Методическая статья

Изолированная система перфузии легких в модели кролика

DOI:

10.3791/62734

⸱

15 июля 2021 г.

 ,  ,  , 
1Departamento de Investigación en Hiperreactividad Bronquial, Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias, 2Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изолированный препарат для легких кролика является золотым стандартом в исследованиях легких. Эта публикация направлена на описание методики, разработанной для изучения физиологических и патологических механизмов, участвующих в реактивности дыхательных путей, сохранении легких и доклинических исследованиях при трансплантации легких и отеке легких.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изолированная система перфузии легких широко используется в легочных исследованиях, способствуя выяснению внутренней работы легких, как микро- и макроскопически. Этот метод полезен при характеристике физиологии и патологии легких путем измерения метаболической активности и дыхательных функций, включая взаимодействия между циркулирующими веществами и эффекты вдыхаемых или перфузированных веществ, как при тестировании на наркотики. В то время как методы in vitro включают нарезку и культивирование тканей, изолированная система перфузии легких ex vivo позволяет работать с полным функциональным органом, что делает возможным изучение непрерывной физиологической функции при воссоздании вентиляции и перфузии. Однако следует отметить, что последствия отсутствия центральной иннервации и лимфодренажа еще предстоит полностью оценить. Этот протокол направлен на описание сборки изолированного аппарата легких с последующим хирургическим извлечением и канюляцией легких и сердца у экспериментальных лабораторных животных, а также на отображение метода перфузии и обработки сигналов данных. Средняя жизнеспособность изолированного легкого колеблется в пределах 5-8 ч; в этот период повышается проницаемость легочных капилляров, вызывая отек и травмирование легких. Функциональность сохраненной легочной ткани измеряется коэффициентом капиллярной фильтрации (Kfc), используемым для определения степени отека легких во времени.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Броди и Диксон впервые описали систему перфузии легких ex-vivo в 1903 году 1. С тех пор он стал золотым стандартом для изучения физиологии, фармакологии, токсикологии и биохимии легких2,3. Метод предлагает последовательный и воспроизводимый способ оценки жизнеспособности трансплантации легких и определения эффекта воспалительных медиаторов, таких как гистамин, метаболиты арахидоновой кислоты и вещество P, среди прочих, а также их взаимодействия во время легочных явлений, таких как бронхоконстрикция, ателектаз и отек легких. Изолированная система легких была ключевым методом в раскрытии важной роли легких в устранении биогенных аминов из общего кровообращения4,5. Кроме того, система была использована для оценки биохимии легочного поверхностно-активного вещества6. За последние несколько десятилетий система перфузии легких ex-vivo стала идеальной платформой для исследований трансплантации легких7. В 2001 году команда во главе со Стигом Стином описала первое клиническое применение системы перфузии легких ex-vivo, используя ее для восстановления легких 19-летнего донора, который был первоначально отвергнут центрами трансплантации из-за его травм. Левое легкое собирали и перфузировали в течение 65 мин; после этого он был успешно пересажен 70-летнему мужчине с ХОБЛ8. Дальнейшие исследования по восстановлению легких с использованием перфузии ex-vivo привели к разработке метода Торонто для расширенной перфузии легких для оценки и лечения поврежденных донорских легких9,10. Клинически система перфузии легких ex-vivo показала, что является безопасной стратегией увеличения донорских пулов путем лечения и восстановления нестандартных донорских легких, не представляя существенной разницы в рисках или исходах по сравнению со стандартными критериями доноров10.

Основным преимуществом изолированной системы перфузии легких является то, что экспериментальные параметры могут быть оценены в полном функциональном органе, который сохраняет свою физиологическую функцию при искусственной лабораторной установке. Кроме того, он позволяет измерять и манипулировать легочной механической вентиляцией для анализа компонентов легочной физиологии, таких как сопротивление дыхательных путей, общее сосудистое сопротивление, газообмен и образование отеков, которые на сегодняшний день не могут быть измерены точно in vivo на лабораторных животных2. Примечательно, что состав раствора, с помощью которого перфузируется легкое, можно полностью контролировать, что позволяет добавлять вещества для оценки их воздействия в режиме реального времени и сбора проб из перфузии для дальнейшего изучения11. Исследователи, работающие с изолированной системой легких, должны иметь в виду, что механическая вентиляция вызывает распад легочной ткани, сокращая ее полезное время. Это прогрессирующее падение механических параметров может быть значительно замедлено гиперинфляцией легких время от времени во время эксперимента4. Тем не менее, подготовка обычно не может длиться более восьми часов. Другим соображением для системы перфузии легких ex-vivo является отсутствие центральной нервной регуляции и лимфодренажа. Последствия их отсутствия еще не полностью поняты и потенциально могут быть источником предвзятости в некоторых экспериментах.

