Method Article

Моделирование микроорганизмов и микрочастиц с помощью последовательной сборки с помощью капиллярности

DOI:

10.3791/63131

⸱

November 4th, 2021

 ,  ,  , 
1Institute of Environmental Engineering, Department of Civil, Environmental and Geomatic Engineering, ETH Zurich, 2Department of Materials, ETH Zurich

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы представляем технологию, которая использует сборку с помощью капиллярности в микрофлюидной платформе для формирования микроразмерных объектов, взвешенных в жидкости, таких как бактерии и коллоиды, в предписанные массивы на полидиметилсилоксановой подложке.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Контролируемое формирование микроорганизмов в определенные пространственные механизмы предлагает уникальные возможности для широкого спектра биологических применений, включая исследования микробной физиологии и взаимодействий. На простейшем уровне точное пространственное моделирование микроорганизмов позволит получить надежную, долгосрочную визуализацию большого количества отдельных клеток и трансформирует способность количественно изучать зависящие от расстояния взаимодействия микробов и микробов. Более уникально то, что соединение точного пространственного моделирования и полного контроля над условиями окружающей среды, как предлагает микрофлюидная технология, обеспечит мощную и универсальную платформу для одноклеточных исследований в микробной экологии.

В данной работе представлена микрофлюидная платформа для получения универсальных и определяемых пользователем паттернов микроорганизмов в микрофлюидном канале, обеспечивающая полный оптический доступ для долгосрочного высокопроизводительного мониторинга. Эта новая микрофлюидная технология основана на сборке частиц с помощью капиллярности и использует капиллярные силы, возникающие в результате контролируемого движения испаряющейся суспензии внутри микрофлюидного канала, для осаждения отдельных микроразмерных объектов в массиве ловушек, микрофабрикованных на подложке из полидиметилсилоксана (PDMS). Последовательные осаждения генерируют желаемое пространственное расположение одиночных или нескольких типов микроразмерных объектов, продиктованное исключительно геометрией ловушек и последовательностью заполнения.

Платформа была откалибрована с использованием коллоидных частиц различных размеров и материалов: она зарекомендовала себя как мощный инструмент для генерации разнообразных коллоидных паттернов и выполнения функционализации поверхности захваченных частиц. Кроме того, платформа была протестирована на микробных клетках, используя клетки Escherichia coli в качестве модельной бактерии. Тысячи отдельных клеток были структурированы на поверхности, и их рост контролировался с течением времени. В этой платформе связь одноклеточного осаждения и микрофлюидной технологии позволяет как геометрически моделировать микроорганизмы, так и точно контролировать условия окружающей среды. Таким образом, он открывает окно в физиологию отдельных микробов и экологию взаимодействий микроб-микроб, как показали предварительные эксперименты.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Пространственное моделирование отдельных микроорганизмов, особенно в экспериментальных областях, которые обеспечивают полный контроль над условиями окружающей среды, такими как микрофлюидные устройства, крайне желательно в широком диапазоне контекстов. Например, организация микроорганизмов в регулярные массивы позволит точно визуализировать большое количество отдельных клеток и изучать их рост, физиологию, экспрессию генов в ответ на стимулы окружающей среды и восприимчивость к лекарственным средствам. Это также позволило бы изучать клеточно-клеточные взаимодействия, представляющие особый интерес в исследованиях клеточной связи (например, зондирование кворума), перекрестное кормление (например, водорослево-бактериальный симбиоз) или антагонизм (например, аллелопатия) с полным контролем над пространственной локализацией клеток относительно друг друга. Исследования клеточной физиологии и эволюции1, исследования взаимодействия клеток2, скрининг фенотипической дифференцировки3, мониторинг окружающей среды4 и скрининг лекарств5 относятся к числу областей, которые могут извлечь большую пользу из технологии, способной достичь такого количественного одноклеточного анализа.

В последние годы было предложено несколько стратегий изоляции и обработки отдельных клеток, от голографических оптических ловушек6 и методов функционализации гетерогенной поверхности7,8,9,10 до одноклеточных хемостатов11 и капельной микрофлюидики12. Эти методы либо технически очень требовательны, либо влияют на физиологию клеток и не обеспечивают высокопроизводительную платформу для моделирования микробов, которые можно изучать в течение длительных периодов времени, обеспечивая одноклеточное разрешение, полный оптический доступ и контроль над условиями окружающей среды. Целью данной статьи является описание платформы для моделирования бактерий с микрометрической точностью в предписанные пространственные расположения на поверхности PDMS посредством сборки с помощью капиллярности. Эта платформа обеспечивает точное и гибкое пространственное моделирование микробов и обеспечивает полный оптический доступ и контроль над условиями окружающей среды благодаря своей микрофлюидной природе.

