Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Постоянное окно для исследования метастазирования рака в легкие

5.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/62761

⸱

1 июля 2021 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Structural Biology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 2Gruss-Lipper Biophotonics Center, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 3Department of Surgery, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 4Integrated Imaging Program, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Cente, 5Department of Pathology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол хирургической имплантации постоянно пребывающего оптического окна для грудной клетки мышей, которое позволяет проводить прижизненную визуализацию легких с высоким разрешением. Постоянство окна делает его хорошо подходящим для изучения динамических клеточных процессов в легких, особенно тех, которые медленно развиваются, таких как метастатическое прогрессирование диссеминированных опухолевых клеток.

Аннотация

Метастазирование, на которое приходится ~ 90% смертности, связанной с раком, включает системное распространение раковых клеток из первичных опухолей во вторичные участки, такие как кость, мозг и легкие. Несмотря на то, что механистические детали этого процесса широко изучены, они остаются плохо изученными. В то время как общие методы визуализации, включая компьютерную томографию (КТ), позитронно-эмиссионную томографию (ПЭТ) и магнитно-резонансную томографию (МРТ), предлагают различную степень грубой визуализации, каждому из них не хватает временного и пространственного разрешения, необходимого для обнаружения динамики отдельных опухолевых клеток. Чтобы решить эту проблему, были описаны многочисленные методы для прижизненной визуализации общих метастатических участков. Из этих участков легкие оказались особенно сложными для доступа к прижизненной визуализации из-за его деликатности и критической роли в поддержании жизни. Хотя ранее было описано несколько подходов для одноклеточной прижизненной визуализации интактного легкого, все они включают высокоинвазивные и терминальные процедуры, ограничивающие максимально возможную продолжительность визуализации до 6-12 ч. Здесь описана улучшенная методика перманентной имплантации минимально инвазивного грудного оптического окна для визуализации легких с высоким разрешением (WHRIL). В сочетании с адаптированным подходом к микрокартографии инновационное оптическое окно облегчает последовательную прижизненную визуализацию неповрежденного легкого с одноклеточным разрешением в течение нескольких сеансов визуализации и в течение нескольких недель. Учитывая беспрецедентную продолжительность времени, в течение которого данные визуализации могут быть собраны, WHRIL может способствовать ускоренному открытию динамических механизмов, лежащих в основе метастатического прогрессирования и многочисленных дополнительных биологических процессов в легких.

Введение

Ответственные за ~ 90% смертей, метастазы являются основной причиной смертности, связанной с раком1. Среди основных участков клинически наблюдаемых метастазов (кости, печень, легкие, мозг)2,легкие оказались особенно сложными для визуализации in vivo с помощью прижизненной микроскопии. Это связано с тем, что легкое является тонким органом в вечном движении. Непрерывное движение легких, дополнительно усугубляемое внутригрудным сердечным движением, представляет собой существенный барьер для точной визуализации. Поэтому из-за его относительной недоступности для модальностей для прижизненной оптической визуализации с высоким разрешением рост рака в легких часто считается оккультным процессом3.

В клинических условиях технологии визуализации, такие как компьютерная томография (КТ), позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ) и магнитно-резонансная томография (МРТ), позволяют визуализировать глубоко внутри интактных жизненно важных органов, таких как легкие4. Однако, хотя эти модальности обеспечивают превосходный вид грубого органа (часто даже выявляя патологию до появления клинических симптомов), они имеют недостаточное разрешение для обнаружения отдельных диссеминированных опухолевых клеток по мере их продвижения через ранние стадии метастазирования. Следовательно, к тому времени, когда вышеупомянутые модальности дают какие-либо признаки метастазирования в легкие, метастатические очаги уже хорошо укоренились и размножаются. Поскольку микроокружение опухоли играет ключевую роль в прогрессировании рака и образовании метастазов5,6,существует большой интерес к исследованию самых ранних этапов метастатического посева in vivo. Этот интерес дополнительно подпитывается повышенным пониманием того, что раковые клетки распространяются еще до того, как первичная опухоль обнаружена7,8, и растущими доказательствами того, что они выживают как одиночные клетки и находятся в спящем состоянии в течение многих лет или десятилетий, прежде чем перерасти в макрометастаз9.

