AMA Archives of Neurology and Psychiatry. 71 (5), 588-597 (1954).
  19. Westvik, T. S., et al. Limb ischemia after iliac ligation in aged mice stimulates angiogenesis without arteriogenesis. Journal of Vascular Surgery. 49 (2), 464-473 (2009).
  20. Hellingman, A. A., et al. Variations in surgical procedures for hind limb ischaemia mouse models result in differences in collateral formation. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 40 (6), 796-803 (2010).
  21. Liu, Q., et al. CRISPR/Cas9-mediated hypoxia inducible factor-1α knockout enhances the antitumor effect of transarterial embolization in hepatocellular carcinoma. Oncology Reports. 40 (5), 2547-2557 (2018).
  22. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for acute and subacute murine hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54166(2016).
  23. Pellegrin, M., et al. Experimental peripheral arterial disease: new insights into muscle glucose uptake, macrophage, and T-cell polarization during early and late stages. Physiological Reports. 2 (2), 00234(2014).
  24. Sun, Z., et al. VEGF-loaded graphene oxide as theranostics for multi-modality imaging-monitored targeting therapeutic angiogenesis of ischemic muscle. Nanoscale. 5 (15), 6857-6866 (2013).
  25. Craige, S. M., et al. NADPH oxidase 4 promotes endothelial angiogenesis through endothelial nitric oxide synthase activation. Circulation. 124 (6), 731-740 (2011).
  26. Kant, S., et al. Neural JNK3 regulates blood flow recovery after hindlimb ischemia in mice via an Egr1/Creb1 axis. Nature Communications. 10 (1), 4223(2019).
  27. Chevalier, J., et al. Obstruction of small arterioles in patients with critical limb ischemia due to partial endothelial-to-mesenchymal transition. iScience. 23 (6), 101251(2020).
  28. Kosmac, K., et al. Correlations of calf muscle macrophage content with muscle properties and walking performance in peripheral artery disease. Journal of the American Heart Association. 9 (10), 015929(2020).
  29. Mohiuddin, M., et al. Critical limb ischemia induces remodeling of skeletal muscle motor unit, myonuclear-, and mitochondrial-domains. Scientific Reports. 9 (1), 9551(2019).
  30. Ministro, A., et al. Assessing therapeutic angiogenesis in a murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59582(2019).
  31. Kilarski, W. W., Samolov, B., Petersson, L., Kvanta, A., Gerwins, P. Biomechanical regulation of blood vessel growth during tissue vascularization. Nature Medicine. 15 (6), 657-664 (2009).
  32. Portou, M. J., et al. Hyperglycaemia and ischaemia impair wound healing via Toll-like receptor 4 pathway activation in vitro and in an experimental murine model. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 59 (1), 117-127 (2020).
  33. Dokun, A. O., et al. A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia. Circulation. 117 (9), 1207-1215 (2008).
  34. Hazarika, S., et al. MicroRNA-93 controls perfusion recovery after hindlimb ischemia by modulating expression of multiple genes in the cell cycle pathway. Circulation. 127 (17), 1818-1828 (2013).
  35. Fan, W., et al. mTORC1 and mTORC2 play different roles in the functional survival of transplanted adipose-derived stromal cells in hind limb ischemic mice via regulating inflammation in vivo. Stem Cells. 31 (1), 203-214 (2013).
  36. Terry, T., et al. CD34(+)/M-cadherin(+) bone marrow progenitor cells promote arteriogenesis in ischemic hindlimbs of ApoE(-)/(-) mice. PLoS One. 6 (6), 20673(2011).
  37. Kwee, B. J., et al. Treating ischemia via recruitment of antigen-specific T cells. Science Advances. 5 (7), (2019).
  38. Nakada, M. T., et al. Clot lysis in a primate model of peripheral arterial occlusive disease with use of systemic or intraarterial reteplase: addition of abciximab results in improved vessel reperfusion. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 15 (2), Pt 1 169-176 (2004).
  39. Carr, A. N., et al. Efficacy of systemic administration of SDF-1 in a model of vascular insufficiency: support for an endothelium-dependent mechanism. Cardiovascular Research. 69 (4), 925-935 (2006).
  40. Del Giudice, C., et al. Evaluation of a new model of hind limb ischemia in rabbits. Journal of Vascular Surgery. 68 (3), 849-857 (2018).
  41. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 16 (7), 991-998 (2005).
  42. Aboyans, V., et al. 2017 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of peripheral arterial diseases, in collaboration with the European Society for Vascular Surgery (ESVS): Document covering atherosclerotic disease of extracranial carotid and vertebral, mesenteric, renal, upper and lower extremity arteriesEndorsed by: the European Stroke Organization (ESO)The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases of the European Society of Cardiology (ESC) and of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Heart Journal. 39 (9), 763-816 (2018).
  43. Lo Sasso, G., et al. The Apoe(-/-) mouse model: a suitable model to study cardiovascular and respiratory diseases in the context of cigarette smoke exposure and harm reduction. Journal of Translational Medicine. 14 (1), 146(2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Лигирование бедренной артериимыши с нокаутом ApoEхирургическая операция с мини-разрезомметод двойного лигированиямагнитно-резонансная томографияоценка по шкале Тарловамикрососудистая плотностьишемически-реперфузионное повреждениегистологическая оценка
Модифицированная хирургическая модель ишемии задних конечностейу мышей с использованием миниатюрного разреза
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.