Метод изолированной перфузионной системы легких может быть выполнен в модели кролика с высокой степенью консистенции и воспроизводимости. В этой работе описываются технические и хирургические процедуры для реализации метода изолированной перфузии легких ex-vivo , разработанного для модели кролика в Национальном институте респираторных заболеваний в Мехико, с намерением поделиться идеями и предоставить четкое руководство по ключевым шагам в применении этой экспериментальной модели.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изолированная перфузионная система в модели кролика широко используется в лаборатории бронхиальной гиперчувствительности в Национальном институте респираторных заболеваний. Протокол включает новозеландских кроликов с примерным весом 2,5-3 кг. Все животные содержались в стандартных условиях вивария и кормлении ad libitum в соответствии с официальными мексиканскими руководящими принципами для лабораторных животных (NOM 062-ZOO-1999) и в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных (8-е издание, 2011). Все процедуры для животных и методы ухода за животными, представленные в этом протоколе, были предварительно одобрены Комитетом по этике Национального института респираторных заболеваний.

ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовка изолированной системы перфузии легких включает в себя преднамеренную смерть животного под наркозом и путем эвтаназии.

1. Оборудование и подготовка аппаратуры.

  1. Компоновка оборудования:
    1. Установите операционный стол с размером в соответствии с весом кролика.
    2. Установите крышку искусственной грудной клетки на стальную колонну со стеклянной камерой внизу и вентилятор с роликовым насосом по бокам.
    3. Убедитесь, что крышка легко наклонена к тому, чтобы канюля трахеи была на одной линии с трахеей, чтобы обеспечить более быстрое соединение.
  2. Искусственная грудная клетка:
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это неотъемлемая часть системы. Он состоит из стеклянной камеры с водяной рубашкой, герметичной специальной крышкой. Крышка работает как органодержатель с соединениями для канюляции трахеи и сосудов, встроенных в нее.
    1. Настройте струю Вентури, управляемую сжатым воздухом, для создания отрицательного давления внутри искусственной грудной клетки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Модуль управления вентиляцией (VCM) позволяет отдельно регулировать давление вдоха и на конце выдоха, а также скорость дыхания и отношение продолжительности вдоха к общей продолжительности цикла.
  3. Аппарат:
    1. Убедитесь, что нормально работающий аппарат состоит из основной стальной колонны, установленной на опорной пластине, удерживающей искусственную грудную клетку, с пневмотахометром и датчиком веса, расположенными над ним и за катушкой предварительного нагрева с пузырьковой ловушкой.
    2. Подключите один преобразователь дифференциального давления к пневмотахометру, а другой к давлению в камере. Установите другую пару датчиков давления за грудной клеткой для измерения перфузии и венозного давления.
    3. Подключите переходный материал под кислородным оксигенатором с нивелиром и системой вентиляции рядом с аппаратом.

2. Хирургическое извлечение сердечно-легочного блока.