Ранее визуализация легких при одноклеточном разрешении обязательно включала ex vivo или эксплант препараты10,11,12,13,ограничивая анализы одиночными временными точками. Хотя эти препараты предоставляют полезную информацию, они не дают никакого представления о динамике опухолевых клеток в органе, связанном с неповрежденной кровеносной системой.

Последние технологические достижения в области визуализации позволили интравитальной визуализации неповрежденного легкого с одноклеточным разрешением в течение периодов до 12 ч14,15,16. Это было достигнуто в мышиной модели с использованием протокола, который включал механическую вентиляцию, резекцию грудной клетки и вакуумную иммобилизацию легких. Однако, несмотря на то, что он предлагает первые изображения физиологически неповрежденного легкого с разрешением одной клетки, этот метод является высокоинвазивным и терминальным, что исключает дальнейшие сеансы визуализации за пределами индексной процедуры. Это ограничение, таким образом, препятствует его применению для изучения метастатических стадий, которые занимают более 12 ч, таких как покоя и реинициация роста14,15,16. Кроме того, паттерны клеточного поведения, наблюдаемые с использованием этого подхода к визуализации, должны быть осторожно интерпретированы, учитывая, что вызванные вакуумом перепады давления, вероятно, вызовут отклонения в кровотоке.

Чтобы преодолеть эти ограничения, недавно было разработано минимально инвазивное окно для визуализации легких с высоким разрешением (WHRIL), облегчающее последовательную визуализацию в течение длительного периода от нескольких дней до недель без необходимости механической вентиляции17. Методика влечет за собой создание «прозрачной грудной клетки» с герметичной грудной полостью для сохранения нормальной функции легких. Процедура хорошо переносится, что позволяет мыши восстанавливаться без значимых изменений в исходной активности и функции. Чтобы надежно локализовать одну и ту же область легких на каждом соответствующем сеансе визуализации, к этому окну18был применен метод, известный как микрокартография. Через это окно можно было захватывать изображения клеток, когда они поступают в сосудистое русло легкого, пересекают эндотелий, проходят деление клеток и превращаются в микрометастазы.

Здесь в исследовании представлено подробное описание улучшенного хирургического протокола имплантации WHRIL, который упрощает операцию, одновременно повышая ее воспроизводимость и качество. Хотя этот протокол был разработан для исследования динамических процессов, лежащих в основе метастазирования, этот метод может быть альтернативно применен к исследованиям многочисленных процессов биологии легких и патологии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры, описанные в этом протоколе, были выполнены в соответствии с руководящими принципами и правилами использования позвоночных животных, включая предварительное одобрение Комитета по институциональному уходу и использованию животных Медицинского колледжа Альберта Эйнштейна.

1. Пассивация окон

  1. Промыть оптические оконные рамы(Дополнительный рисунок 2)1% (мас./об.) раствором ферментативно-активного моющего средства.
  2. Внутрь стеклянной банки погружают оптические оконные рамы в 5% (мас./об.) раствор гидроксида натрия на 30 мин при 70 °C.
  3. Снимите и помойте оконные рамы деионизированной водой.
  4. Внутри новой стеклянной банки погрузите оптические оконные рамы в 7% (мас./об.) раствор лимонной кислоты на 10 мин при 55 °C.
  5. Снова снимите и вымойте оконные рамы деионизированной водой.
  6. Повторите шаг 1.2; затем снимите и помойте оконные рамы деионизированной водой.

2. Подготовка к операции

  1. Проведите операцию в капюшоне или ламинарном проточном шкафу. Чтобы избежать загрязнения операционного поля, обеспечьте отдельные, разделенные области для подготовки, операции и восстановления соответственно.
  2. Перед операцией стерилизуйте все хирургические инструменты в автоклаве. Если запланированы последующие процедуры, повторно стерилизуйте инструменты с помощью горячего стерилизатора. Для этой хирургической процедуры используется техника только подсказок.
  3. Питание на нагретой хирургической бусине и стерилизаторе для бисера.
  4. Обезболить мышь 5% изофлураном в анестезиологической камере.
  5. Для удаления волос обильно нанесите крем для депиляции на верхний левый участок разреза грудной клетки. Не дольше 20 с плотно вытрите волосы и крем для депиляции с помощью смоченной папиросной бумаги. Повторите по мере необходимости, чтобы удалить все волосы с места операции.
  6. Используя 2-0 шелковый шов, завяжите узел у основания катетера 22 G, оставив хвосты длиной 2 дюйма (см. Рисунок 1A).

