Методическая статья

Моделирование влияния гемодинамического стресса на циркулирующие опухолевые клетки с помощью шприца и иглы

DOI:

10.3791/62478

⸱

27 апреля 2021 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular Physiology and Biophysics, Carver College of Medicine, University of Iowa, 2Holden Comprehensive Cancer Center, University of Iowa, 3MD program, Carver College of Medicine, University of Iowa, 4Department of Pathology, Carver College of Medicine, University of Iowa, 5Department of Urology, Carver College of Medicine, University of Iowa, 6Department of Radiation Oncology, Carver College of Medicine, University of Iowa

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы демонстрируем метод применения напряжения сдвига жидкости к раковым клеткам в суспензии для моделирования воздействия гемодинамического стресса на циркулирующие опухолевые клетки.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Во время метастазирования раковые клетки из твердых тканей, включая эпителий, получают доступ к лимфатической и гематогенной циркуляции, где они подвергаются механическому воздействию из-за гемодинамического потока. Одним из таких стрессов, который испытывают циркулирующие опухолевые клетки (CTC), является напряжение сдвига жидкости (FSS). В то время как раковые клетки могут испытывать низкие уровни FSS в опухоли из-за интерстициального потока, CTC подвергаются, без прикрепления внеклеточного матрикса, гораздо более высоким уровням FSS. Физиологически FSS колеблется более 3-4 порядков величины, с низкими уровнями, присутствующими в лимфатических системах (<1 дин /см2),а самые высокие уровни присутствуют кратковременно, когда клетки проходят через сердце и вокруг сердечных клапанов (>500 дин /см2). Существует несколько моделей in vitro, предназначенных для моделирования различных диапазонов физиологического напряжения сдвига в течение различных временных интервалов. В данной работе описывается модель для исследования последствий коротких (миллисекундных) импульсов ФСС высокого уровня на биологию раковых клеток с использованием простой системы шприцев и игл.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Метастазирование, или распространение рака за пределы исходного участка опухоли, является основным фактором, лежащим в основе смертности от рака1. Во время метастазирования раковые клетки используют кровеносную систему в качестве магистрали для распространения в отдаленные участки по всему телу2,3. На пути к этим участкам циркулирующие опухолевые клетки (ЦОК) существуют в динамическом микроокружении жидкости, в отличие от их исходной первичной опухоли3,4,5. Было высказано предположение, что эта микроокружение жидкости является одним из многих барьеров для метастазирования4. Существует широкое согласие в концепции метастатической неэффективности, т. е. что большинство КТК, поступающих в циркуляцию, либо погибает, либо не образуют продуктивных метастатических колоний6,7,8. Однако вопрос о том, почему метастазирование является неэффективным с точки зрения отдельного КТК, менее определенно и остается активной областью расследования. ЦОК отделяются от внеклеточного матрикса, лишены растворимых факторов роста и выживания, которые могут присутствовать в первичной опухоли, и подвергаются воздействию иммунной системы и гемодинамических сил совершенно иначе, чем в первичной опухоли4. Каждый из этих факторов может способствовать плохому выживанию ЦОД, но их относительный вклад неясен. В данной статье рассматривается вопрос о том, как гемодинамические силы влияют на ЦОК.

Изучение влияния гемодинамических сил на ЦОК является довольно сложной задачей. В настоящее время не существует инженерных систем in vitro, которые могли бы воспроизвести всю пространственно-високоритную динамику (от сердца к капиллярам) и реологические свойства сосудистой системы человека. Более того, как ЦОК воспринимают кровеносную систему, не совсем ясно. Экспериментальные данные показывают, что большинство раковых клеток не циркулируют непрерывно, как клетки крови. Скорее, из-за их относительно большого размера (10-20 мкм в диаметре) большинство ЦОК застревают в капиллярных пластах (6-8 мкм в диаметре) в течение переменных промежутков времени (от дней до дней), где они могут умереть, экстравазироваться или быть смещены в следующее капиллярноерусло 8,9,10,11. Тем не менее, есть некоторые доказательства того, что размер CTC может быть более неоднородным in vivo, и что меньшие CTC обнаруживаются12. Поэтому, исходя из расстояния и скорости кровотока, ЦОК могут свободно циркулировать только в течение нескольких секунд между этими периодами ловушки, хотя количественного описания этого поведения не хватает13.