Технология, лежащая в основе этой платформы, представляет собой технологию сборки, разработанную в последние годы, названную sCAPA13,14,15 (последовательная сборка частиц с помощью капиллярности), которая была интегрирована в микрофлюидную платформу16. Мениск испаряющейся капли жидкости, отступая над узорчатым полидиметилсилоксановым (PDMS) субстратом внутри микрофлюидного канала, оказывает капиллярные силы, которые задерживают отдельные коллоидные частицы, взвешенные в жидкости, в микрометрические скважины, микрофабрикованные на подложке (рисунок 1A). Взвешенные частицы сначала транспортируются к границе раздела воздух-жидкость конвективными токами, а затем помещаются в ловушки по капиллярности. Капиллярные силы, оказываемые движущимся мениском, действуют в большем масштабе по сравнению с силами, участвующими во взаимодействиях частиц.

Таким образом, на механизм сборки не влияют материал, размеры и поверхностные свойства частиц. Такие параметры, как концентрация частиц, скорость мениска, температура и поверхностное натяжение суспензии, являются единственными параметрами, которые влияют на выход процесса моделирования. Подробное описание влияния вышеуказанных параметров на процесс паттернирования читатель может найти в 13,14,15. В оригинальной технологии sCAPA13,14,15 процесс коллоидного моделирования осуществлялся в открытой системе и требовал высокоточной пьезоэлектрической ступени для привода подвески по шаблону. Эта платформа использует другую стратегию и позволяет выполнять моделирование с помощью стандартного оборудования, обычно используемого в микрофлюидике в контролируемой среде, тем самым сводя к минимуму риски загрязнения образцов.

Эта микрофлюидная платформа была сначала оптимизирована на коллоидных частицах для создания регулярных массивов инертных частиц, а затем успешно применена к бактериям. Обе микрофлюидные платформы описаны в этой статье (рисунок 1B,C). Большинство подготовительных этапов и экспериментальное оборудование, описанные в протоколе, являются общими для двух применений (рисунок 2). Мы сообщаем о коллоидном паттерне, чтобы продемонстрировать, что метод может быть использован для выполнения нескольких последовательных отложений на одной и той же поверхности для создания сложных, многоматериальных паттернов. В частности, на каждую ступень на каждую ловушку наносили одну частицу для формирования коллоидных массивов с определенной геометрией и составом, продиктованным исключительно геометрией ловушек и последовательностью заполнения. Что касается бактериальной структуры, то описываются единичные осаждения, в результате чего одна бактерия осаждается на каждую ловушку. Как только клетки получают рисунок на поверхности, микрофлюидный канал промывается средой для стимулирования роста бактерий, что является предварительным этапом любого одноклеточного исследования.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Подготовка силиконового мастера

ПРИМЕЧАНИЕ: Шаблоны PDMS, содержащие микрофабрикированные ловушки, которые образуют шаблон для коллоидного и микробного паттерна, были изготовлены в соответствии с методом, представленным Geissler et al. 17. Кремниевый мастер был подготовлен методом обычной литографии в чистом помещении. Ознакомьтесь со следующими шагами для процедуры и таблицей материалов для оборудования.

  1. Проектирование функций с помощью программного обеспечения автоматизированного проектирования (САПР).
  2. Подготовьте хромированную маску со слоем положительного фоторезиста, обнажив разработанные особенности с помощью прямого УФ-лазера.
    1. Разработайте хромированную маску со спин-разработчиком, используя разработчика при соотношении фоторезиста к воде 1:4 в течение 15 с.
    2. Погрузите маску в хромовый травиль на 50 с.
    3. Плазменная обработка кремниевой пластиной 10 см в течение 3 мин при 600 Вт.
    4. Осаждение парами слоя гексаметилдисилизана и выпекание при 110 °C для улучшения адгезии к фоторезисту.
    5. Нанесите слой фоторезиста на 4 500 × г в течение 2 мин.
    6. Подвергайте функцию воздействию ультрафиолета через хромированную маску с выравнивателем маски в течение 2 с и разрабатывайте с разработчиком как для маски.
  3. Чтобы завершить изготовление кремниевого мастера, травите пластину с помощью глубокого реакционноспособного ионного обмена, регулируя время травления (<2 мин) для достижения желаемой глубины (измеренной с помощью профилометра).