3. Хирургия окна легких

  1. Мойте руки с помощью антисептического мыла.
  2. Перед каждой новой операцией надевайте новые стерильные перчатки.
  3. Чтобы предотвратить высыхание роговицы и повреждение глаз мыши, нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза.
  4. Развести 10 мкл (0,1 мг/кг) бупренорфина в 90 мкл стерильного PBS, а затем ввести подкожно для обеспечения предоперационной анальгезии.
  5. Интубируйте мышь шелковым шовным катетером 22 G15. Используя надувную луковицу, подтвердите успешную интубацию, отметив двусторонний подъем грудной клетки при сжатии луковицы.
  6. Закрепите интубационный катетер, завязав шелковый шов 2-0 вокруг морды мыши (см. Рисунок 1B).
  7. Поместите мышь на нагретую хирургическую стойку и поместите ее в правый боковой пролежн, чтобы обнажить левую грудную клетку.
  8. Подключите вентилятор к интубационному катетеру.
  9. Обеспечьте контролируемую, стабильную вентиляцию на вентиляторе, а затем уменьшите содержание изофторана до 3%. В начале процедуры и периодически на протяжении всей процедуры оценивайте адекватность анестезии, выполняя тест на ущемление пальца ноги.
  10. Используя бумажную ленту, краниально и каудально закрепляйте передние и задние конечности, соответственно, до нагретой хирургической стадии. Поместите еще один кусок ленты по длине спины мыши, чтобы максимизировать воздействие на операционное поле (см. Рисунок 1C).
  11. Откройте все хирургические инструменты под капотом для сохранения стерильности.
  12. Стерилизуйте место операции путем щедрого нанесения антисептика на кожу мыши.
  13. Используя щипцы, поднимите кожу и сделайте круговой разрез ~10 мм, ~7 мм слева от грудины и ~7 мм выше подреберного края(рисунок 1D).
  14. Тщательно определите любые крупные сосуды. Если необходимо деление сосудов, прижигают на обоих концах электрокоагуляционной ручкой для поддержания гемостаза.
  15. Иссечь мягкие ткани, покрывающие ребра.
  16. Поднимите6-е или7-е ребро с помощью щипцов. Используя одно лезвие тупых микрорассекающих ножниц, закругленной стороной по направлению к легкому, осторожно пронзите межреберную мышцу между6-м и7-м ребрами для входа во внутригрудное пространство(рисунок 1Е).
  17. Деликатно разряжайте канистру со сжатым воздухом при дефекте, чтобы разрушить легкое и отделить его от стенки грудной клетки. Обжигайте сжатый воздух короткими очередями, чтобы предотвратить ятрогенное повреждение легких.
  18. Поместите биопсийный перфоратор на режущий инструмент(Дополнительный рисунок 1)и осторожно маневрируйте основанием режущего инструмента через межреберный разрез(рисунок 1F).
  19. Ориентируйте основание режущего инструмента так, чтобы оно было параллельно грудной стенке. Проткните круглое отверстие диаметром 5 мм через грудную клетку(рисунок 1G).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что открытая легочная ткань розовая, без признаков повреждения.
  20. Используя шелковый шов 5-0, создайте кошелек-струнный стежок ~1 мм от отверстия, по окружности, переплетаясь с ребрами(рисунок 1H).
  21. Расположите рамку окна таким образом, чтобы края круглого дефекта выровнялись в канавке окна (см. рисунок 1I).
  22. Надежно зафиксируйте имплантированное окно, плотно завязав шелковый шов 5-0.
  23. Загрузите 100 мкл цианоакрилатного гелевого клея в шприц объемом 1 мл.
  24. Высушите легкое, применяя устойчивый мягкий поток сжатого воздуха в течение ~10-20 с(рисунок 1J).
  25. С помощью щипцов захватите оконную раму за ее внешний край, осторожно поднимите, чтобы обеспечить отделение легкого от нижней поверхности оконной рамы.