Кроме того, в зависимости от того, где ЦОК входят в кровообращение, они могут проходить через несколько капиллярных лож в легких и других периферических участках, а также через правое и левое сердце до достижения конечного пункта назначения. По пути CTC подвергаются различным гемодинамическим нагрузкам, включая напряжение сдвига жидкости (FSS), сжимающие силы во время их ловушки в микроциркуляции и, возможно, силы тяги в обстоятельствах, когда они могут проявлять лейкоцитарное катание вдоль стенок кровеносных сосудов14. Таким образом, как способность моделировать циркуляцию, так и понимание моделируемого поведения КТК ограничены. Из-за этой неопределенности любые результаты из модельных систем in vitro должны быть проверены в экспериментальном организме позвоночных и, в конечном счете, у больных раком.

С вышеупомянутыми оговорками в этой статье демонстрируется относительно простая модель применения FSS к клеткам в суспензии для исследования влияния FSS на CTC, впервые описанную в 2012году 15. FSS возникает в результате трения кровотока о стенку сосуда, что приводит к градиенту параболической скорости в условиях ламинарного потока в более крупных сосудах. Клетки испытывают более высокие уровни FSS вблизи стенок сосудов и более низкие уровни вблизи центра кровеносного сосуда. Вязкость жидкости, скорость потока и размеры трубопровода, через который происходит поток, влияют на FSS, как описано уравнением Хагена-Пуазёя. Это относится к потокам крови, которые ведут себя как ньютоновские жидкости, но не удерживают микроциркуляции. Физиологический FSS колеблется на несколько порядков величины с самыми низкими уровнями в лимфатических системах (<1 дин /см2)и самыми высокими в областях вокруг сердечных клапанов и атеросклеротических бляшек (>500 дин /см2)5. Среднее напряжение сдвига стенки в артериях составляет 10-70дин/см2 и 1-6 дин/см2 в венах16,17.

В сердце клетки могут подвергаться воздействию турбулентных потоков вокруг клапанных листочков, где очень высокий уровень, но очень кратковременный FSS можетнаблюдаться 18,19. Хотя область биообработки уже давно изучает влияние FSS на клетки млекопитающих в суспензии, эта информация может быть ограниченной ценностью для понимания влияния FSS на CTC, поскольку она обычно фокусируется на гораздо более низких уровнях FSS, применяемых в течение длительноговремени 20. Как описано ниже, с помощью шприца и иглыможноприменять относительно высокий (от десятков до тысяч дин/см2) FSS на относительно короткую (миллисекунды) продолжительность к клеточной суспензии. Начиная с первоначального описания этой модели15,другие использовали ее для изучения влияния FSS на раковые клетки21,22,23. Множественные «импульсы» FSS могут быть применены к клеточным суспензиям за короткий период времени для облегчения последующего экспериментального анализа. Например, эта модель может быть использована для измерения способности клеток противостоять механическому разрушению FSS путем измерения жизнеспособности клеток в функции от количества примененных импульсов. В качестве альтернативы, влияние воздействия FSS на биологию раковых клеток может быть изучено путем сбора клеток для различных последующих анализов. Важно отметить, что часть клеточной суспензии зарезервирована в качестве статического контроля для сравнения эффектов FSS с теми, которые могут быть связаны с отслойкой клетки и временем, проведенным в приостановке.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Клеточная подготовка