2. Микроканальная подготовка пресс-форм

  1. Спроектируйте канал с помощью программного обеспечения CAD и нарежьте его с помощью программного обеспечения слайсера, чтобы преобразовать разработанную модель в инструкции для 3D-принтера, установив расстояние нарезки на 0,05 мм.
  2. Печать канала с помощью 3D-принтера в течение ~1 ч.
  3. Мойте и вытирайте форму в специальной отверждающей и стиральной машине.
    1. Поместите форму в емкость, наполненную чистым изопропиловым спиртом (IPA) и вихреобразите жидкость (промыть в течение 20 мин). Выньте контейнер, наполненный IPA, из машины.
    2. После того, как вымытая форма будет удалена из контейнера IPA, поместите ее обратно в стиральную и отверждающую машину и вытрите ее в течение 15 минут при 35 °C.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В Таблице материалов сообщается о 3D-принтере и отверждающей и стиральной машине, используемой в протоколе подготовки пресс-формы. 3D-модель была разрезана с помощью проприетарного программного обеспечения слайсера 3D-принтера.
  4. Поместите отпечаток в УФ-печь на 12 ч и поместите в духовку при температуре 80 °C в течение 12 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот этап гарантирует, что весь полимер отверждается, а весь неотвержденный полимер удаляется из печати, поскольку это предотвратит отверждение PDMS.
  5. Силанизация плесени путем осаждения из паров трихлора (1H, 1H, 2H, 2H-перфтороктил) силана.
    1. Поместите 3D-форму в вакуумный адсикатор вместе с 20 мкл 100% концентрированного трихлора (1H, 1H, 2H, 2H-перфтороктил) силана, пипетированного на алюминиевой фольге, размещенной близко к пресс-форме.
    2. Создайте вакуум в осушителе для образования пара и оставьте на 40 минут.
    3. Удалите форму из осушителя и промойте ее чистым этанолом, прежде чем вылить на него PDMS.

3. Изготовление микрофлюидного чипа

  1. Приготовьте смесь PDMS путем смешивания эластомера с его сшивающим агентом (Таблица материалов). Энергично перемешайте смесь, чтобы равномерно смешать два компонента, пока не образуются пузырьки воздуха, и смесь PDMS не будет выглядеть непрозрачной.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество поперечного компоновщика должно составлять 10% от массы от количества эластомера.
  2. Дегазировать смесь эластомера и сшивающего агента в вакуумном осушителе для удаления захваченных пузырьков воздуха. Переложите смесь в осушителе в контейнер, используемый для смешивания (этап 3.1). Продолжайте процесс дегазации до тех пор, пока все пузырьки не будут удалены и смесь снова не станет прозрачной.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Время, обычно необходимое для высыхания, составляет 30 минут.
  3. Налейте 3 г смеси на кремниевый мастер для получения шаблона, который будет служить «полом» микрофлюидного чипа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Толщину слоя PDMS можно настроить, изменив количество смеси, налитой на кремниевый мастер.
    1. Чтобы получить шаблон толщиной 400 мкм, налейте 3 г PDMS на кремниевый мастер, поместите кремниевый мастер на спин-коатер и спиновое покрытие на 21 × г в течение 5 с и 54 × г в течение 10 с, а затем снова дегазируйте, как описано на этапе 3.2, чтобы удалить захваченные пузырьки воздуха.
  4. Вылейте 20 г смеси PDMS на 3D-печатную форму, чтобы сделать микроканал, который будет служить «крышей» микрофлюидного чипа, и дегазировать его, как описано в шаге 3.2 в течение 30 мин.
  5. Выпекайте кремниевую пластину и 3D-печатную форму при температуре 70 °C в течение не менее 2 ч.
  6. Снимите слой PDMS с 3D-печатной формы, вырежьте PDMS лезвием вокруг микроканалов и пробьете отверстия, которые будут служить входом и выходом микрофлюидного канала.
  7. Снимите PDMS с кремниевого мастера и разрежьте слой PDMS на более мелкие куски с теми же размерами микрофлюидных каналов, которые будут скреплены поверх шаблонов.
  8. Аккуратно протрите шаблоны и микроканалы с помощью 1% моющего раствора (см. Таблицу материалов) в течение 5 мин, а затем промойте деионизированной водой. Далее промойте шаблоны и микроканалы изопропанолом и промойте их деионизированной водой. Высушите шаблоны и микроканалы при комнатной температуре в течение 1 мин сжатым воздухом при 1 баре.
  9. Поместите шаблоны и микроканалы в плазмоочиститель с поверхностями, которые должны быть склеены, обращенными вверх. Включите плазмоочиститель, и плазменная обработка шаблонов и микроканалов в течение 40 с. Извлеките их из плазменного очистителя и немедленно свяжите микроканалы поверх шаблонов, поместив их в контакт друг с другом.
  10. Храните микрофлюидные чипсы в духовке при температуре 70 °C в течение пяти дней, чтобы обеспечить гидрофобное восстановление PDMS и иметь отступающий угол контакта в оптимальном диапазоне, от 30 до 60 ° 10,11.