  26. Дозируйте тонкий слой цианоакрилатного клея вдоль нижней поверхности оптической оконной рамы(рисунок 1K).
  27. Увеличьте положительное давление в конце выдоха (PEEP) на вентиляторе, чтобы раздуть легкое.
  28. Удерживая в течение 10-20 с, нанесите мягкое, но твердое давление, чтобы прикрепить оптическую оконную раму к легочной ткани(рисунок 1L).
  29. Нанесите 5-миллиметровую каплю оставшегося цианоакрилатного гелевого клея на прямоугольную крышку.
  30. Подберите крышку диаметром 5 мм с помощью вакуумных звукоснимателей. Опустите нижнюю поверхность крышки в клей, а затем соскоблите лишний клей три раза о сторону прямоугольной крышки, так что останется только очень тонкий слой(рисунок 1M).
  31. Осторожно расположите крышку, чтобы поместиться внутри углубления в центре оптической оконной рамы и удерживается над легочной тканью под углом. Ненадолго зажмите вентилятор для создания положительного давления, гипер-раздувая легкое. Используя вращающееся движение, ориентируйте покров параллельно легочной ткани, чтобы создать прямое расположение между поверхностью легкого и нижней поверхностью покрова. Поддерживайте мягкое давление, позволяя цианоакрилатному клею схватиться (~ 25 с).
  32. Используйте щипцы, чтобы отделить крышку от вакуумных звукоснимателей(рисунок 1N).
  33. Используя 5-0 шелковый шов, снова создайте стежок из кошелька, на этот раз <1 мм по окружности от разрезанного края разреза кожи. Засуньте лишнюю кожу под внешний край оконной рамы, прежде чем плотно завязать ее фиксирующими узлами.
  34. Чтобы обеспечить герметичное уплотнение между крышкой и оконной рамой, дозируйте небольшое количество жидкого цианоакрилата на границе раздела металл-стекло (см. Рисунок 1O).
  35. Прикрепите стерильную иглу к инсулиновому шприцу объемом 1 мл. Вводят иглу ниже мечевидного отростка, продвигаясь к левому плечу, проникая в грудную полость через диафрагму. Осторожно потяните за шприц, чтобы удалить остаточный воздух из грудной полости (см. Рисунок 1P).
  36. Извлеките ленту из мыши.
  37. Выключите изофлуран.
  38. Продолжайте вентиляцию со 100% кислородом до тех пор, пока мышь не появится готовой к пробуждению.
  39. Аккуратно обрежьте шелковый шов 2-0 вокруг морды мыши и экстубируйте мышь.
  40. Перенесите мышь в чистую клетку и контролируйте до полного восстановления. Усыплите мышь, если присутствуют признаки затруднения дыхания.
  41. Обеспечить послеоперационную анальгезию путем подкожного введения 10 мкл (0,1 мг/кг) бупренорфина, разведенного в 90 мкл стерильного фосфатно-буферного раствора (PBS).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Этапы хирургической процедуры, описанные в этом протоколе, обобщены и проиллюстрированы на рисунке 1. Вкратце, перед операцией мышей обезболивают и удаляют волосы над левой грудной клеткой. Мышей интубируют и механически вентилируют, чтобы обеспечить выживание при нарушении грудной полости. Мягкие ткани, покрывающие ребра, иссекаются, и создается небольшой циркулярный дефект,охватывающий 6-е и7-е ребра. Оптическая оконная рама вставляется в дефект, а его нижняя сторона ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В местах отдаленного метастазирования, таких как легкие, оптическая визуализация с высоким разрешением дает представление о сложной динамике метастазирования опухолевых клеток. Обеспечивая визуализацию in vivo отдельных раковых клеток и их взаимодействия с тканью хозяина, прижизненная визуализация с высоким разрешением оказалась полезной для понимания механизмов, лежащих в основе метастазирования.