  1. Высвобождайте клетки из чашки для посева тканей при слиянии 70-90%, следуя рекомендуемым рекомендациям для клеточной линии в использовании.
    1. Например, аспирировать питательную среду для клеток PC-3 и промыть 10-сантиметровую чашку клеток 5 мл безкальций- и магния фосфатно-буферного физиологического раствора (PBS).
    2. Аспирировать PBS перед добавлением 1 мл 0,25% трипсина с использованием протокола производителя.
    3. После наблюдения за отслойками клеток под инвертным микроскопом добавьте 5 мл среды DMEM:F12, содержащей 10% фетальной бычий сыворотки, чтобы ингибировать трипсин.
  2. Поместите клеточную суспензию в коническую трубку.
  3. Определите концентрацию клеток и общее количество клеток.
  4. Грануляционные клетки путем центрифугирования (300 × г в течение 3 мин), аспирируют супернатант и повторно суспендируют клетки в безсыворочной тканевой культурной среде до 5 × 105 клеток/мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крайне важно, чтобы среда для анализа содержала не менее 1,17 мМCa++, поскольку было продемонстрировано, что внеклеточныйCa++ необходим для клеточной резистентности к FSS15.

2. Воздействие напряжения сдвига жидкости

  1. Перед тем, как подвергнуть ячейки воздействию FSS, вырежьте полистирольную трубку с круглым дном 14 мл на линии 7 мл. Смешайте клеточную суспензию, поместите 5 мл суспензии в разрезаемую трубку и соберите статические контрольные образцы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Объем, необходимый для сбора статического образца, зависит от используемого анализа жизнеспособности (см. шаг 3).
  2. Втяните клеточную суспензию в шприц 5 мл и прикрепите иглу 30 Г 1/2 дюйма. Отстегните иглу, поместите шприц на шприцевой насос, закрепите шприц и установите скорость потока для достижения желаемого уровня FSS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В таблице 1 показано максимальное напряжение сдвига стенки для различных игл и скоростей потока, а также минимальный уровень FSS в зависимости от размера ячейки (10, 15 и 20 мкм). Осмотрите иглу перед использованием, чтобы убедиться, что она не согнута; если неуверенно, замените иглу новой. Целостность иглы может оказывать значительное влияние на уровень применяемого ФСС.
  3. Запустите шприцевой насос и соберите срезанный образец в разрезанной трубке под углом 45°, чтобы уменьшить вспенивание. Соберите образец в зависимости от типа анализа жизнеспособности или потребностей в анализе ниже по течению.
    1. Осторожно извлеките шприц и иглу из шприцевого насоса и используйте плоскогубцы, чтобы удалить иглу из шприца, заботясь о том, чтобы не коснуться иглы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Нескошенные иглы могут использоваться взаимозаменяемо со скошенными иглами в качестве дополнительной меры безопасности.
  4. Втяните среженную суспензию обратно в шприц, аккуратно прикрепите иглу плоскогубцами и поместите ее обратно в шприцевой насос.
  5. Повторяйте шаги 2.3 и 2.4 до тех пор, пока клеточная суспензия не подверглась воздействию требуемого количества импульсов ФСС.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для оценки способности клеток противостоять механическому разрушению от воздействия FSS клеточная суспензия обычно подвергается 10 импульсам FSS. Однако было продемонстрировано, что клетки начинают подвергаться биологическим адаптациям в ответ на FSS после 2 импульсов24.

3. Измерение жизнеспособности

ПРИМЕЧАНИЕ: Жизнеспособность может быть оценена с помощью ферментативных анализов (люциферазы, ресазурина и WST-1), подсчета интактных клеток, проточной цитометрии или клоногенных анализов.