  1. Анестезия:
    1. Используйте комбинацию седативного средства (ксилазин) и барбитурата (пентобарбитала).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Различные обезболивающие коктейли могут быть использованы без влияния на результаты экспериментов.
    2. Во-первых, успокоить здоровых новозеландских кроликов однократной внутримышечной инъекцией ксилазина гидрохлорида (3-5 мг/кг). Убедитесь, что кролики остаются спокойными и расслабленными, чтобы позволить дальнейшие манипуляции после нескольких минут инъекции.
    3. После седации используют маргинальные (боковые) ушные вены в качестве доступа для обезболивания кроликов внутривенной инъекцией пентобарбитала натрия (28 мг/кг).
  2. Контроль:
    1. Чтобы избежать недостаточной анестезии или чрезмерного угнетения сердечной и дыхательной функций, контролируйте следующие параметры. Чтобы оценить глубину анестезии, выполните тест на ущемление пальца ноги.
    2. Убедитесь, что слизистая оболочка розовая. Синие или серые оттенки указывают на гипоксию.
    3. Убедитесь, что частота сердечных сокращений составляет 120-135 ударов в минуту, и что температура тела не опускается ниже 36,5 ° C.
  3. Размещение животных:
    1. Побрейте туловище кролика и положите животное на операционный стол в лежачем положении. Поместите вентиляционную систему рядом со столом, за головой кролика, чтобы обеспечить быстрое соединение канюль после трахеотомии, чтобы избежать повреждения тиссуляра.
  4. Разрез и трахеотомия:
    1. Рассекните кожу вентральным срединным разрезом 3-5 см от диафрагмы до шеи.
    2. С помощью операционных ножниц разрезайте переднюю 2/3 трахеи между двумя хрящевыми кольцами, чтобы вставить канюлю трахеи через фиброзную оболочку трахеи.
    3. Вставьте 5 мм (наружный диаметр; OD) канюля трахеи через фиброзную оболочку трахеи и использовать 4-0 шелковый шов, чтобы аккуратно зафиксировать его.
    4. Поместите щипцы или пинцет под трахею, чтобы канюля не сгибалась против трахеи.
  5. Вентиляция под положительным давлением:
    1. Пока легкие остаются вне искусственной грудной клетки, используйте дыхательный насос небольшого вида для вентиляции положительного давления, чтобы избежать коллапса легких во время операции.
    2. Инициируйте вентиляцию через канюлю трахеи, подключенную к дыхательному насосу, быстро после трахеотомии и до открытия грудной клетки.
    3. Установите дыхательный объем на уровне 10 мл/кг.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от установки эксперимента и модели искусственной грудной клетки обеспечьте вентиляцию под положительным давлением либо с помощью того же вентиляционного насоса, который используется для обеспечения отрицательного давления, либо с помощью другого, что обеспечивает быстрое повторное канюляцию.
  6. Торакотомия и экссангинация:
    1. Чтобы получить доступ к грудной полости, используйте скальпель или ножницы, чтобы открыть стенку грудной клетки и выполнить медиальную стернотомию до верхней трети грудной клетки.
    2. Держите половинки грудной клетки открытыми двумя втягивающими устройствами. Несколько легочных лоскутов обычно окружают сердце.
    3. Локализуйте верхнюю и нижнюю полую вену и направляйте их нитями.
    4. Перед экссангинацией животного определите правый желудочек и введите 1000 UI/кг гепарина.
    5. Сразу после инъекции обжаривают верхнюю и нижнюю полую вену предварительно закольцованной нитью и выполняют экссангинацию.
  7. Урожай сердца и легких:
    1. Соберите сердечно-легочный блок аккуратно и быстро. Используйте прямое цифровое рассечение или пружинные ножницы, чтобы отделить соединительную ткань, чтобы удалить легкие из грудной клетки.
    2. Рассекайте сосудистую систему в этой области, а также пищевод.
    3. Прорежьте manubrium sterni, чтобы расширить медиальную стернотомию к канюле трахеи, освобождая трахею с обеих сторон от соединительной ткани.
    4. Теперь резекция трахеи над канюлей трахеи. Осторожно подтяните канюлю по краниокаудальной оси, так как дорсальная фиксация трахеи и легких резецируется.
  8. Каннуляция:
    1. Выньте изолированные легкие из грудной клетки и осторожно поместите их поверх стерильной марли на чашке Петри.
    2. Для предотвращения ателектаза проветривайте легкие с помощью вентиляции с положительным давлением с положительным давлением выдоха (PEEP), установленным на уровне 2 смH2O.
    3. Удалите желудочки, отрезав им сердце на уровне атриовентрикулярной бороздки.
    4. После вскрытия двух желудочков вводят канюлю легочной артерии OD 4,6 мм для кролика с корзиной через легочную артерию и вводят канюлю OD 5,9 мм левого предсердия для кролика с корзиной через митральный клапан в левое предсердие.
    5. Используйте шелковый шов 4-0 в легочной артерии и левом предсердии, чтобы зафиксировать канюли. Включите окружающие ткани в лигатуры легочной артерии и левого предсердия, чтобы избежать растяжения этих структур.
    6. Вводят 250 мл физиологического изотонического раствора через артериальные канюли, чтобы промыть оставшуюся кровь из сосудистого русла.