Здесь описан улучшенный хирургический протокол для постоянной грудной имплантации оптиче...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не раскрывают конфликта интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана следующими грантами: CA216248, CA013330, Учебный грант Рут Л. Киршштейн T32 Монтефиоре CA200561, премия METAvivor Early Career Award, Центр биофотоники Грусса-Липпера и его Интегрированная программа визуализации, а также Джейн А. и Майлз. Демпси. Мы хотели бы поблагодарить Центр аналитической визуализации (AIF) в Медицинском колледже Эйнштейна за поддержку визуализации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1% (мас./об.) раствор ферментно-активного детергентаAlconox IncN/A  концентрированное, анионное моющее средство с ферментом протеазой для ручной и ультразвуковой чистки
2 & микро; m флуоресцентные микросферыInvitrogenF8827
5 мм покровное стеклоЭлектронная микроскопия Sciences72296-05
5% (w/v) раствор гидроксида натрияSigma-AldrichS8045
5% изофлуранHenry Schein, Inc29405
5-0 плетеный шелк с иглой для резки RB-1Ethicon, Inc.774B
7% (w/v) раствор лимонной кислотыSigma-Aldrich251275
8 мм нержавеющая стальоконная/д Н/ДИзготовленный на заказ, <прочный>Дополнительный рисунок 2
9 см 2-0 шелковый галстукEthicon, Inc.LA55G
5 мм одноразовый пуансон для биопсииIntegra  33-35-SH
Тупые микрорассекающие ножницыRobozRS-5980
Латунный держатель для оконного инструментаН/Д/ДИзготовленный на заказ, Дополнительный Рисунок 3
БупренорфинHospira0409-2012-32
Ручка для прижиганияBraintree ScientificGEM 5917
Хлоргексидина глюконат  Becton, Dickinson and Company260100ChloraPrep Одиночный тампон 1,75 мл
Баллончик со сжатым воздухомFalconDPSJB-12
Цианоакрилатный клейHenkel AdhesivesLOC1363589
Волоконно-оптический осветительO.C. White CompanyFL3000
Стерилизатор для шариковCellPoint ScientificGER  5287-120ВГерминатор 500
щипцы GraefeRobozRS-5135
Инфракрасная тепловая лампаBraintree ScientificHL-1
Инсулиновые шприцыBecton Dickinson329424
Изофлурановый вапорайзерSurgiVetVCT302
Jacobson иглодержатель с замкомKalson SurgicalT1-140
Аппликаторы с длинными хлопчатобумажными наконечникамиMedline IndustriesMDS202055
NairChurch & Дуайт Ко., Инк.
Неомицин/полимиксин В/бацитрацинJohnson & Johnson501373005Антибиотическая мазь
Офтальмологическая мазьDechra Veterinary Products17033-211-38
Бумажная лентаFisherScientific S68702
Мышиный аппарат искусственной вентиляции легкихKent ScientificPS-02PhysioSuite
Прямоугольное защитное стеклоCorning2980-225
Стенддля интубации грызуновBraintree ScientificRIS 100
Лампа для надувания легких мелких животныхHarvard Apparatus72-9083
Режущий инструмент из нержавеющей сталиН/ДИзготовлен на заказ, Supplement Рисунок 1
Сульфаметоксазол и триметоприм пероральный антибиотикHi-Tech Pharmacal Co.50383-823-16
Многофункциональная хирургическая платформа SurgiSuite для мышей, с подогревомKent ScientificSURGI-M02Хирургическая платформа с подогревом
Трахеальный катетерExelint International2674622 G катетер
Вакуумная система звукоснимателя металлический зондTed Pella, Inc.528-112
рама н Н40002957 Стенд для интубации грызунов 2980-225