  1. Для всех показателей жизнеспособности соберите образец перед воздействием FSS клеток.
    1. Для ферментативных анализов возьмите дубликаты 100 мкл аликвот и поместите их в 96-скважинную пластину.
    2. Для проточной цитометрии возьмите одну аликвоту 500 мкл и поместите ее в трубку 1,5 мл.
    3. Для клоногенного анализа собирают 100 мкл аликвоты.
  2. Ферментативный анализ
    1. Соберите образцы 100 мкл после 1, 2, 4, 6, 8 и 10 импульсов воздействия FSS и поместите их в 96-скважинную пластину.
    2. Добавьте желаемый субстрат и следуйте протоколу для используемого анализа:
      1. Для ресазурина добавляют 20 мкл раствора 0,15 мг/мл в каждую скважину. Добавьте 20 мкл 0,15 мг/мл раствора ресазурина в скважины, содержащие 100 мкл только среды. Инкубировать в течение 2 ч в инкубаторе культуры тканей при 37 °C. Измерьте поглощение с помощью пластинчатого считывателя, способного считывать флуоресценцию (579 возбуждения / 584 излучения).
      2. Для люцифераз-экспрессивных клеток добавьте 100 мкл 15 мг/мл D-люциферина к 5 мл среды. Добавьте 100 мкл этого раствора к каждой скважине, содержащей клетки. Подождите 5 минут, а затем прочитайте пластину с помощью считывателя, совместимого с люминесценцией.
      3. Для WST-1 добавить 10 мкл WST-1 в каждую скважину, включая скважины, содержащие только среду. Инкубировать в течение 4 ч, а затем считывать поглощение между 420 и 480 нм с помощью пластинчатого считывателя.
    3. Сравните усредненный сигнал от каждого из образцов, подвергшихся воздействию FSS, со усредненным статическим контрольным образцом, чтобы получить процент жизнеспособных клеток.
  3. Проточная цитометрия24
    1. Соберите образцы 500 мкл и поместите их в центрифужные трубки по 1,5 мл после 1, 2, 5 и 10 импульсов FSS.
    2. Центрифуги пробы (500 × г в течение 3 мин) и выбрасывают супернатанты.
    3. Повторно суспендировать гранулы 1 мл ПБС без кальция и магния и центрифугировать образцы (300 × г в течение 3 мин).
    4. Присушать гранулы с 500 мкл буфера флуоресцентно-активированной сортировки клеток (FACS) (PBS с 0,5% бычим сывороточным альбумином и 0,1% азида натрия) с счетными шариками и мембранно-непроницаемыми или жизнеспособными красителями, такими как йодид пропидия (1,75 мкг/мл).
    5. Определить жизнеспособность путем сравнения соотношения жизнеспособных клеток, нормализованных к подсчету шариков, в сстриженных образцах с соотношением статических образцов.
  4. Клоногенный анализ
    1. Возьмите 100 мкл статического образца и добавьте 900 мкл питательной среды, чтобы сделать разбавление 1:10.
    2. Возьмите 100 мкл разбавленного образца 1:10 и добавьте 900 мкл питательной среды, чтобы получить окончательное разведение 1:100.
    3. Добавьте 100 мкл образца разбавления 1:100 в каждую из 3 скважин 6-скважинной посуды, содержащей 2 мл питательной среды.
    4. Повторите шаги 3.4.1-3.4.3 с образцами, подвергаемыми воздействию 10 импульсов ФСС.
    5. Дайте клеткам расти в течение 7-10 дней без изменения среды и проверьте образование колоний. Как только колонии клеток ≥50 сформированы, аспирируйте питательную среду, промывайте каждую скважину 1 мл PBS, аспирируйте PBS и фиксируйте в течение 5 минут, используя 1 мл ледяного 70% этанола (EtOH). Важно отметить, что одновременно фиксируются как сеженные, так и статические образцы.
    6. После фиксации образцов аспирируют EtOH и добавляют от 1 до 2 мл кристаллического фиолетового раствора (0,1% кристаллической фиалки в 90%H2O,10% EtOH) в течение 5 мин.
    7. Промойте избытком воды, и дайте тарелке высохнуть
    8. Подсчитайте колонии (кластеры ≥50 клеток) как для статических, так и для среженных образцов. Сравните отношение среднего числа колоний из сброшенного образца к среднему числу колоний из статического образца для определения жизнеспособности.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ранее было показано, что повышенная устойчивость к механическому разрушению, вызванному FSS, является сохраненным фенотипом через несколько линий раковых клеток и раковых клеток, недавно выделенных из опухолей по сравнению с непереобранными компараторами эпителиальных клеток15,24. Здесь были протестированы дополнительные линии раковых клеток из различных тканевых источников(таблица 2),чтобы продемонстрировать, что большинство этих клеток демонстр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В данной работе демонстрируется применение ФСС к раковым клеткам в суспензии с использованием шприца и иглы. Используя эту модель, было показано, что раковые клетки более устойчивы к коротким импульсам FSS высокого уровня относительно непереформированных эпителиальных клеток15,22,24. Кроме того, воздействие FSS с использованием этой модели приводит к быстрому увеличению жесткости клеток, активации RhoA и увеличению кортикального...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MDH является соучредителем, президентом и акционером SynderBio, Inc. DLM является консультантом SynderBio, Inc.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Развитие модели, продемонстрированной здесь, было поддержано грантом Министерства энергетики США W81XWH-12-1-0163, грантами NIH R21 CA179981 и R21 CA196202, а также Фондом исследований метастазов Сато.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,25% ТрипсинGibco25200-056
14 мл круглые донные трубкиFalcon - Corning352059
30 г 1/2" ИглаBD305106
5 мл шприцBD309646
96-луночная черная нижняя пластинаCostar - Corning3915
Биолюминесцентный детекторAMIAMI HTX
BSA, Fraction VSigma10735086001
Cell Титр синийPromegaG8081
кристаллический фиолетовыйSigmaC0775
D-люциферинGoldBioD-LUCK
DMEMGibco11965-092
FBSAtlanta BiologicalsS11150
PBSGibco10010023
Планшетный считывательBioTekSynergy HT
Sodium Azide (NaN3)SigmaS2002
Шприцевой насосHarvard Apparatus70-3005