3. Перфузионная техника.

  1. Настройка:
    1. Осторожно поместите изолированные легкие в камеру легких.
    2. Прикрепите трахею к трансдуктору на крышке камеры.
    3. Подключите канюлированные сосуды к перфузионной системе.
    4. Закройте камеру и закрепите ее поворотным замком.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Рециркуляционный перфузионный контур состоит из открытого венозного резервуара, перистальтического насоса, теплообменника и пузырьковой ловушки.
    5. В этот момент прикрепите крышку камеры и переключите запорный кран, чтобы переключиться с вентиляции с положительным на отрицательное давление. Чтобы проверить вентиляцию легких при отрицательном давлении и герметичное закрытие камеры, осмотрите дыхательную экскурсию легкого и давление в камере на манометре.
    6. Перфузируйте легкие 200 мл искусственного перфузата без крови (бикарбонатный буфер Кребса-Рингера, содержащий 2,5% бычьего альбумина).
    7. Начните поток перфусата со скоростью 3 мл/мин/кг, затем медленно увеличьте расход в течение 5-минутного периода до 5 мл/мин/кг. Достигните расхода 8 мл/мин/кг в течение следующих 5 мин, а затем через еще 5 мин достигайте максимального потока 10 мл/мин/кг. Позаботьтесь о том, чтобы воздух не попадал в цепь.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживать рН и температуру перфусата в физиологических диапазонах (рН 7,4-7,5; температура, 37 °C-38 °C). Чтобы отрегулировать pH, добавьте NaHCO3 (1N) или увеличьте поток углекислого газа. В качестве альтернативы, используйте HCl (0,1N) для подкисления.
  2. Параметры:
    1. Проверьте, установлены ли заданные параметры перфузии и вентиляции по мере необходимости.
    2. Проветривайте легкие увлажненным воздухом с частотой 30 уд/мин, приливным объемом 10 мл/кг и давлением в конце выдоха (Pe) 2 смH2O.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Легочное артериальное давление (0-20 мм рт.ст.) соответствует высоте уровня жидкости в оксигенаторе или резервуаре в сантиметрах над легочным стволом, в то время как легочное венозное давление соответствует высоте камеры равновесия давления над левым предсердием. Оба значения могут быть изменены. Отметим, что давление в левом предсердии также составляет 0-20 мм рт.ст.
  3. Достижение условий зоны 3:
    1. Используйте два катетера, соединенных с боковыми портами канюль, закрепленных в легочной артерии, левом предсердии, и датчиками давления для измерения артериального (Pa) и венозного (Pv) давления.
    2. Установите базовое давление на уровне легкого хилума (Zero-reference).
    3. Проводить эксперименты в условиях вентиляции зоны 3. Для этого подождите 10-15 мин, чтобы получить равновесие, характеризующееся изогравиметрическим состоянием.
    4. Убедитесь, что венозное давление выше, чем альвеолярное давление (Palv), а артериальное давление остается выше, чем оба (Pa > Pv > Palv) для возникновения условий зоны 3.
    5. Убедитесь, что вес легких остается постоянным, а артериальное и левое предсердное давления стабильны для достижения условий зоны 3 для открытия максимального количества легочных сосудов и поддержания содержания микрососудистого русла во время эксперимента.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Измерение Kfc как показателя отека легких не имеет различий между ручной и автоматической перфузионной системой.
  4. Электронное управление и обработка сигналов: Убедитесь, что дыхательный поток, изменения веса, микрососудистое давление, приливный объем, сосудистое сопротивление, среди прочего, зарегистрированы на нескольких центральных электронных устройствах, которые интегрируют сигналы, поступающие от преобразователей, и отображают их в системе оценки.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изолированная система перфузии легких позволяет манипулировать органами для биопсии, сбора образцов из перфузии и сбора физиологических параметров в режиме реального времени. Изолированная система может быть использована для проверки многих гипотез, связанных с различными функциями и явлениями легких, от метаболической и ферментативной активности до периодов образования и сохранения отеков для трансплантации легких.

На рисунке 1 показана схема полностью собранной ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа отображает общий взгляд на изолированную систему перфузии легких, необходимую технику в исследованиях физиологии легких. Изолированная система перфузии легких предлагает большую степень универсальности в ее использовании и позволяет оценить несколько параметров, имеющих значение при тестировании широкого спектра гипотез15. Изолированная система легких является инструментом с мировым присутствием, который в последнее десятилетие еще больше доказал свою актуальность для оценки конкретных ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы хотели бы поблагодарить доктора философии Беттину Зоммер Сервантес за ее поддержку в написании этой рукописи и Китцию Елену Лару Сафонт за ее поддержку с иллюстрациями.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Трубка Tygon E-Lab с 2 ступенями, внутренний диаметр 3,17 мм, 12/уп, черный/белыйHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1864
Адаптер для вентиляции под положительным давлением на IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Адаптер для вентиляции под положительным давлением на IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Альтернативная подача газа без давления для IPL-4: Для подачи в трахею газовой смеси, отличной от воздуха в помещении при отрицательной вентиляцииHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4309
Базовый блок для кролика и плода свиньи Изолированное перфузированное легкоеHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4138
Сыворотка крупного рогатого скота A2: D41альбумин лиофилизированный порошоксигма3912500 г
Хлорид кальция, CaCl2· 2H2O.JT Baker10035-04-8
Криогенные флаконыCorning4306592 мл
D-глюкозы, C6H12O6.sigmaG5767
Дифференциальный преобразователь низкого давления DLP2.5, диапазон +- 2,5 смH2O, HSE ConnectorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-3882
Преобразователь дифференциального давления MPX, диапазон +- 100 смH2O, HSE ConnectorHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0064
Eppendorf tubes
Ethanol абсолютная ВЭЖХ классаCaledon
Falcon трубки14 мл
Гарвардский перистальтический насос P-230 (в комплекте с блоком управления и приводом двигателя P-230)Hugo Sachs Elektronik (HSE)70-7001
Линейный пневмотахометр с подогревом от 0 до 10 л/мин диапазон расходаHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9349
Контроллер нагревателя для одного пневмотахометра 230 В переменного тока, 50 ГцHugo Sachs Elektronik (HSE)59-9703
HeparinPISA5000 UI
Колонка ВЭЖХ (C18 100A 5U)Alltech98121213150 мм x 4,6 мм
Гидрофильный шприцевой фильтрMillexSLLGR04NL4 мм
IPL-4 Core System для изолированного кролика и плода свиньи, 230Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
IPL-4 Основная система для изолированного легкого кролика и плода свиньи, 230 ВHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
Стеклянный резервуар с рубашкой для буферного раствора, с фриттой и трубкой, 6,0 лHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0322
Термостатический циркуляционный насос Lauda, тип E-103, 230 В/50 Гц, объем ванны 3 л, диапазон температур от 20 до 150°; CHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0125
Канюля левого атриума для кролика с корзиной, наружный диаметр 5,9 ммHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4162
Датчик артериального давления низкого диапазона P75 для модуля PLUGSYS HugoSachs Elektronik (HSE)73-0020
Гептагидрат сульфата магния, MgSO4· 7H2OJT Baker10034-99-8
Микроцентрифужная трубкаCorning430909
Опция управления вентиляцией отрицательным давлением с регулятором давления для IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4298
Кролики
PISABENTAL (Пентобарбитал натрия)PISAQ-7833-215
Чехол PLUGSYS, тип 603* 7Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0045
Модуль счетчика времени PLUGSYS TCMHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1750
Модуль усилителя преобразователя PLUGSYS (TAM-A)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0065
Модуль усилителя преобразователя PLUGSYS (TAM-D)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-1793
PLUGSYS VCM-4R Модуль управления вентиляцией с регулятором давленияHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1755
Хлорид калия, KCl.JT Baker3040-01
Дигидрофосфат калия, KH2PO4JT Baker7778-77-0
PROCIN (ксилацина клорудрат)PISAQ-7833-099
Канюля легочной артерии для кролика с корзиной, наружный диаметр 4,6 ммHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4161
Нождля скальпеля
Серотонин 5-HT
Сервоконтроллер для перфузии (SCPHugo Sachs Elektronik (HSE)73-2806
Snap Cap Микроцентрифужная трубкаCostar36201,7 мл
Бикарбонат натрия, NaHCO3sigmaS6014
Sodium chloride, NaCl.sigmaS9888
Хирургические перчатки No7 1/2
Хирургические перчатки No8
Taygon трубкиMasterflex
Tracheal Canjula для кролика, наружный диаметр 5.0 ммHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4163
Новой Зеландии

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dixon, W. E. Contributions to the physiology of the lungs: Part I. The bronchial muscles, their innervation, and the action of drugs upon them. The Journal of Physiology. 29 (2), 97-173 (1903).
  2. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  3. Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. Ex vivo lung perfusion: a comprehensive review of the development and exploration of future trends. Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).
  4. Delaunois, A., Gustin, P., Ansay, M. Multiple muscarinic receptor subtypes mediating pulmonary oedema in the rabbit. Pulmonary Pharmacology. 7 (3), 185-193 (1994).
  5. Delaunois, A., Gustin, P., Vargas, M., Ansay, M. Protective effect of various antagonists of inflammatory mediators against paraoxon-induced pulmonary edema in the rabbit. Toxicology and Applied Pharmacology. 132 (2), 343-345 (1995).
  6. Barr, H. A., Nicholas, T. E., Power, J. H. Control of alveolar surfactant in rats at rest and during prolonged hyperpnoea: pharmacological evidence for two tissue pools of surfactant. British Journal of Pharmacology. 93 (3), 473-482 (1988).
  7. Machuca, T. N., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1054-1062 (2014).
  8. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  9. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  10. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  11. Kao, C. C., Parulekar, A. D. Is perfusate exchange during. Annals of Translational Medicine. 8 (3), 43(2020).
  12. Alquicira-Mireles, J. Participación de la serotonina en los cambios de permeabilidad vascular en la preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Biología thesis (2013).
  13. Arreola-Ramírez, J. L. Papel de la liberación de acetilcolina y sustancia P en el deterioro de la función pulmonar en un modelo experimental de preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Doctorado en Ciencias Biomédicas thesis (2009).
  14. Isolated lung perfusion systems for small to large animal models. Harvard Apparatus. Hugo Sachs Elektronik (HSE). , Available from: https://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Isolated%20Lung%20Perfusion%20Systems%20Brochure.pdf (2021).
  15. Jiao, G. Evolving trend of EVLP: Advancements and emerging pathways. SN Comprehensive Clinical Medicine. 1 (4), 287-303 (2019).
  16. Mordant, P., et al. Mesenchymal stem cell treatment is associated with decreased perfusate concentration of interleukin-8 during ex vivo perfusion of donor lungs after 18-hour preservation. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1245-1254 (2016).
  17. Cowan, P. J., Hawthorne, W. J., Nottle, M. B. Xenogeneic transplantation and tolerance in the era of CRISPR-Cas9. Current Opinion in Organ Transplantation. 24 (1), 5-11 (2019).
  18. Collaborators, G. C. R. D. Prevalence and attributable health burden of chronic respiratory diseases, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. The Lancet Respiratory Medicine. 8 (6), 585-596 (2020).
  19. Bravo-Reyna, C. C., Torres-Villalobos, G., Aguilar-Blas, N., Frías-Guillén, J., Guerra-Mora, J. R. Comparative study of capillary filtration coefficient (Kfc) determination by a manual and automatic perfusion system. Step by step technique review. Physiological Research. 68 (6), 901-908 (2019).
  20. Pereira, M. R., et al. COVID-19 in solid organ transplant recipients: Initial report from the US epicenter. American Journal of Transplantation. 20 (7), 1800-1808 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

ex vivo

Похожие статьи