Ссылки

  1. Mehlen, P., Puisieux, A. Metastasis: a question of life or death. Nature Reviews Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).
  2. Lee, Y. T. Breast carcinoma: pattern of metastasis at autopsy. Journal of Surgical Oncology. 23 (3), 175-180 (1983).
  3. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  4. Coste, A., Oktay, M. H., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Intravital imaging techniques for biomedical and clinical research. Cytometry Part A. 95 (5), 448-457 (2019).
  5. DeClerck, Y. A., Pienta, K. J., Woodhouse, E. C., Singer, D. S., Mohla, S. The tumor microenvironment at a turning point knowledge gained over the last decade, and challenges and opportunities ahead: A white paper from the NCI TME network. Cancer Research. 77 (5), 1051-1059 (2017).
  6. Borriello, L., et al. The role of the tumor microenvironment in tumor cell intravasation and dissemination. European Journal of Cell Biology. 99 (6), 151098(2020).
  7. Hosseini, H., et al. Early dissemination seeds metastasis in breast cancer. Nature. 540 (7634), 552-558 (2016).
  8. Harper, K. L., et al. Mechanism of early dissemination and metastasis in Her2(+) mammary cancer. Nature. 540, 589-612 (2016).
  9. Risson, E., Nobre, A. R., Maguer-Satta, V., Aguirre-Ghiso, J. A. The current paradigm and challenges ahead for the dormancy of disseminated tumor cells. Nature Cancer. 1 (7), 672-680 (2020).
  10. Qian, B., et al. A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth. PLoS One. 4 (8), 6562(2009).
  11. Qian, B. Z., et al. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).
  12. Miyao, N., et al. Various adhesion molecules impair microvascular leukocyte kinetics in ventilator-induced lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (6), 1059-1068 (2006).
  13. Bernal, P. J., et al. Nitric-oxide-mediated zinc release contributes to hypoxic regulation of pulmonary vascular tone. Circulation Research. 102 (12), 1575-1583 (2008).
  14. Entenberg, D., et al. In vivo subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility. IntraVital. 4 (3), 1-11 (2015).
  15. Rodriguez-Tirado, C., et al. Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603(2016).
  16. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  17. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  18. Dunphy, M. P., Entenberg, D., Toledo-Crow, R., Larson, S. M. In vivo microcartography and subcellular imaging of tumor angiogenesis: a novel platform for translational angiogenesis research. Microvascular Research. 78 (1), 51-56 (2009).
  19. Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54042(2016).
  20. Seynhaeve, A. L. B., Ten Hagen, T. L. M. Intravital microscopy of tumor-associated vasculature using advanced dorsal skinfold window chambers on transgenic fluorescent mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55115(2018).
  21. Entenbery, D., et al. Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics. Methods. 128, 65-77 (2017).
  22. Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS. Nature Protocols. 15 (3), 1041-1065 (2020).
  23. Ritsma, L., Ponsioen, B., van Rheenen, J. Intravital imaging of cell signaling in mice. IntraVital. 1 (1), 2-10 (2012).
  24. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  25. Harney, A. S., et al. Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA. Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).
  26. Karagiannis, G. S., et al. Assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59633(2019).
  27. Karagiannis, G. S., et al. Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism. Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).
  28. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 335-344 (2006).
  29. Rizzo, V., Kim, D., Duran, W. N., DeFouw, D. O. Ontogeny of microvascular permeability to macromolecules in the chick chorioallantoic membrane during normal angiogenesis. Microvascular Research. 49 (1), 49-63 (1995).
  30. Hoshino, A., et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).
  31. Ueki, H., et al. In vivo imaging of the pathophysiological changes and neutrophil dynamics in influenza virus-infected mouse lungs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 6622-6629 (2018).
  32. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Measurement of retinal blood flow using fluorescently labeled red blood cells. eNeuro. 2 (2), (2015).
  33. Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. Intravital microscopy imaging of the liver following leishmania infection: An assessment of hepatic hemodynamics. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e52303(2015).
  34. Chaigneau, E., Roche, M., Charpak, S. Unbiased analysis method for measurement of red blood cell size and velocity with laser scanning microscopy. Frontiers in Neuroscience. 13, 644(2019).
  35. Kim, T. N., et al. Line-scanning particle image velocimetry: an optical approach for quantifying a wide range of blood flow speeds in live animals. PLoS One. 7 (6), 38590(2012).
  36. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. American Journal of Pathology. 179 (1), 75-82 (2011).
  37. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  38. Travis, W. D. Classification of lung cancer. Seminars in Roentgenology. 46 (3), 178-186 (2011).
  39. Scholten, E. T., Kreel, L. Distribution of lung metastases in the axial plane. A combined radiological-pathological study. Radiologica Clinica (Basel). 46 (4), 248-265 (1977).
  40. Braman, S. S., Whitcomb, M. E. Endobronchial metastasis. Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).
  41. Herold, C. J., Bankier, A. A., Fleischmann, D. Lung metastases. European Radiology. 6 (5), 596-606 (1996).
  42. Kimura, H., et al. Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis. Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).
  43. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).
  44. Sharma, V. P. ImageJ plugin HyperStackReg V5.6. Zenodo. , (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Метастазирование в легкиеинтравитальная визуализацияоптическое окносостояние покоя опухолевых клетоксерийная визуализацияимплантация торакального окнамногофотонная микроскопияэкстравазация опухолевых клетокмикрокартография
Постоянное окно для исследования метастазирования рака в легкие
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.