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dillekås, H., Rogers, M. S., Straume, O. Are 90% of deaths from cancer caused by metastases. Cancer medicine. 8 (12), 5574-5576 (2019).
  2. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144 (5), 646-674 (2011).
  3. Strilic, B., Offermanns, S. Intravascular survival and extravasation of tumor cells. Cancer Cell. 32 (3), 282-293 (2017).
  4. Labelle, M., Hynes, R. O. The initial hours of metastasis: the importance of cooperative host-tumor cell interactions during hematogenous dissemination. Cancer Discovery. 2 (12), 1091-1099 (2012).
  5. Krog, B. L., Henry, M. D. Biomechanics of the circulating tumor cell microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1092, 209-233 (2018).
  6. Weiss, L. Metastatic inefficiency. Advances in Cancer Research. 54, 159-211 (1990).
  7. Zeidman, I., Mc, C. M., Coman, D. R. Factors affecting the number of tumor metastases; experiments with a transplantable mouse tumor. Cancer Research. 10 (6), 357-359 (1950).
  8. Fidler, I. J. Metastasis: quantitative analysis of distribution and fate of tumor embolilabeled with 125 I-5-iodo-2'-deoxyuridine. Journal of the National Cancer Institute. 45 (4), 773-782 (1970).
  9. Cameron, M. D., et al. Temporal progression of metastasis in lung: cell survival, dormancy, and location dependence of metastatic inefficiency. Cancer Research. 60 (9), 2541-2546 (2000).
  10. Luzzi, K. J., et al. Multistep nature of metastatic inefficiency: dormancy of solitary cells after successful extravasation and limited survival of early micrometastases. American Journal of Pathology. 153 (3), 865-873 (1998).
  11. Kienast, Y., et al. Real-time imaging reveals the single steps of brain metastasis formation. Nature Medicine. 16 (1), 116-122 (2010).
  12. Takagi, H., et al. Analysis of the circulating tumor cell capture ability of a slit filter-based method in comparison to a selection-free method in multiple cancer types. International journal of molecular sciences. 21 (23), 9031(2020).
  13. Scott, J., Kuhn, P., Anderson, A. R. Unifying metastasis--integrating intravasation, circulation and end-organ colonization. Nature Reviews Cancer. 12 (7), 445-446 (2012).
  14. Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews Cancer. 11 (7), 512-522 (2011).
  15. Barnes, J. M., Nauseef, J. T., Henry, M. D. Resistance to fluid shear stress is a conserved biophysical property of malignant cells. PLoS One. 7 (12), 50973(2012).
  16. Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
  17. Brass, L. F., Diamond, S. L. Transport physics and biorheology in the setting of hemostasis and thrombosis. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 14 (5), 906-917 (2016).
  18. Stein, P. D., Sabbah, H. N. Turbulent blood flow in the ascending aorta of humans with normal and diseased aortic valves. Circulation Research. 39 (1), 58-65 (1976).
  19. Strony, J., Beaudoin, A., Brands, D., Adelman, B. Analysis of shear stress and hemodynamic factors in a model of coronary artery stenosis and thrombosis. The American Journal of Physiology. 265 (5), Pt 2 1787-1796 (1993).
  20. Chalmers, J. J. Mixing, aeration and cell damage, 30+ years later: what we learned, how it affected the cell culture industry and what we would like to know more about. Current Opinion in Chemical Engineering. 10, 94-102 (2015).