4. Бактериальный паттерн

  1. За сутки до начала эксперимента вырастите популяцию кишечной палочки (штамм MG1655 prpsM-GFP). Инокулируют культуру непосредственно из замороженного бульона и выращивают в течение ночи в течение 20 ч в среде лизогенного бульона (LB) в шейкерном инкубаторе при 37 °C. Добавьте 50 мкг/мл канамицина, чтобы клетки сохранили плазмиду prpsM-GFP.
  2. В день эксперимента установите коробчатый инкубатор (рисунок 2А) при 37 °C за несколько часов до начала эксперимента, чтобы иметь равномерную и стабильную температуру перед началом эксперимента. Настройте шприцевой насос и нагретую стеклянную пластину на ступень микроскопа (рисунок 2B,C), установив температуру на той же температуре, что и в коробчатом инкубаторе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Коробчатый инкубатор, в который заключена вся система, включая микроскоп (рисунок 2Е), обеспечивает поддержание равномерной и постоянной температуры на протяжении всего эксперимента при промывке канала средой.
  3. За девяносто минут до эксперимента поместите микрофлюидный чип в сосуд, наполненный 100% этанолом (EtOH) и промывайте канал 100% EtOH в течение не менее 10 минут. Поместите микрофлюидный чип в вакуумный осушитель и дегазируйте не менее чем на 30 минут. Замените EtOH дистиллированной водой и обработайте чип в вакууме не менее 30 минут. Поместите микрофлюидный чип в духовку при 70 °C в течение 10 минут, чтобы удалить любые следы жидкости, оставшиеся в канале.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот этап необходим для предотвращения образования пузырьков в канале при промывке питательной средой. Этот протокол предотвращения пузырьков был адаптирован из Wang et al.18.
  4. Пипетка 1 мл среды 3-(N-морфолино)пропансульфоновой кислоты (МОПС) (1x) во флакон центрифуги и добавить 10 мкл 0,132 М фосфата калия (K2HPO4). Возьмите культуру на ночь из инкубатора с температурой 37 °C и аликвотируйте 100 мкл во флакон центрифуги и центрифугируйте культуру при 2 300 × г в течение 2 мин. Аккуратно выпейте супернатант из флаконов центрифуги и повторно суспендируйте гранулу в 1 мл свежей среды MOPS с 0,015% v/v Tween 20 и 0,01% v/v калия фосфата.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Типичная концентрация бактериальной суспензии находится в диапазоне 0,015-0,15 об.%, что обеспечивает образование расширенной и подвижной зоны накопления и предотвращает накопление частиц на подложке. Замена ночной среды на свежую среду минимизирует риски высвобождения пленок бактерий на шаблоне. Отсутствие источника углерода в свежей среде препятствует росту клеток в суспензии во время шаблонного моделирования. Концентрация 0,015% v/v Tween 20 в суспензии необходима для того, чтобы угол контакта отступающей жидкости на шаблоне PDMS находился в оптимальном диапазоне, между 30 и 60°.
  5. Загрузите бактериальную суспензию в шприц объемом 1 мл и подключите шприц к чипу через микрофлюидную трубку.
    1. Чтобы закрепить соединение между шприцем и трубкой, непосредственно вставьте в трубку иглу с наружным диаметром 0,6 мм. Чтобы избежать рассеивания любой суспензии, оставшейся в непосредственной близости от входного отверстия по каналу, промывайте свежую среду через отверстие, используемое в качестве выхода во время процесса моделирования (рисунок 3A-III), а не отверстие, используемое в качестве входного отверстия.
    2. Установите шприц на шприцевой насос и впрыскивайте суспензию в микрофлюидную стружку через входное отверстие, расположенное в верхней части канала, пока подвеска не закроет область шаблона ловушками.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время процесса впрыска жидкости воздух может выходить через выходное отверстие, расположенное в нижнем конце канала.
    3. Установите шприцевой насос для вывода бактериальной суспензии (рис. 3А-I) со скоростью потока 0,07-0,2 мкл/мин, что в описанной геометрии соответствует скорости отступления мениска 80-100 мкм/мин.
    4. Контролируйте процесс формирования паттернов с помощью программного обеспечения микроскопа.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь 10-кратное увеличение использовалось для мониторинга отступающего мениска на шаблоне, а 20-кратное увеличение использовалось для мониторинга осаждения отдельных бактерий в микрофабрикированные ловушки.
  6. После того, как шаблон был структурирован с ячейками (рисунок 3A-II), увеличьте скорость потока вывода, чтобы быстро опорожнить микрофлюидный канал и промыть его свежим LB, который ранее был дегазирован в течение не менее 30 мин и предварительно расплавлен при 30 °C.
  7. Установите шприцевой насос со скоростью потока 2 мкл/мин, чтобы осторожно промыть канал. После заполнения канала увеличьте скорость потока (15 мкл/мин) в соответствии с конкретными экспериментальными потребностями.
  8. Получайте изображения растущих бактерий при желаемом увеличении и временном интервале.

5. Коллоидный рисунок

  1. Пипетка 900 мкл 0,015% v/v Tween 20 водным раствором во флакон центрифуги и пипетка 100 мкл исходной коллоидной суспензии в нее. Центрифугируют суспензию при 13 500 × г в течение 1 мин. Аккуратно удалите супернатант и замените его водным раствором Tween 20 (0,015% v/v). Повторите этот процесс три раза, чтобы обеспечить полную замену растворителя поставщика из складской суспензии.
  2. Загрузите коллоидную суспензию в шприц объемом 1 мл и подключите шприц к чипу через микрофлюидную трубку. Введите суспензию в микрофлюидную стружку через входное отверстие, расположенное в центральной секции, в верхней части канала, и постепенно нажимайте на подвеску, пока шаблон не будет покрыт.
  3. Извлеките коллоидную суспензию со скоростью потока 0,07-0,2 мкл/мин, что соответствует скорости отступления мениска 1-2 мкм/мин, и визуализируйте процесс формирования с помощью программного обеспечения микроскопа. Используйте 10-кратное увеличение для мониторинга отступающего мениска на шаблоне и 20-кратное увеличение для наблюдения за осаждением отдельных частиц в микрофабрикированные ловушки. Увеличьте скорость потока, как только мениск достигнет конца шаблона, чтобы быстро опорожнить канал.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Коллоидные массивы, состоящие из нескольких частиц, могут быть получены путем последовательного запуска процесса моделирования с этапов 5.1 до 5.3. Канал загружается новой коллоидной суспензией на каждой итерации в соответствии с желаемым составом коллоидных массивов. Каждый этап моделирования добавляет одну частицу к коллоидному массиву и может выполняться последовательно, пока ловушки не будут заполнены желаемой последовательностью частиц. Состав полученных коллоидных массивов задается исключительно последовательностью коллоидных суспензий, используемых для заполнения ловушек (рис. 3В).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Была разработана микрофлюидная платформа, которая использует сборку с помощью капиллярности для формирования коллоидных частиц и бактерий в ловушки, микрофабрикованные на шаблоне PDMS. Две различные геометрии каналов были разработаны для оптимизации структурирования коллоидов и бактерий через сборку с помощью капиллярности. Геометрия первого канала (рисунок 1B) состоит из трех параллельных секций длиной 23 мм без физического барьера между ними. Две секции по бокам имеют ширину 5 мм и высоту ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Микрофлюидная платформа, описанная здесь, позволяет структурировать микроразмерные объекты, такие как коллоиды и бактерии, в предписанные пространственные расположения на субстрате PDMS. Полный контроль над условиями окружающей среды, предлагаемый микрофлюидикой, и способность моделировать клетки с микрометрической точностью, предоставляемой технологией sCAPA, делают ее очень перспективной платформой для будущих исследований физиологии и экологии.

В экспериментах, представленных в этой работе,...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы признают поддержку со стороны гранта SNSF PRIMA 179834 (для E.S.), исследовательского гранта ETH-15 17-1 (R. S.) и премии Гордона и Бетти Мур Foundation Investigator Award по водному микробному симбиозу (грант GBMF9197) (R. S.). Авторы благодарят доктора Мигеля Анхеля Фернандеса-Родригеса (Университет Гранады, Испания) за визуализацию бактерий SEM и за проницательные дискуссии. Авторы благодарят д-ра Джен Нгуен (Университет Британской Колумбии, Канада), д-ра Лауру Альварес (ETH Zürich, Швейцария), Кэмерона Боггона (ETH Zürich, Швейцария) и д-ра Фабио Грилло за проницательные дискуссии.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Alcatel AMS 200SE I-Speederреактивнойионной обработки Alcatel Моющее
AlconoxПроявитель
MicroChemicalsAZ400K
BD 10 мл Шприц (Luer-Lock)BD300912используется для смыва свежего бульона Lysogeny в микрофлюидный канал
Box IncubatorLife Услуги визуализациииспользуются для обеспечения равномерной и постоянной температуры в канале
m (red)microParticles GmbHPS-FluoRed-Fi267
Флуоресцентные частицы PS диаметром 1,08 & микро; m (green)microParticles GmbHPS-FluoGreen-Fi182
Флуоресцентные частицы PS диаметром 2,07 & микро; m (green)microParticles GmbHPS-FluoGreen-Fi183
Флуоресцентные частицы PS диаметром 2,08 & микро; m (красный)microParticles GmbHPS-FluoRed-Fi180
Gigabatch 310 MPVA TePlaиспользуется для плазменной обработки 10 см силиконовой пластины
H401-T-CONTROLLEROkolabконтроллер нагреваемой стеклянной пластины
H601-NIKON-TS2R-GLASSOkolabнагреваемая стеклянная пластина
Heidelberg DWL 2000Heidelberg Instrumentsпрямой ультрафиолетовый лазер
writer Инсулиновые шприцы, U 100, с люэромCodan Medical ApSCODA621640шприц объемом 1 мл, используемый для забора жидкой суспензии в процессе моделирования
KlayoutOpensourceиспользовал для разработки функций на силиконовом мастере
LB Broth, Miller (Luria-Bertani)Fisher Scientific244610Лизогенный бульон, промытый в микрофлюидный канал
Masterflex трубка для переносаMasterflexHV-06419-050,020'' ID, 0,06'' OD
MOPS (10x)TeknovaM2101разбавленная в десять раз водой milliQ и используемая для замены ночного носителя
Nikon Eclipse Ti2микроскоп Nikon Instruments
openSCADOpensourceиспользуется для проектирования пресс-формы
OPTIspin SB20ATM group51-0002-01-00проявитель спина
Плазменная камера ZeptoDiener ElectronicZEPTO-1используется для плазменной обработки шаблона и микроканала для их соединения
Положительный фоторезист AZ1505MicroChemicalsAZ1505
Фосфат калия двухконтурныйSigma AldrichP3786добавлен в MOPS 1x
Prusa Отверждаемая и моечная машина CW1SPrusaиспользуется для обеспечения отверждения всего полимера и удаления неотвержденного полимера из формы
Prusa Resin - ToughPrusa Research a.s.УФ-светочувствительная жидкая смола 405 нм для 3D-печати
3D-принтер Prusa SL1Prusaиспользуется для печати пресс-формы
ВесыVWR-CH611-2605используются для взвешивания смеси PDMS
Силиконовая пластина (10 см)Silicon Materials Inc.N/Phos < 100> 1-10 и омега; см
Sü ss MA6 Выравниватель маскиSUSS MicroTec Groupиспользуется для выравнивания хром-стеклянной маски и подложки, а также для экспонирования подложки
Sylgard 184Dow Corningнабор силиконовых эластомеров; отвердитель
Techni Etch Cr01Technicхромовый травитель
Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) силанSigma Aldrich448931используется для силианизации 3D-печатной формы
TWEEN 20Sigma AldrichP1379используется для обеспечения оптимального угла удаления контакта в процессе нанесения рисунка
Veeco Dektak 6 MVeecoпрофилометр
VTC-100 Vacuum Spin CoaterMTI corporationвакуумный прядильный коатинг
Система глубокой средствоЦентрифуга Eppendorf 5424R используется для замены ночных сред на свежие минимальные среды Флакон центрифуги Eppendorf 30120086 1,5 мл CETONI Base 120 CETONI GmbH Шприцевой насос Флуоресцентные частицы ПС диаметром 0,98 &;

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Choi, C. H., et al. Preparation of bacteria microarray using selective patterning of polyelectrolyte multilayer and poly(ethylene glycol)-poly(lactide) deblock copolymer. Macromolecular Research. 18 (3), 254-259 (2010).
  2. Smriga, S., Fernandez, V. I., Mitchell, J. G., Stocker, R. Chemotaxis toward phytoplankton drives organic matter partitioning among marine bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (6), 1576-1581 (2016).
  3. Thomas, C. M., Nielsen, K. M. Mechanisms of, and barriers to, horizontal gene transfer between bacteria. Nature Reviews Microbiology. 3 (9), 711-721 (2005).
  4. Suo, Z., Avci, R., Yang, X., Pascual, D. W. Efficient Immobilization and patterning of live bacterial cells. Langmuir. 24 (8), 4161-4167 (2008).
  5. Kane, B. J., Zinner, M. J., Yarmush, M. L., Toner, M. Liver-specific functional studies in a microfluidic array of primary mammalian hepatocytes. Analytical Chemistry. 78 (13), 4291-4298 (2006).
  6. Akselrod, G. M., et al. Laser-guided assembly of heterotypic three-dimensional living cell microarrays. Biophysical Journal. 91 (9), 3465-3473 (2006).
  7. Cerf, A., Cau, J. C., Vieu, C., Dague, E. Nanomechanical properties of dead or alive single-patterned bacteria. Langmuir. 25 (10), 5731-5736 (2009).
  8. Cerf, A., Cau, J. C., Vieu, C. Controlled assembly of bacteria on chemical patterns using soft lithography. Colloids and Surfaces: B Biointerfaces. 65 (2), 285-291 (2008).
  9. Rozhok, S., et al. Attachment of motile bacterial cells to prealigned holed microarrays. Langmuir. 22 (26), 11251-11254 (2006).
  10. Xu, L., et al. Microcontact printing of living bacteria arrays with cellular resolution. Nano Letters. 7 (7), 2068-2072 (2007).
  11. Ingham, C. J., et al. The micro-Petri dish, a million-well growth chip for the culture and high-throughput screening of microorganisms. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (46), 18217-18222 (2007).
  12. Moffitt, J. R., Lee, J. B., Cluzel, P. The single-cell chemostat: an agarose-based, microfluidic device for high-throughput, single-cell studies of bacteria and bacterial communities. Lab on a Chip. 12 (8), 1487-1494 (2012).
  13. Ni, S., Isa, L., Wolf, H. Capillary assembly as a tool for the heterogeneous integration of micro- and nanoscale objects. Soft Matter. 14 (16), 2978-2995 (2018).
  14. Ni, S., Leemann, J., Buttinoni, I., Isa, L., Wolf, H. Programmable colloidal molecules from sequential capillarity-assisted particle assembly. Science Advances. 2 (4), 1501779(2016).
  15. Ni, S., Leemann, J., Wolf, H., Isa, L. Nanoparticle Insights into mechanisms of capillary assembly. Faraday Discussions. 181, 225-242 (2014).
  16. Pioli, R., et al. Sequential capillarity-assisted particle assembly in a microfluidic channel. Lab on a Chip. 21 (5), 888-895 (2021).
  17. Geissler, M., et al. Fabrication of metal nanowires using microcontact printing. Langmuir. 19 (15), 6301-6311 (2003).
  18. Wang, Y., et al. Systematic prevention of bubble formation and accumulation for long-term culture of pancreatic islet cells in microfluidic device. Biomedical Microdevices. 14 (2), 419-426 (2012).
  19. Crowley, L. C., et al. Measuring cell death by propidium iodide uptake and flow cytometry. Cold Spring Harbor Protocols. 7, 647-651 (2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microorganism PatterningCapillarity Assisted AssemblyMicrofluidic PlatformColloidal Particle PatterningSingle Cell AnalysisMicrofluidic ChannelPDMS MicrofabricationBacterial Cell PatterningSequential DepositionMicrobe Microbe Interactions

Related Articles