  21. Vennin, C., et al. Trsient tissue priming via ROCK inhibition uncouples pancreatic cancer progression, sensitivity to chemotherapy, and metastasis. Science Translational Medicine. 9 (384), 126(2017).
  22. Mitchell, M. J., et al. Lamin A/C deficiency reduces circulating tumor cell resistance to fluid shear stress. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 309 (11), 736-746 (2015).
  23. Ortiz-Otero, N., et al. Cancer associated fibroblasts confer shear resistance to circulating tumor cells during prostate cancer metastatic progression. Oncotarget. 11 (12), 1037-1050 (2020).
  24. Moose, D. L., et al. Cancer cells resist mechanical destruction in circulation via RhoA/actomyosin-dependent mechano-adaptation. Cell Reports. 30 (11), 3864-3874 (2020).
  25. Miller, B. E., Miller, F. R., Wilburn, D. J., Heppner, G. H. Analysis of tumour cell composition in tumours composed of paired mixtures of mammary tumour cell lines. British Journal of Cancer. 56 (5), 561-569 (1987).
  26. Aslakson, C. J., Miller, F. R. Selective events in the metastatic process defined by analysis of the sequential dissemination of subpopulations of a mouse mammary tumor. Cancer Research. 52 (6), 1399(1992).
  27. Chivukula, V. K., Krog, B. L., Nauseef, J. T., Henry, M. D., Vigmostad, S. C. Alterations in cancer cell mechanical properties after fluid shear stress exposure: a micropipette aspiration study. Cell Health Cytoskeleton. 7, 25-35 (2015).
  28. Gensbittel, V., et al. Mechanical adaptability of tumor cells in metastasis. Developmental Cell. 56 (2), 164-179 (2021).
  29. O'Leary, B. R., et al. Pharmacological ascorbate inhibits pancreatic cancer metastases via a peroxide-mediated mechanism. Scientific Reports. 10 (1), 17649(2020).
  30. Williams, A. R., Hughes, D. E., Nyborg, W. L. Hemolysis near a transversely oscillating wire. Science. 169 (3948), 871-873 (1970).
  31. Rooney, J. A. Hemolysis near an ultrasonically pulsating gas bubble. Science. 169 (3948), 869-871 (1970).
  32. Connolly, S., McGourty, K., Newport, D. The in vitro inertial positions and viability of cells in suspension under different in vivo flow conditions. Scientific Reports. 10 (1), 1711(2020).
  33. Brooks, D. E. The biorheology of tumor cells. Biorheology. 21 (1-2), 85-91 (1984).
  34. Triantafillu, U. L., Park, S., Klaassen, N. L., Raddatz, A. D., Kim, Y. Fluid shear stress induces cancer stem cell-like phenotype in MCF7 breast cancer cell line without inducing epithelial to mesenchymal transition. Internation Journal of Oncology. 50 (3), 993-1001 (2017).
  35. Fan, R., et al. Circulatory shear flow alters the viability and proliferation of circulating colon cancer cells. Scientific Reports. 6, 27073(2016).
  36. Fu, A., et al. High expression of MnSOD promotes survival of circulating breast cancer cells and increases their resistance to doxorubicin. Oncotarget. 7 (31), 50239-50257 (2016).
  37. Li, S., et al. Shear stress promotes anoikis resistance of cancer cells via caveolin-1-dependent extrinsic and intrinsic apoptotic pathways. Journal of Cellular Physiology. 234 (4), 3730-3743 (2019).
  38. Xin, Y., et al. Mechanics and actomyosin-dependent survival/chemoresistance of suspended tumor cells in shear flow. Biophysical Journal. 116 (10), 1803-1814 (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи